Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Vaststelling van een varkensmodel van post-myocard hartinfarct voor stamcelbehandeling

6.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/60392

⸱

25 mei 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1Cardiology Division, Department of Medicine, Queen Mary Hospital, University of Hong Kong, 2Shenzhen Institutes of Research and Innovation, University of Hong Kong

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

We hebben getracht een varkensmodel van hartfalen op te stellen dat werd veroorzaakt door linker slagaderblokkades en snelle pacing om het effect en de veiligheid van intramyocardiale toediening van stamcellen voor celgebaseerde therapieën te testen.

Samenvatting

Hoewel vooruitgang is geboekt bij de behandeling van hartfalen (HF) na een hartinfarct (MI), blijft HF na MI een van de belangrijkste oorzaken van mortaliteit en morbiditeit over de hele wereld. Celgebaseerde therapieën voor hartherstel en verbetering van de linker ventriculaire functie nadat MI veel aandacht heeft getrokken. Daarom moeten de veiligheid en werkzaamheid van deze celtransplantaties worden getest in een preklinisch groot diermodel van HF voorafgaand aan klinisch gebruik. Varkens worden veel gebruikt voor onderzoek naar hart-en vaatziekten vanwege hun gelijkenis met de mens in termen van hartgrootte en coronaire anatomie. Daarom hebben we geprobeerd om een effectief protocol voor de oprichting van een varkens chronische HF-model met behulp van gesloten borst kransballon occlusie van de linker circumflex slagader (LCX), gevolgd door snelle ventriculaire pacing geïnduceerd met pacemaker implantatie presenteren. Acht weken later werden de stamcellen toegediend door intramyocardiale injectie in het peri-infarctgebied. Vervolgens werden de infarctgrootte, celoverleving en linker ventriculaire functie (inclusief echocardiografie, hemodynamische parameters en elektrofysiologie) geëvalueerd. Deze studie helpt bij het vaststellen van een stabiel preklinisch groot dier HF-model voor stamcelbehandeling.

Inleiding

Hart- en vaatziekten, coronaire hartziekten (CAD) in het bijzonder, blijven de belangrijkste oorzaak van morbiditeit en mortaliteit in Hong Kong en wereldwijd1. In Hongkong werd een stijging van 26% van 26% van het aantal CAD-patiënten dat onder de Hospital Authority werd behandeld2. Onder alle CADs is een acuut hartinfarct (MI) een belangrijke doodsoorzaak en daaropvolgende complicaties, zoals hartfalen (HF). Deze dragen bij aan aanzienlijke medische, sociale en financiële lasten. Bij patiënten met MI is trombolytische therapie of primaire percutane coronaire interventie (PCI) een effectieve therapie om het leven te behouden, maar deze therapieën kunnen alleen cardiomyocyte (CM) verlies tijdens MI verminderen. De beschikbare behandelingen zijn niet in staat om het permanente verlies van CMs aan te vullen, wat leidt tot hartfibrose, myocardiale remodellering, hartritmestoornissen en uiteindelijk hartfalen. Het sterftecijfer bij 1-jaars post-MI is ongeveer 7% bij meer dan 20% patiënten die HF3ontwikkelen. Bij hf-patiënten met een eindstadium is harttransplantatie de enige beschikbare effectieve therapie, maar wordt het beperkt door een tekort aan beschikbare organen. Nieuwe therapieën zijn nodig om de ontwikkeling van post-MI HF te keren. Als gevolg hiervan wordt celgebaseerde therapie beschouwd als een aantrekkelijke benadering om de aangetaste CMs en de functie van de verminderde linkerventriënt (LV) in HF na MI te herstellen. Onze vorige studies vonden stamceltransplantatie gunstig zijn voor verbetering van de hartfunctie na directe intramyocardiale transplantatie in kleine diermodellen van MI4,5. Gestandaardiseerde preklinische hf-protocollen van grote dieren zijn dus nodig om de werkzaamheid en veiligheid van stamceltransplantatie voor klinisch gebruik verder te testen.

De afgelopen decennia zijn getuige geweest van het wijdverbreide gebruik van varkens in cardiovasculair onderzoek voor stamceltherapie. HF varkens zijn een veelbelovend model van translationeel onderzoek vanwege hun gelijkenis met de mens in termen van hartgrootte, gewicht, ritme, functie, en kransslagader anatomie. Bovendien kunnen porcine HF-modellen post-MI HF-patiënten nabootsen in termen van CM-metabolisme, elektrofysiologische eigenschappen en neuro-endocriene veranderingen onder ischemische omstandigheden6. Het hier gepresenteerde protocol maakt gebruik van een dergelijk gestandaardiseerd varken HF-model, met behulp van een gesloten borst kransballon occlusie van de linker circumflex slagader (LCX) gevolgd door snelle pacing veroorzaakt door pacemaker implantatie. De studie optimaliseert ook de route van intramyocardiale toediening van stamcellen voor de behandeling van post-MI HF. Het doel is om een varkensdiermodel van chronisch hartinfarct te produceren dat kan worden gebruikt om behandelingen te ontwikkelen die klinisch relevant zijn voor patiënten met ernstige CAD.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met de Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren gepubliceerd door de Amerikaanse National Institutes of Health and Regulations van de Universiteit van Hong Kong, en het protocol werd goedgekeurd door het Committee on the Use of Live Animals in Teaching and Research (CULTAR) aan de Universiteit van Hong Kong.

OPMERKING: Vrouwelijke landbouwvarkens met een gewicht van 35-40 kg (9-12 maanden oud) werden gebruikt voor deze studie. Het stroomdiagram van dit experiment wordt weergegeven in figuur 1.

1. Chirurgische ingrepen

  1. Anesthesie en bereiding van het dier
    1. Snel de dieren voor 12 uur en onderworpen aan waterontbering voor 4 uur voor het experiment.
    2. Verdoof de varkens door middel van een intramusculaire injectie van tiletamine+zolezepam (2-7 mg/kg) en xylazine (0,5-1 mg/kg) bereid in 20 mL normale zoutoplossing. Controleer de palpebral reflexen van het dier totdat ze afwezig zijn.
    3. Verwijder het haar van het varken en steriliseer de huid in de nek en de lies voor secties 1.3-1.5. Desinfecteer het operatiegebied 3x met 70% ethanol en betadine.
    4. Plaats een 7 mm endotracheale buis in de varkenstrachea en plaats een 22 G veneuze inwonende naald in de oorveder.
    5. Verplaats het varken op de operatietafel en plaats in een supine positie. Sluit de endotracheale buis aan op het ademhalingskanaal en ventileer het dier mechanisch (inspiratoire/expiratoire tijdverhouding 1:2) met isoflurane (1,5%-2,0% inademing) en zuurstof (0,5-1,5 L/min inademing).
    6. Monitor het oppervlak elektrocardiogram en bloeddruk, en continu controleren van de hartslag, hartritme, en arteriële bloeddruk via elektrofysiologie opnamesystemen.
  2. Echocardiografie
    1. Verplaats het varken naar de linker laterale decubitus positie en vast te stellen op de tafel.
    2. Zet de sonde op het hartzakelijke gebied en voer seriële echocardiografie uit, inclusief 2D- en M-modus beeldvorming, met behulp van een echocardiografisch systeem met hoge resolutie en een 3-9 MHz-transducer bij de uitgangslijn, vóór celtransplantatie en 8 weken na celtransplantatie (Supplemental Figuur 1).
    3. Analyseer alle verkregen beelden met behulp van commerciële software. Bereken de LV-einddiastolische dimensie (LVEDD), LV-eind-systolische dimensie (LVESD), LV-einddiastolvolume (LVEDV), LV-eindsystolisch volume (LVESV), LV-uitwerpingsfractie (LVEF) en wanddikte nadat standaard echocardiografische afbeeldingen zijn verkregen uit het parasternale lange-asweergave.
      OPMERKING: Alle off-line analyses werden uitgevoerd door een andere onafhankelijke operator met behulp van een computerwerkstation. De variabiliteit van de metingen tussen de verschillende waarnemers was 4% gebaseerd op 20 herhaalde willekeurige beelden. Alle echocardiografische metingen werden uitgevoerd in overeenstemming met de aanbevelingen van de American Society of Echocardiography.
  3. Pacemaker implantatie
    1. Verplaats het varken naar de supine positie en bevestig de ledematen van het varken op de tafel met riemen.
    2. Zoek de rechter halsslagader en halsader in de halsslagader (achter de sternocleidomastoïde en omgeven door de stylohyoïde, de digastric spier, en de omohyoid) en isoleer de rechter halsslagader en halsader met hemostatische tangen onder steriele omstandigheden (Supplemental Figuur 2). Ligate het distale uiteinde van de rechter halsslagader en halsader. Naai de twee spieren met 2-0 Vicryl.
    3. Cannulate de rechter halsader met een angiocath en steek een pacemaker leiden tot de rechter ventrikel onder x-ray begeleiding (Figuur 2).
    4. Isoleer de sternocleidomastoïde en de voorste scalene spier met behulp van tangen. Implanteer een pacemaker tussen de twee spieren en naai de twee spieren met 2-0 zijde. Verbind de pacemaker met de leiding.
    5. Herprogrammeer de pacemaker om een back-up VVI-modus (35 bpm) door een pacemaker generator na de transplantatie.
    6. Breng snelle ventriculaire pacing (150 slagen/min) aan om HF te induceren door een pacemakergenerator 4 weken na MI-inductie. Stel vervolgens de pacemaker terug naar de VVI-modus op 8 weken.
  4. Analyse van invasieve drukvolumelus
    OPMERKING: Voer invasieve hemodynamische beoordeling uit bij aanvang, vóór celtransplantatie en 8 weken na celtransplantatie om veranderingen in de LV-functie te beoordelen.
    1. Isoleer de rechter dijbeenslagader en dijbeenader in de dijbeendriehoek (omgeven door de inguinale ligament, sartoriusspier en adductor longusspier) (Supplemental Figuur 2).
    2. Cannulate de rechter dijbeenslagader met een angiocath en plaats een geleidedraad in de slagader via de angiokath. Verwijder de angiokath en kannulatele een 9F schede in de slagader onder begeleiding van de geleiderdraad. Verwijder de geleidedradend.
    3. Cannulate de rechter dijbeenader met een 12F schede zoals beschreven in stap 1.4.2. Steek een ballonkatheter van de geplaatste 12F schede in de inferieure vena cava (IVC) onder röntgenbegeleiding.
    4. Kalibreer een 7 Fr drukvolume (PV) katheter in isotone zoutoplossing met een PV-signaalprocessor.
    5. Plaats de PV katheter in de LV top van de geplaatste 9F schede onder röntgenbegeleiding. Hang de ventilatie op en meet het linker ventriculaire maximale positieve drukderivaat (+dP/dt), eindsystolische druk (ESP) en einddiastolse druk (EDP) met de PV-signaalprocessor.
    6. Meet de eindsystolische drukvolumerelatie (ESPVR) door de PV-signaalprocessor tijdens de occlusie van het IVC.
    7. Start de ventilatie opnieuw op wanneer de procedure is voltooid.
  5. Inductie van MI
    1. Herken het dier amiodaron (5 mg/kg intraveneus meer dan 1 uur) en lidocaïne (1,5 mg/kg intraveneuze bolus) aan het dier vóór inductie van MI om ventriculaire aritmestoornissen te voorkomen.
    2. Cannulate de juiste halsslagader met een 8F schede zoals vermeld in stap 1.4.3.
    3. Voer de coronaire angiografie uit via een 6F JR4 over-the-wire geleidekatheter via de geplaatste schede geleid door standaard C arm fluoroscopie apparatuur.
    4. Occlude de linker circumflex kransslagader (LCX) distaal aan de eerste stompe marginale tak met percutane transluminale coronaire angioplastie (PTCA) dilatatie ballon katheter inflatie onder X-ray begeleiding (Figuur 2).
    5. Injecteer 1 mL van 700 μm spons microsferen gemengd met 3 mL zout bereid in een 10 mL spuit door de ballon katheter om de LCX te blokkeren, dan leeglopen van de ballon en het uitvoeren van een angiogram om de occlusie te bevestigen.
    6. Herhaal de injectieprocedure om een succesvolle volledige blokkade te bereiken.
    7. Controleer de hartslag en het ritme van het dier om hartritmestoornissen te detecteren. Als ventriculaire fibrillatie is gebeurd, gebruik dan een externe, bifasische defibrillator om een sinusritme te herstellen met behulp van 150-300 J-schokken.
  6. Stamcelinjectie
    1. Willekeurig toewijzen van alle dieren met een opmerkelijke aantasting van de hartfunctie (LVEF < 40% op 8 weken na inductie van MI) aan twee verschillende groepen: een die intramyocardiale toediening van 2 x 108 door de mens veroorzaakte pluripotente stamcel-afgeleide mesenchymale stamcellen (hiPSC-MSCs) zal ontvangen, en de andere die geen hiPSC-MSCs zal ontvangen.
    2. Bereid de hiPSC-MSCs in 2 mL van normale zoutoplossing voor intramyocardiale transplantatie. Herhaal vóór intramyocardiale hiPSC-MSCs-transplantatie de anesthesie- en dierbereidingsstappen die in punt 1.1 worden genoemd, dit keer 10 cm rond het apex beat-gebied. Voer linker thoracotomie uit op de 4-5 intercostal ruimte met een oprolmechanisme. Voer pericardiotomie uit om de infarctige zijwand bloot te leggen.
      LET OP: De lengte van de incisie was 10-12 cm.
    3. Gebruik 5-8 intramyocardiale injecties (~0,3 mL per injectie) rond het infarctgebied om kweekmedium(Tabel van Materialen) toe te dienen aan een groep dieren of 2 x 108 hiPSC-MMC's aan de andere groep(figuur 3). Vermijd zorgvuldig any schade aan kransslagaders om het risico op bloeding te verminderen.
    4. Sluit de intercostale ruimte met ijzerdraad en sluit de spierlaag met 2-0 zijde. Naai het onderhuidse weefsel en de huid met 2-0 vicryl.
  7. Intracardiac geprogrammeerde elektrische stimulatie
    1. Voer geprogrammeerde elektrische stimulatie uit met behulp van een programmeerbare stimulator om de inducibility van ventriculaire tachyaritmie (VT) na de celtransplantatietherapie te beoordelen.
    2. Steek een 6F elektrofysiologische katheter in de rechter ventriculaire top via de dijbeenader voordat u alle dieren opoffert.
    3. Geef de intracardie-opnamen weer met het oppervlak elektrocardiogram leidt I, II en III op het elektrofysiologische opnamesysteem met een snelheid van 200 mm/s. Lever een 2 ms pulsbreedte op 2x de diastolische drempel met behulp van een stimulator.
    4. Lever een pacing trein van acht stimuli (S1) op twee drive cycle lengtes (200 ms en 300 ms), gevolgd door een (S2) of twee (S2 en S3) voortijdige extra stimuli.
    5. Verkort de koppelingsintervallen achtereenvolgens tot een ventriculaire effectieve vuurvaste periode of aritmie wordt geïnduceerd. Let op de aanwezigheid van inducible sustained VT (>10 s).

2. Postoperatieve protocol

  1. Postoperatieve geneeskunde
    1. Conventionele farmacologische therapieën uitvoeren voor HF. In het kort, oraal toedienen metoprolol beknopte (25 mg) en ramipril (2,5 mg) aan alle dieren dagelijks.
    2. Intramusculair toedienen enrofloxain (5 mg/kg) en buprenorfine (0,01 mg/kg) gedurende 1 week na de operatie dagelijks aan alle dieren om infectie te voorkomen en pijn te verlichten.
    3. Om immunologische afstoting te minimaliseren, mondeling een steroïde (40 mg/dag mondeling) en cyclosporine (200 mg/dag mondeling) aan alle dieren van 3 dagen voorafgaand aan celtransplantatie aan 8 weken na.
  2. Beoordeling van de infarctgrootte
    1. Euthanaserië de dieren door een overdosis slaapzaal (pentobarbital natrium, 100 mg/kg, IV) aan het einde van het experiment.
    2. Open de kist en verzamel het hart. Spoel het hart in 0,9% zout.
    3. Seriële sectie LV weefsel monsters met een scalpel op 1 cm diktes in de LV dwarse richting.
    4. Selecteer gedeelten van de plakjes die het infarct-myocardium bevatten om de wanddikte en het infarctgebied te meten.
    5. Leg het beeld van deze segmenten vast en analyseer kwantitatief de wanddikte en het infarctgebied met behulp van commerciële beeldanalysesoftware.
    6. Bevestig het weefsel in 10% formaline op 4 °C gedurende een maand. Sluit het weefsel binnen, aangrenzend en ver aan de infarctplaatsen (~1 cm2 stuks) in paraffine in. Sectie in 5 μm plakjes met behulp van een microtome voor histologisch onderzoek.
  3. Celoverleving
    1. Detecteer de engraftment van de getransplanteerde cellen door immunohistochemische kleuring met anti-menselijk nucleair antigeen (HNA) volgens het protocol van de fabrikant.
    2. Leg het beeld vast in drie verschillende secties op vijf willekeurige velden in elk dier en analyseer kwantitatief de positieve cellen in de peri-infarctzone.
      OPMERKING: Het beeldvastleggende systeem en beeldanalysesoftware werden gebruikt om de beelden van de hartsecties vast te leggen en te analyseren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Sterfte
In totaal werden 24 varkens gebruikt in deze studie. Drie van hen stierven tijdens MI inductie als gevolg van aanhoudende VT. Een dier stierf in de open-hart operatie voor cel-injectie als gevolg van wond bloeden. Twee dieren stierven als gevolg van een ernstige infectie. Twee dieren werden uitgesloten vanwege een lichte EF-reductie (LVEF-reductie > 40% van de basislijn). Als gevolg hiervan hebben 16 dieren het hele studieprotocol voltooid.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Standaard diermodellen zijn van het grootste belang om de pathofysiologie en mechanismen van ziekten te begrijpen en nieuwe therapieën te testen. Ons protocol stelt een varkensmodel van HF in, veroorzaakt door linker circumflex slagader blokkade en snelle pacing. Acht weken na de inductie van MI ontwikkelden de dieren een aanzienlijke aantasting van LVEF, LVEDD, LVESD, +dP/dt en ESPVR. Dit protocol test ook de toedieningsmethode van stamceltherapie voor hartregeneratie door intramyocardiale injectie. De infarctgrootte en...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

De auteurs erkennen Alfreda en Kung Tak Chung voor hun uitstekende technische ondersteuning tijdens de dierproeven.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AmiodaroneMylan--
Anesthesiemachines en ademhalingsapparatuurDragerFabius plus XL-
AngiocathBecton Dickinson381147-
Anti-human nucleair antigeenabcamab19118-
Axio Plus beeldopnamesysteemZeissAxioskop 2 PLUSAxioskop 2 plus
AxioVision Rel. 4.5 softwareZeiss--
BaytrilBayer-enrofloxacine
BetadineMundipharma--
CardioLab Elektrofysiologie OpnamesystemenGE HealthcareG220f-
KweekmediaMesenCult05420-
CyclosporineNovartis--
DefibrillatorGE HealthcareCardioServ-
DorminalTEVA--
Echocardiografisch systeemGE VingmedVivid i-
EchoPac softwareGE Vingmed--
Elektrofysiologisch katheterCordis Corp--
Embozene MicrosphereBoston Scientific17020-S1700 μm
Endotracheale tubeVet CareVCPET70PCWGrootte 7
EthanolVWR chemicals20821.33-
FormalineSigmaHT50132010%
IVC ballon dilatatiekatheterBoston Scientific3917112041Mustang
JR4 geleidekatheterCordis Corp672082006F
LidocaineQuala--
MersilkEthiconW5842-0
Metoprolol succinaatWockhardt--
MicrotoomLeicaRM2125RT-
Mobiel C-arm fluoroscopieapparatuurGE HealthcareOEC 9900 Elite-
PacemakerSt Jude MedicalPM1272Assurity MRI pacemaker
Pacemaker generatorSt Jude MedicalMerlln model 3330-
DrukvolumekatheterCD LeycomCA-71103-PL7F
Druk–volume signaalverwerkerCD LeycomSIGMA-M-
Programmeerbare StimulatorMedtronic Inc5328-
PTCA DilatatieballonkatheterBoston ScientificH7493919120250MAVERICK over the wire
RamiprilTEVA--
SlangenintroducerCordis Corp504608X8F, 9F, 12F
SteroidVersus Arthritis--
TemgesicNindivior-buprenorfine
Veneuze intravasculaire naaldTERUMOSR+OX2225C22G
VicrylEthiconVCP320H2-0
XylazineAlfasan International B.V.--
ZoletilVirbac New Zealand Limited-tiletamine+zolezepam

Referenties

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart disease and stroke statistics-2015 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 131, e29(2015).
  2. Hospital Authority. Hospital Authority Statistical Report 2013. , Hong Kong. (2013).
  3. Cung, T. T., et al. Cyclosporine before PCI in Patients with Acute Myocardial Infarction. The New England Journal of Medicine. 373 (11), 1021-1031 (2015).
  4. Liao, S. Y., et al. Proarrhythmic risk of embryonic stem cell-derived cardiomyocyte transplantation in infarcted myocardium. Heart Rhythm. 7, 1852-1859 (2010).
  5. Liao, S. Y., et al. Overexpression of Kir2.1 channel in embryonic stem cell-derived cardiomyocytes attenuates posttransplantation proarrhythmic risk in myocardial infarction. Heart Rhythm. 10, 273-282 (2013).
  6. Liu, Y., et al. Thoracic spinal cord stimulation improves cardiac contractile function and myocardial oxygen consumption in a porcine model of ischemic heart failure. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 23, 534-540 (2012).
  7. Liao, S. Y., et al. Improvement of Myocardial Function Following Catheter-Based Renal Denervation in Heart Failure. JACC: Basic to Translational Science. 2 (3), 270-281 (2017).
  8. Liao, S. Y., et al. Remodelling of cardiac sympathetic re-innervation with thoracic spinal cord stimulation improves left ventricular function in a porcine model of heart failure. Europace. 17 (12), 1875-1883 (2015).
  9. Daehnert, I., Rotzsch, C., Wiener, M., Schneider, P. Rapid right ventricular pacing is an alternative to adenosine in catheter interventional procedures for congenital heart disease. Heart. 90 (9), 1047-1050 (2004).
  10. Hála, P., et al. Tachycardia-Induced Cardiomyopathy as a Chronic Heart Failure Model in Swine. Journal of Visualized Experiments. (132), e57030(2018).
  11. Santoso, T., et al. Endomyocardial implantation of autologous bone marrow mononuclear cells in advanced ischemic heart failure: a randomized placebo-controlled trial (END-HF). Journal of Cardiovascular Translational Research. 7, 545-552 (2014).
  12. Traverse, J. H., et al. Cardiovascular Cell Therapy Research Network. Effect of intracoronary delivery of autologous bone marrow mononuclear cells 2 to 3 weeks following acute myocardial infarction on left ventricular function: the LateTIME randomized trial. Journal of the American Medical Association. 306, 2110-2119 (2011).
  13. Traverse, J. H., et al. Cardiovascular Cell Therapy Research Network (CCTRN). Effect of the use and timing of bone marrow mononuclear cell delivery on left ventricular function after acute myocardial infarction: the TIME randomized trial. Journal of the American Medical Association. 308, 2380-2389 (2012).
  14. de Jong, R., Houtgraaf, J. H., Samiei, S., Boersma, E., Duckers, H. J. Intracoronary stem cell infusion after myocardial infarction. A meta-analysis and update on clinical trials. Circulation: Cardiovascular Interventions. 7, 156-167 (2014).
  15. Nowbar, A. N., et al. DAMASCENE writing group. Discrepancies in autologous bone marrow stem cell trials and enhancement of ejection fraction (DAMASCENE): weighted regression and meta-analysis. British Medical Journal. 348, g2688(2014).
  16. Kanelidis, A. J., Premer, C., Lopez, J., Balkan, W., Hare, J. M. Route of Delivery Modulates the Efficacy of Mesenchymal Stem Cell Therapy for Myocardial Infarction: A Meta-Analysis of Preclinical Studies and Clinical Trials. Circulation Research. 120 (7), 1139-1150 (2017).
  17. Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112 (9 Suppl), I150-I156 (2005).
  18. Hu, X., et al. A Large-Scale Investigation of Hypoxia-Preconditioned Allogeneic Mesenchymal Stem Cells for Myocardial Repair in Nonhuman Primates: Paracrine Activity Without Remuscularization. Circulation Research. 118, 970-983 (2016).
  19. Chong, J. J., et al. Human embryonic-stem-cell-derived cardiomyocytes regenerate non-human primate hearts. Nature. 510, 273-277 (2014).
  20. Martens, A., et al. Substantial early loss of induced pluripotent stem cells following transplantation in myocardial infarction. Artificial Organs. 38, 978-984 (2014).
  21. Shiba, Y., et al. Allogeneic transplantation of iPS cell-derived cardiomyocytes regenerates primate hearts. Nature. 538, 388-391 (2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Model voor hartfalen bij varkensinductie van myocardinfarcttransplantatie van stamcellenocclusie van de linker circumflexarterierapid ventricular pacingintramyocardiale injectieechocardiografische analysemeting van hemodynamische parameterselektrofysiologische beoordelingevaluatie van de infarctgrootte
Vaststelling van een varkensmodel van post-myocard hartinfarct voor stamcelbehandeling
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.