Methodenartikel

Bepaling van zelf- en inter-(in)compatibiliteitsrelaties in abrikoos die handbestuiving, microscopie en genetische analyses combineren

DOI:

10.3791/60241

⸱

16 juni 2020

 ,  ,  , 
1Unidad de Hortofruticultura, Centro de Investigación y Tecnología Agroalimentaria de Aragón (CITA), 2Instituto Agroalimentario de Aragón - IA2 (CITA-Universidad de Zaragoza), 3Instituto de Hortofruticultura Subtropical y Mediterránea La Mayora (IHSM La Mayora-UMA-CSIC)

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We presenteren een methodologie om de bestuivingsvereisten van abrikoos(Prunus armeniëca L.) cultivars vast te stellen die de bepaling van zelf-(in)compatibiliteit door fluorescentiemicroscopie combineren met de identificatie van het S-genotype door PCR-analyse.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zelf-incompatibiliteit in Rosaceae wordt bepaald door een Gametophytic Self-Incompatibility System (GSI) dat voornamelijk wordt gecontroleerd door de multiallelic locus S. In abrikoos wordt de bepaling van zelf- en inter-(in)compatibiliteitsrelaties steeds belangrijker, omdat het vrijkomen van een belangrijk aantal nieuwe cultivars heeft geleid tot de toename van cultivars met onbekende bestuivingsvereisten. Hier beschrijven we een methodologie die de bepaling van zelf-(in)compatibiliteit met handbestuivingen en microscopie combineert met de identificatie van het S-genotypedoor PCR-analyse. Voor zelf-(in)compatibiliteitsbepaling werden bloemen in het ballonstadium van elke cultivar verzameld in het veld, met de hand bestoven in het laboratorium, vast, en gekleurd met anilineblauw voor de observatie van pollenbuisgedrag onder de fluorescentiemicroscopie. Voor het tot stand brengen van onverenigbaarheidsrelaties tussen cultivars werd DNA van elke cultivar uit jonge bladeren gehaald en werden S-allelesgeïdentificeerd door PCR. Deze aanpak maakt het mogelijk om incompatibiliteitsgroepen vast te stellen en incompatibiliteitsrelaties tussen cultivars op te helderen, wat een waardevolle informatie biedt om geschikte bestuivers te kiezen bij het ontwerpen van nieuwe boomgaarden en om geschikte ouders in fokprogramma's te selecteren.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zelf-incompatibiliteit is een strategie van bloeiende planten om zelfbestuiving te voorkomen en outcrossing te bevorderen1. In Rosaceae wordt dit mechanisme bepaald door een Gametophytic Self-Incompatibility System (GSI) dat voornamelijk wordt gecontroleerd door de multiallelic locus S2. In de stijl codeert het RNase-gen de S-stylar determinant, een RNase3, terwijl een F-box eiwit, dat de S-pollendeterminant bepaalt, wordt gecodificeerd door het SFB-gen 4. De zelf-onverenigbaarheid interactie vindt plaats door de remming van pollen buis groei langs de stijl het voorkomen van de bevruchting van de ovule5,6.

In abrikoos, een ras vernieuwing heeft plaatsgevonden wereldwijd in de afgelopen twee decennia7,8. Deze introductie van een belangrijk aantal nieuwe cultivars, uit verschillende publieke en private veredelingsprogramma's, heeft geresulteerd in de toename van abrikozencultivanten met onbekende bestuivingsvereisten8.

Verschillende methoden zijn gebruikt om de bestuivingsvereisten in abrikoos te bepalen. In het veld kan zelf-(in)compatibiliteit worden vastgesteld door gecontroleerde bestuivingen in gekooide bomen of in ontlaste bloemen en vervolgens het percentage fruitset9,10,,11,12registreren . Bovendien zijn in het laboratorium gecontroleerde bestuivingen uitgevoerd door een semi-in vivo bloementeelt en analyse van het gedrag van de pollenbuis onder fluorescentiemicroscopie8,13,14,15,16,17. Onlangs hebben moleculaire technieken, zoals PCR-analyse en sequencing, de karakterisering van onverenigbaarheidsrelaties mogelijk gemaakt op basis van de studie van de RNase- en SFB-genen 18,19. In abrikoos zijn drieëndertig S-allelen gemeld (S1 tot S20, S22 tot S30, S52, S53, Sv, Sx), inclusief één allel in verband met zelfcompatibiliteit (Sc)12,18,20,21,22,23,24. Tot nu toe zijn 26 onverenigbaarheidsgroepen bij deze soort ge stablished volgens het S-genotype S8,9,,17,25,26,27. Cultivars met Sdezelfde S-allelen zijn onderling onverenigbaar, terwijl cultivars met ten minste één verschillend S-allelen bijgevolg in verschillende onverenigbare groepen intercompatibel zijn.

Om de bestuivingsvereisten van abrikozencultivivars te definiëren, beschrijven we een methodologie die de bepaling van zelf-(in)compatibiliteit door fluorescentiemicroscopie combineert met de identificatie van het S-genotype door PCR-analyse in abrikozencultivivars. Deze aanpak maakt het mogelijk om incompatibiliteitsgroepen vast te stellen en incompatibiliteitsrelaties tussen cultivars op te helderen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Zelf-(in)compatibiliteitsbepaling

  1. Proef de bloemen in het veld. Het is noodzakelijk om de bloemen te verzamelen op ballonstadium(figuur 1A), overeenkomend met fase 58 op de BBCH-schaal voor abrikoos28, om ongewenste eerdere bestuiving te voorkomen.
  2. Zelf- en kruisbestuivingen in het laboratorium
    1. Verwijder de anthers van de bloemen op ballon stadium en leg ze op een stuk papier te drogen op laboratoriumtemperatuur.
    2. Na 24 uur zeef je de stuifmeelkorrels met behulp van een fijn gaas (0,26 mm) (figuur 1B).
    3. Emasculate een groep van 30 bloemen op dezelfde ballon stadium voor elke zelfbestuiving en kruisbestuiving en plaats de stampers op bloemist schuim in water op laboratoriumtemperatuur (Figuur 1C).
    4. Hand bestuiven de stampers met behulp van een penseel met stuifmeel van bloemen van dezelfde cultivar 24 uur na emasculatie. Bovendien bestuiven een andere set van stampers van elke cultivar met stuifmeel van bloemen van een compatibele bestuiver als controle(Figuur 1D).
    5. Na 72 uur bevestigt u de stampers in een fixatieve oplossing van ethanol/azijnzuur (3:1) voor ten minste 24 uur bij 4 °C29. Gooi vervolgens de fixatieve en voeg 75% ethanol ervoor te zorgen dat de monsters volledig worden ondergedompeld in de oplossing. Monsters kunnen in deze oplossing bij 4 °C worden bewaard tot gebruik8,17,30,31,32.
  3. Evaluatie van de levensvatbaarheid van stuifmeel door in vitro pollen kiemkracht
    1. Ter voorbereiding van het kiemmiddel gewicht 25 g sacharose, 0,075 g boorzuur (H3BO3) en 0,075 g calciumnitraat (Ca(NR3)2)33.
    2. Voeg de componenten van het medium toe in 250 mL gedestilleerd water en los volledig op.
    3. Stollen het medium toe te voegen 2 g agarose en meng door werveling.
    4. Controleer de pH van het medium met behulp van een pH-meter en pas de waarde aan op 7.0 met NaOH- of HCl-oplossing.
    5. Autoclave het mengsel om het medium te steriliseren.
    6. Na autoclaving koel je het medium af en verdeel je het in petrischaaltjes in een steriele laminaire flow hood.
    7. Verstrooi de stuifmeelkorrels van dezelfde cultivars die worden gebruikt voor de gecontroleerde bestuivingen in het gestolde pollenkiemingsmedium en observeer ze onder de microscoop na 24 uur6.
      OPMERKING: Om de laminaire stroomkap te steriliseren, reinigt u het oppervlak met 70% ethanol en schakelt u de UV-lamp gedurende 10 minuten in.
    8. Bewaar de petrischaaltjes in een koelkast op 4 °C tot gebruik.
  4. Microscopie-waarnemingen
    1. Was de stampers drie maal gedurende 1 uur met gedestilleerd water en laat ze in 5% natriumsulfiet bij 4 °C. Na 24 uur, autoclave ze op 1 kg/cm2 gedurende 10 min in natriumsulfiet om de weefsels te verzachten34.
    2. Plaats de autoclaved pistils over een glazen glijbaan en verwijder, met behulp van een scalpel, de trichomen rond de eierstok om een betere visualisatie van de pollenbuizen te krijgen. Dan, squash de stampers met een cover glas.
    3. Bereid 0,1% (v/v) aniline blauwe vlek: meng 0,1 mL aniline blauw in 100 mL van 0,1 N kalium fosfaat tribasic (K3PO4). Breng een druppel anilineblauw aan over de preparaten om calloseafzettingen te bevlekken tijdens de groei van de pollenbuis.
    4. Observeer de stuifmeelbuizen langs de stijl door een microscoop met UV-epifluorescentie met behulp van 340-380 bandpass en 425 longpass filters.

2. DNA-extractie

  1. Monster 2-3 bladeren in het veld in het voorjaar. Het wordt aanbevolen om de bladeren in jonge stadia te bemonsteren, omdat dna verkregen van hogere kwaliteit en lagere niveaus van fenolische verbindingen is in vergelijking met oude bladeren.
  2. Haal Genomic DNA naar aanleiding van de stappen beschreven in een commercieel beschikbare kit (zie Tabel van materialen).
  3. Analyseer de kwantiteit en kwaliteit van de DNA-concentraties met uv-visspectrfotometer (260 nm).

3. SS-allel identificatie

  1. Opzetten van de PCR-reacties
    1. Bereid een verdunning van 50 ng/μL in gedestilleerd water van elk DNA-extractiemonster.
    2. Ontdooi de PCR-reagentia langzaam en houd ze op ijs. Laat het DNA polymerase in de vriezer tot het nodig is.
    3. Bereid de versterkingsreacties voor met behulp van de verschillende combinaties van primers. Maak de PCR-reactiemix door de componenten in tabel 1te combineren. Vortex de PCR reactie meng goed en verdeel het volume aangegeven voor de verschillende combinaties van primers naar elke put van de PCR plaat. Voeg vervolgens 1 μL van de DNA-verdunning toe in elke put.
    4. Plaats de PCR-plaat in de thermocycler en voer het bijbehorende PCR-programma uit dat in tabel 1wordt weergegeven.
  2. Analyseer de versterkte fragmenten. Er zijn voornamelijk twee verschillende manieren om de PCR versterkte fragmenten te analyseren: capillaire elektroforese (CE) met fluorescerende primers of als visualiseren amplicons van agarose gel elektroforese met niet-geëtiketteerde primers.
    1. Capillaire elektroforese
      1. Om de laadbuffer voor te bereiden, mengt u 35 μL gedeïioneerde formamide met 0,45 μL gelabelde maatstandaard. Vortex het reagens goed te mengen, en vervolgens 35,5 μL in de put van de lezer plaat.
      2. Voeg 1 μL van het PCR-product toe aan de put. Voeg bovendien een druppel minerale olie toe om verdamping van water te voorkomen.
      3. Bereid de scheidingsplaat voor en voeg de scheidingsbuffer toe.
      4. Gebruik de commerciële software die bij de genanalyzer is meegeleverd (zie Tabel van materialen). Maak een nieuwe monsterplaat en sla de monsternamen voor alle putten op de plaat.
      5. Selecteer de analysemethode. In dit geval de monsters ontrijpen bij 90 °C voor 120 s, injecteren bij 2,0 kV voor 30 s en scheiden bij 6,0 kV gedurende 35 minuten.
      6. Plaats de twee platen in de genanalyzer. Vul de capillaire array met gedestilleerd water.
      7. Laad de gepatenteerde lineaire polyacrylamide (LPA) gel. Klik tot slot op Uitvoeren.
    2. Gel Elektroforese
      1. Bereid een 1% agarose gel toe toevoegen 1,5 g van moleculaire biologie graad agarose in 150 mL van 1x TAE (Tris-acetaat-EDTA) elektroforese lopende buffer (40 mM Tris, 20 mM azijnzuur, en 1 mM EDTA bij pH 8.0). Los de agarose op door magnetronverwarming gedurende 2-3 min.
      2. Om het DNA te visualiseren, voeg je 4 μL van een nucleïnezuurvlek toe (zie Tabel van Materialen) en meng voorzichtig.
      3. Voeg een gelkam, met voldoende putten voor ladders, bedieningselementen en monsters, toe in een gellade. Giet vervolgens langzaam de mix in het midden van de gellade en vermijd bubbels.
      4. Laat de gel 30-45 minuten afkoelen bij kamertemperatuur tot de gel volledig gestold is. Introduceer de gel in de elektroforese kamer, verwijder de gelkam en vul de kamer met voldoende 1x TAE buffer om de gel te bedekken.
        LET OP: Controleer de plaatsing van de gel. De putten moeten dicht bij de negatieve pool worden geplaatst, omdat negatief geladen DNA naar de kathode migreert.
      5. Voeg 5 μL laadbuffer (0,1% (v/v) bromophenolblauw) toe aan de PCR-producten en meng goed.
      6. Om de grootte van de banden te schatten, laadt u 5 μL dna-moleculaire gewichtsladder (zie Tabel van Materialen).
      7. Laad de monsters in de extra putten van de gel.
      8. Zodra alle monsters en de DNA moleculaire gewicht ladder zijn geladen, voer de gel op 90 V voor 1-1,5 uur, totdat de blauwe kleurstof lijn is ongeveer op 75% van de lengte van de gel.
      9. Visualiseer de banden in een transilluminator voor nucleïnezuren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bestuivingsstudies bij abrikoos vereisen het gebruik van bloemen in het late ballonstadium een dag voor de anthese(figuur 1A). Deze fase wordt beschouwd als de meest gunstige voor zowel stuifmeel en stamper collectie, omdat florale structuren zijn bijna volwassen, maar anther dehiscence is nog niet opgetreden. Dit voorkomt de interferentie van ongewenste pollen, niet alleen van stuifmeel van dezelfde bloem, maar ook van andere bloemen, omdat de gesloten bloemblaadjes de koms...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Traditioneel, de meeste commerciële abrikozen Europese cultivars waren zelf-compatibel36. Niettemin heeft het gebruik van Noord-Amerikaanse zelfonverenige cultivars als ouders in fokprogramma's in de afgelopen decennia geresulteerd in de release van een toenemend aantal nieuwe zelfonverenige cultivars met onbekende bestuivingsvereisten7,8,37. Zo wordt de bepaling van zelf- en inter-(in)compatibiliteitsrel...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit onderzoek werd gefinancierd door Ministerio de Ciencia, Innovación y Universidades-European Regional Development Fund, European Union (AGL2016-77267-R en AGL2015-74071-JIN); Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (RFP2015-00015-00, RTA2017-00003-00); Gobierno de Aragón-Europees Sociaal Fonds, Europese Unie (Grupo Consolidado A12_17R), Fundación Biodiversidad en Agroseguro S.A.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Agarose D1 Low EEOConda8010.22
BIOTAQ DNA Polymerase kitBiolineBIO-21060
Bright field microscopeLeica MicrosystemsDM2500
CEQ System SoftwareBeckman Coulter
DNeasy Plant Mini KitQIAGEN69106
dNTP Set, 4 x 25 µmolBiolineBIO-39025
GenomeLab DNA Size Standard Kit - 400Beckman Coulter608098
GenomeLab GeXP Genetic Analysis SystemBeckman Coulter
GenomeLab Separation BufferBeckman Coulter608012
GenomeLab Separation Gel LPA-1Beckman Coulter391438
HyperLadder 100bpBiolineBIO-33029
HyperLadder 1kbBiolineBIO-33025
Image Analysis SystemLeica Microsystems
Molecular Imager VersaDoc MP 4000 system Bio-Rad170-8640
NanoDrop One SpectrophotometerThermo Fisher Scientific13-400-518
pH-Meter BASIC 20Crison
Phusion High-Fidelity PCR KitThermo Fisher ScientificF553S
Power Pack P 25 TBiometra
Primer ForwardIsogen Life Science
Primer ReverseIsogen Life Science
Quantity One SoftwareBio-Rad
Stereoscopic microscopeLeica MicrosystemsMZ-16
Sub-Cell GTBio-Rad
SYBR Safe DNA Gel StainThermo Fisher ScientificS33102
T100 Thermal CyclerBio-Rad1861096
Taq DNA PolymeraseQIAGEN201203
Vertical Stand AutoclaveJP Selecta

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Silva, N. F., Goring, D. R. Mechanisms of self-incompatibility in flowering plants. Cellular and Molecular Life Sciences. 58, 1988-2007 (2001).
  2. Charlesworth, D., Vekemans, X., Castric, V., Glémin, S. Plant self-incompatibility systems: A molecular evolutionary perspective. New phytologist. 168, 61-69 (2005).
  3. Tao, R., et al. Identification of stylar RNases associated with gametophytic self-incompatibility in almond (Prunus dulcis). Plant and Cell Physiology. 38, 304-311 (1997).
  4. Ushijima, K., et al. Structural and transcriptional analysis of the self-incompatibility locus of almond: Identification of a pollen-expressed F-box gene with haplotype-specific polymorphism. The Plant cell. 15, 771-781 (2003).
  5. Bedinger, P. A., Broz, A. K., Tovar-Mendez, A., McClure, B. Pollen-Pistil Interactions and Their Role in Mate Selection. Plant Physiology. 173, 79-90 (2017).
  6. Guerra, M. E., Rodrigo, J. Japanese plum pollination: A review. Scientia Horticulturae. 197, 674-686 (2015).
  7. Zhebentyayeva, T., Ledbetter, C., Burgos, L., Llacer, G. Apricot. Fruit Breeding. Badenes, M. L., Byrne, D. , Springer. Boston, MA. 415-458 (2012).
  8. Herrera, S., Lora, J., Hormaza, J. I., Herrero, M., Rodrigo, J. Optimizing Production in the New Generation of Apricot Cultivars: Self-incompatibility, S-RNase Allele Identification, and Incompatibility Group Assignment. Frontiers in Plant Science. 9, 527(2018).
  9. Egea, J., Burgos, L. Detecting Cross-incompatibility of Three North American Apricot Cultivars and Establishing the First Incompatibility Group in Apricot. Journal of the American Society for Horticultural Science. 121, 1002-1005 (1996).
  10. Rodrigo, J., Herrero, M. Effects of pre-blossom temperatures on flower development and fruit set in apricot. Scientia Horticulturae. 92, 125-135 (2002).
  11. Julian, C., Herrero, M., Rodrigo, J. Flower bud differentiation and development in fruiting and non-fruiting shoots in relation to fruit set in apricot (Prunus armeniaca). Trees. 24, 833-841 (2010).
  12. Muñoz-Sanz, J. V., Zuriaga, E., López, I., Badenes, M. L., Romero, C. Self-(in)compatibility in apricot germplasm is controlled by two major loci, S and M. BMC Plant Biology. 17, 82(2017).
  13. Burgos, L., Berenguer, T., Egea, J. Self- and Cross-compatibility among Apricot Cultivars. HortScience. 28, 148-150 (1993).
  14. Rodrigo, J., Herrero, M. Evaluation of pollination as the cause of erratic fruit set in apricot "Moniqui". Journal of Horticultural Science. 71, 801-805 (1996).
  15. Milatović, D., Nikolić, D., Krška, B. Testing of self-(in)compatibility in apricot cultivars from European breeding programmes. Horticultural Science. 40 (2), 65-71 (2013).
  16. Milatović, D., Nikolić, D., Fotirić-Aksić, M., Radović, A. Testing of self-(in)compatibility in apricot cultivars using fluorescence microscopy. Acta Scientiarum Polonorum, Hortorum Cultus. 12 (6), 103-113 (2013).
  17. Herrera, S., Rodrigo, J., Hormaza, J. I., Lora, J. Identification of Self-Incompatibility Alleles by Specific PCR Analysis and S-RNase Sequencing in Apricot. Int J Mol Sci. 19, 3612(2018).
  18. Romero, C., et al. Analysis of the S-locus structure in Prunus armeniaca L. Identification of S-haplotype specific S-RNase and F-box genes. Plant Molecular Biology. 56, 145-157 (2004).
  19. Halász, J., Pedryc, A., Hegedus, A. Origin and dissemination of the pollen-part mutated SC haplotype which confers self-compatibility in apricot (Prunus armeniaca). New Phytologist. 176, 792-803 (2007).
  20. Halász, J., Hegedus, A., Hermán, R., Stefanovits-Bányai, É, Pedryc, A. New self-incompatibility alleles in apricot (Prunus armeniaca L.) revealed by stylar ribonuclease assay and S-PCR analysis. Euphytica. 145, 57-66 (2005).
  21. Vilanova, S., Romero, C., Llacer, G., Badenes, M. L., Burgos, L. Identification of Self-(in)compatibility Alleles in Apricot by PCR and Sequence Analysis. Journal of the American Society for Horticultural Science. 130, 893-898 (2005).
  22. Feng, J., et al. Detection and transcript expression of S-RNase gene associated with self-incompatibility in apricot (Prunus armeniaca L.). Molecular Biology Reports. 33, 215-221 (2006).
  23. Zhang, L., et al. Identification of self-incompatibility (S-) genotypes of Chinese apricot cultivars. Euphytica. 160, 241-248 (2008).
  24. Wu, J., et al. Identification of S-haplotype-specific S-RNase and SFB alleles in native Chinese apricot (Prunus armeniaca L). Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 84, 645-652 (2009).
  25. Szabó, Z., Nyéki, J. Blossoming, fructification and combination of apricot varieties. Acta Horticulturae. 293, 295-302 (1991).
  26. Halász, J., Pedryc, A., Ercisli, S., Yilmaz, K. U., Hegedűs, A. S-genotyping supports the genetic relationships between Turkish and Hungarian apricot germplasm. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135, 410-417 (2010).
  27. Lachkar, A., et al. Identification of self-(in)compatibility S-alleles and new cross-incompatibility groups in Tunisian apricot (Prunus armeniaca L.) cultivars. The Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 88, 497-501 (2013).
  28. Pérez-Pastor, A., Ruiz-Sánchez, M. C., Domingo, R., Torrecillas, A. Growth and phenological stages of Búlida apricot trees in South-East. Agronomie. 24, 93-100 (2004).
  29. Williams, J. H., Friedman, W. E., Arnold, M. L. Developmental selection within the angiosperm style: using gamete DNA to visualize interspecific pollen competition. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 96, 9201-9206 (1999).
  30. Julian, C., Herrero, M., Rodrigo, J. Anther meiosis time is related to winter cold temperatures in apricot (Prunus armeniaca L.). Environmental and Experimental Botany. 100, 20-25 (2014).
  31. Guerra, M. E., López-Corrales, M., Wünsch, A., Rodrigo, J. Lack of Fruit Set Caused by Ovule Degeneration in Japanese Plum. Journal of the American Society for Horticultural Science. 136 (6), 375-381 (2011).
  32. Guerra, M. E., Wünsch, A., López-Corrales, M., Rodrigo, J. Flower Emasculation as the Cause for Lack of Fruit Set in Japanese Plum Crosses. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135 (6), 556-562 (2010).
  33. Hormaza, J. I., Pinney, K., Polito, V. S. Correlation in the tolerance to ozone between sporophytes and male gametophytes of several fruit and nut tree species (Rosaceae). Sexual Plant Reproduction. 9, 44-48 (1996).
  34. Alcaraz, M. L., Hormaza, J. I., Rodrigo, J. Pistil Starch Reserves at Anthesis Correlate with Final Flower Fate in Avocado (Persea americana). PLOS ONE. 8 (10), 78467(2013).
  35. Tao, R., et al. Molecular typing of S-alleles through Identification, Characterization and cDNA cloning for S-RNases in Sweet Cherry. Journal of the American Society for Horticultural Science. 124, 224-233 (1999).
  36. Burgos, L., et al. The self-compatibility trait of the main apricot cultivars and new selections from breeding programmes. Journal of Horticultural Science. 72, 147-154 (1997).
  37. Hormaza, J. I., Yamane, H., Rodrigo, J. Apricot. Genome Mapping and Molecular Breeding in Plants, Volume 4 Fruits and Nuts. Kole, C. , Springer. New York, NY. 171-187 (2007).
  38. Benmoussa, H., Ghrab, M., Ben Mimoun, M., Luedeling, E. Chilling and heat requirements for local and foreign almond (Prunus dulcis Mill.) cultivars in a warm Mediterranean location based on 30 years of phenology records. Agricultural and Forest Meteorology. 239, 34-46 (2017).
  39. Rodrigo, J., Herrero, M., Hormaza, J. I. Pistil traits and flower fate in apricot (Prunus armeniaca). Annals of Applied Biology. 154, 365-375 (2009).
  40. Williams, R. R. Techniques used in fruit-set experiments. Towards Regulated Cropping. Williams, R. R., Wilson, D. , Grower Books. London. 57-61 (1970).
  41. Sutherland, B. G., Robbins, T. P., Tobutt, K. R. Primers amplifying a range of Prunus S-alleles. Plant Breeding. 123, 582-584 (2004).
  42. Murray, M. G., Thompson, W. F. Rapid isolation of high molecular weight plant DNA. Nucleic Acids Research. 8, 4321-4325 (1980).
  43. Porebski, S., Bailey, L. G., Baum, B. R. Modification of a CTAB DNA Extraction Protocol for Plants Containing High Polysaccharide and Polyphenol Components. Plant Molecular Biology Reporter. 15 (1), 8-15 (1997).
  44. Rogers, S. O., Bendich, A. J. Extraction of DNA from milligram amounts of fresh, herbarium and mummified plant tissues. Plant Molecular Biology. 5 (2), 69-76 (1985).
  45. Hormaza, J. I. Molecular characterization and similarity relationships among apricot (Prunus armeniaca L.) genotypes using simple sequence repeats. Theoretical and Applied Genetics. 104, 321-328 (2002).
  46. Sonneveld, T., Tobutt, K. R., Robbins, T. P. Allele-specific PCR detection of sweet cherry self-incompatibility (S) alleles S1 to S16 using consensus and allele-specific primers. Theoretical and Applied Genetics. 107, 1059-1070 (2003).
  47. Hegedus, A., Lénárt, J., Halász, J. Sexual incompatibility in Rosaceae fruit tree species: molecular interactions and evolutionary dynamics. Biologia Plantarum. 56 (2), 201-209 (2012).
  48. Fernández i Martí, A., Gradziel, T. M., Socias i Company, R. Methylation of the Sf locus in almond is associated with S-RNase loss of function. Plant Molecular Biology. 86, 681-689 (2014).
  49. Company, R. S. i, Kodad, O., Martí, A. F. i, Alonso, J. M. Mutations conferring self-compatibility in Prunus species: From deletions and insertions to epigenetic alterations. Scientia Horticulturae. 192, 125-131 (2015).
  50. Boskovic, R., Tobutt, K. R. Correlation of stylar ribonuclease zymograms with incompatibility alleles in sweet cherry. Euphytica. 90, 245-250 (1996).
  51. Cachi, A. M., Wünsch, A. S-genotyping of sweet cherry varieties from Spain and S-locus diversity in Europe. Euphytica. 197 (2), 229-236 (2014).
  52. Zuriaga, E., et al. An S-locus Independent Pollen Factor Confers Self-Compatibility in "Katy" Apricot. PLoS ONE. 8 (1), 53947(2013).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Self IncompatibilityFluorescence MicroscopyPCR AnalysisS Allele IdentificationCapillary ElectrophoresisAniline Blue StainingPollen Tube GrowthIncompatibility GroupsApricot Cultivars

Gerelateerde artikelen