Methodenartikel

Stereologische schatting van cholinerge vezel lengte in de kern Basalis van Meynert van de muis hersenen

DOI:

10.3791/60405

⸱

5 februari 2020

 ,  , 
1Laboratory for Alzheimer's Disease and Aging Research, Kansas City Veterans Affairs Medical Center, 2Department of Neurology, University of Kansas Medical Center, 3Department of Molecular and Integrative Physiology, University of Kansas Medical Center, 4The University of Kansas Alzheimer's Disease Center

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neuronale vezel lengte binnen een driedimensionale structuur van een hersengebied is een betrouwbare parameter om specifieke neuronale structurele integriteit of degeneratie te kwantificeren. Dit artikel beschrijft een stereologische kwantificeringsmethode om cholinerge vezellengte binnen de kernbasisvan Meynert bij muizen als voorbeeld te meten.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De lengte van cholinerge of andere neuronale axonen in verschillende hersengebieden zijn vaak gecorreleerd met de specifieke functie van de regio. Stereologie is een nuttige methode om neuronale profielen van verschillende hersenstructuren te kwantificeren. Hier bieden we een software-gebaseerde stereologie protocol om de totale lengte van cholinerge vezels in de kern basalis van Meynert (NBM) van de basale voorhersenen schatten. De methode maakt gebruik van een ruimtesonde voor lengteschattingen. De cholinerge vezels worden gevisualiseerd door choline acetyltransferase (ChAT) immunostaining met de mierikswortel peroxidase-diaminobenzidine (HRP-DAB) detectiesysteem. Het kleuringsprotocol is ook geldig voor vezel- en celnummerschatting in verschillende hersengebieden met behulp van stereologiesoftware. Het stereologieprotocol kan worden gebruikt voor de schatting van lineaire profielen zoals cholinoceptieve vezels, dopaminerge/catecholaminere vezels, serotonergic vezels, astrocyteprocessen of zelfs vasculaire profielen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kwantitatieve schattingen van lengte en/of dichtheid van zenuwvezels in de hersenen zijn belangrijke parameters van neuropathologische studies. De lengte van cholinerge, dopaminerge, en serotonergic axonen in verschillende hersengebieden zijn vaak gecorreleerd met de specifieke functies van de regio. Omdat de verdeling van deze axonen over het algemeen heterogeen is, wordt op het ontwerp gebaseerde stereologie gebruikt om bias tijdens de bemonstering te voorkomen. De ruimtesonde van stereologie is ontworpen om efficiënte en betrouwbare maatregelen van lijn-achtige structuren zoals neuronale vezels in een regio van belang1. De sonde maakt een virtuele bol die systematisch in het weefsel wordt opgelegd om lijnkruisingen met het oppervlak van de sonde te meten. Omdat het onmogelijk is om bolsondes in het weefsel te plaatsen voor analyse, biedt de commercieel beschikbare software een virtuele driedimensionale (3D) bol, wat in feite een reeks concentrische cirkels is van verschillende diameters die het oppervlak van de bolsonde vertegenwoordigen.

Selectieve cholinerge neurodegeneratie is een van de consistente kenmerken van de ziekte van Alzheimer (AD)2,3,4. Disfunctionele cholinerge transmissie wordt beschouwd als een oorzakelijke factor voor cognitieve achteruitgang in AD. Cholinerge disfunctie is ook duidelijk in vele andere psychische stoornissen zoals Parkinson, verslaving, en schizofrenie. Verschillende aspecten van cholinerge neurodegeneratie worden bestudeerd in diermodellen (bijvoorbeeld, vermindering van acetylcholine5, ChAT eiwit6, cholinerge vezel neurodegeneratie in de buurt van amyloïde plaques6, en afname van cholinerge vezels en synaptische spataderen7,8). Vezeldegeneratie wordt verondersteld plaats te vinden eerder dan neuronale verlies, omdat cholinerge neuronale verlies niet altijd wordt waargenomen in studies. De meeste cholinerge neuronen zijn in de basale voorhersenen en de hersenstam, en hun axonen project naar verschillende hersengebieden zoals de cortices en hippocampus. NBM is gelegen in de basale voorhersenen en bleek een van de meest getroffen hersengebieden in AD.

De fractionatormethode van stereologie is gebaseerd op systematische willekeurige bemonstering van een weefsel op meerdere niveaus. Sectiebemonsteringsfractie (SSF) is de niet-computergebaseerde systematische bemonstering van secties voor de fractionatormethode van stereologie. De zonebemonsteringsfractie (AF) is een breuk van een gebied in de regio van belang in de sectie. Dikte bemonstering sfractie (TSF) is de fractionatie van de dikte van een sectie. De ruimtesonde stelt ons in staat om profielen van belang in een 3D-bol te kwantificeren op gefractioneerde locaties. Hier gebruiken we een ruimtesonde voor de schatting van de totale lengte van cholinerge vezels in de NBM van muishersenen om de procedures te illustreren. Het huidige protocol bevat details over weefselverwerking, bemonsteringsmethoden voor stereologie, immunohistochemische kleuring met behulp van het ChAT-antilichaam en onbevooroordeelde stereologie om cholinerge vezellengte en vezeldichtheid in de NBM van de muishersenen te schatten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle procedures voor het gebruik van deze dieren zijn goedgekeurd door de Kansas City Veterans Affairs Medical Center Institutional Animal Care and Use Committee. Achttien maanden oude muizen overexpressing Zweedse mutant beta-amyloïde voorloper eiwit (APPswe) en hun C57/BL6 WT nestmates werden gebruikt voor de experimenten. Details van de fokkerij en genotyping wordt gegeven in He et al.8.

1. Perfusie en weefselverwerking

  1. Verdovende muizen met behulp van een intraperitoneale injectie met ketamine (100 mg/kg) en xylazine (10 mg/kg). Knijpen tenen om een gebrek aan reactie te bevestigen alvorens9.
  2. Transcardially perfuse met ~50 mL ijskoud 0,1 M Dulbecco's fosfaatgebufferde zoutoplossing (DPBS), gevolgd door 4% paraformaldehyde (PFA) in 0,1 M fosfaatbuffer (PB)10.
    LET OP: PFA is giftig. Gebruik persoonlijke beschermingsmiddelen (PPE) bij het werken met PFA.
  3. Verwijder hersenen10 en dompel onder in 4% PFA in 0,1 M PB bij 4 °C voor postfixatie gedurende 24 uur. Wassen met DPBS 3x.
  4. Verander in 0,1 DPBS 's nachts naar 15% sucroseoplossing en vervolgens 30% sacharoseoplossing in 0,1 M DPBS voor nog eens 48 uur bij 4 °C.
  5. Verwijder het weefsel uit de sacharoseoplossing en vries in een cryotomekamer die vooraf is ingesteld op een temperatuur van -20 °C. Bevroren monsters kunnen worden opgeslagen in verzegelde buizen bij -80 °C tot het delen.
  6. Sluit weefsels in een optimaal snijtemperatuurinbeddingmedium (zie Tabel met materialen)en monteer op een monsterschijf. Snijd seriële 30 μm dikke secties in een coronaal vlak met behulp van een cryotoom en verzamel alle secties bijgevolg in 24 putkweekplaten gevuld met cryoprotectantoplossing (30% glycerol, 30% ethyleenglycol, 40% DPBS; Figuur 1A–C). Bewaar in een vriezer van -20 °C.
    OPMERKING: Dikkere secties (bijvoorbeeld 50 μm) hebben de voorkeur wanneer dat haalbaar is. Zorg ervoor dat de secties in snijvolgorde worden bewaard en alle secties volledig in cryoprotectant zijn. Een 96 putplaat kan worden gebruikt als alternatief voor 24 putplaten om secties te verzamelen.
  7. Bedek de putten met plaatsealer om verdamping en droging te voorkomen. Bewaar platen bij -20 °C tot verder gebruik. Secties opgeslagen bij -20 °C zijn stabiel gedurende enkele maanden voor ChAT immunohistochemie.

2. Systematische sectieselectie voor IHC

OPMERKING: Er moet een proefstudie worden uitgevoerd om te weten hoeveel secties nodig zijn om een aanvaardbare foutcoëfficiënt (CE) te bereiken. De CE-waarde is een uitdrukking van de totale hoeveelheid fouten in de bemonsteringsprocedure. De laagste waarde vertegenwoordigt de minimale fout en een CE-waarde lager dan 0,1 wordt aanvaardbaar geacht door de software die hier wordt gebruikt (zie Tabel met materialen)11.

  1. Identificeer de eerste en laatste secties voor elk brein door morfologische kenmerken te vergelijken met een standaard muishersenatlas zoals Franklin en Paxinos. NBM begint bij bregma -0,0mm en eindigt bij -1,6 mm. Daarom bevatten ongeveer 50 secties NBM. Het totale aantal secties is een van de parameters die nodig zijn tijdens de stereologie. De selectie van elke8e sectie (SSF = 1/8) gaf een totaal van 6-7 secties voor de analyse en leverde een aanvaardbare CE voor zowel volumeschatting en vezellengte schatting in onze pilot studie.
  2. Willekeurig beginnen met een van de eerste acht secties en vervolgens systemisch monster om de 8e sectie tot de laatste achterste sectie met NBM (Figuur 1C).

3. Immunohistochemie

  1. Breng de cryopreserved secties over op kamertemperatuur in cryoprotectant en vervolgens 0,1 M fosfaatbuffer (PB) in 6 putplaten.
  2. Was 3x in PB.
  3. Incubeer in 0,3% H2O2 in methanol gedurende 15 min.
  4. Was 3x in Tris-gebufferde zoutoplossing (TBS).
  5. Incubeer in 0,25% Triton X-100 in TBS voor 30 min.
  6. Blok met 10% normaal runderserum (NBS) in 0,1% Triton X-100 in TBS gedurende 30 min.
  7. Incubeer met een 1:1.000 verdunning van geit anti-menselijke ChAT primaire antilichamen (zie Tabel van Materialen) in TBS met 0,1% Triton X-100 en 1% NBS voor 48 uur bij 4 °C.
  8. Was 3x in tbs bij kamertemperatuur. Voer alle verdere incubatie en wassen op kamertemperatuur.
  9. Incubeer met biotinylated runderanti-geit secundair antilichaam (zie Tabel met materialen) voor 1 uur.
  10. Was 3x in tbs.
  11. Incubeer met het complex avidin-biotine-peroxidase (zie Tabel met materialen).
  12. Was 3x in tbs.
  13. Ontwikkel volgens de aanbevelingen van de fabrikant met behulp van een verbeterde DAB peroxidase substraatoplossing (zie Tabel met materialen).
    LET OP: DAB is een vermoedelijke kankerverwekkende stof. Het is giftig door contact en inademing. Gebruik PPE bij het werken met DAB.
  14. Was de sectie een paar keer met gedestilleerd water en bewaar in Tris pH = 7,6.
  15. Monteer de secties op de gegelatineerde dia's. Alle secties van één weefsel kunnen op dezelfde dia worden geplaatst. Lucht droogt de secties, dehydrateert 2x voor 5 min elk met 70%, 90%, 95%, en 100% ethanol, en dan duidelijk de secties met twee 10 min xyleen wast. Coverslip de secties met behulp van montagemedium (zie Tabel met materialen).
    OPMERKING: De verwerkingstijd van uitdroging en clearing beïnvloedt de dikte van de secties. Daarom moeten voor alle secties dezelfde voorwaarden worden gebruikt. In de huidige studie was de gemiddelde waarde voor de einddikte 21,11 ± 0,45 μm.
  16. Houd de secties in de rookkap te drogen. De droge secties zijn klaar voor stereologie.

4. Stereologie

LET OP: Zie de tabel met materialen voor de gebruikte microscoop en software. Een onderdompelingsdoelstelling met een numeriek diafragma (NA) > 1.2 is nuttig en moet indien nodig worden gebruikt. Dia's moeten worden gegroepeerd op basis van genotype of behandelingsgroep en gecodeerd. De volledige stereologie voor één studie moet door dezelfde persoon worden uitgevoerd en de persoon die de stereologie uitvoert, moet blind zijn voor de identiteit van de afzonderlijke dia's of groep diewordtonderzocht 1,12,13.

  1. Open een nieuwe studie in de software. (Bestand > Nieuwe studie). Er wordt een dialoogvenster'Studieinitialisatie'geopend. Vul de studie-informatie in met behulp van Multi-level (Fraction Based) (Figuur 2A).
  2. Dubbelklik op 'Volume'onder Parameters, waarmee het dialoogvenster Volume wordt geopend. Geef de functie van belang een naam en selecteer'Gebiedspunttellen' sonde. Klik op Volgende.
  3. Dubbelklik op de volgende parameter 'Lengte'.
    1. Geef een naam van de functie op(bijvoorbeeld 'L') Selecteer 'Sphere'sonde en klik op Volgende.
  4. Klik vervolgens op het dialoogvenster'Studieinitialisatie'waarmee het vak'Case Initialization'wordt geopend. Vul de gegevens van de aanvraag in. Groepen moeten worden gecodeerd voordat u met de studie begint. Het totale aantal secties is het aantal secties dat begint vanaf het eerste deel met het interessegebied tot het laatste gedeelte met interessegebied (zie stap 2.1). Het sectiebemonsteringsinterval is acht, omdat elke8e sectie werd geselecteerd voor de IHC-kleuring.
  5. Als u op Volgende klikt, wordt het dialoogvenster'Initialisatie' van de sondegeopend, waarmee automatisch de laagste vergroting voor de regioselectie en volumeschatting wordt ingesteld. Bevestig de instellingen en controleer of het interessegebied kan worden geïdentificeerd bij de geselecteerde lagere vergroting. Dubbelklik op'Volume' en vul 50.000 μm3 per punt voor de volumefractie van de regio. Klik op Gereed.
  6. Stel onder Object (Hoge) vergroting de lengte in op 63x of 100x. Dubbelklik op'Lengte'om het dialoogvenster Lengtebol te openen en de diameter van de bol in te stellen op 10 μm. Klik op Gereed.
    OPMERKING: De wachtzone moet worden bepaald op basis van de werkelijke dikte van de secties. De operator moet de dikte van de secties op meerdere plaatsen controleren om schade te voorkomen. Pas indien nodig de dikte van de wachtzone aan op basis van de dikte van de sectie.
  7. Stel de juiste waarden in voor framegebied, framehoogte, wachtzone en frameafstand.
    OPMERKING: Deze waarden zijn afhankelijk van de heterogeniteit van de objectprofielen (vezels) in het studiegebied. Een framegebied van 400 μm2,framehoogte van 10 μm, wachtzone van 2 μm en frameafstand van 300 μm geven aanvaardbare CE-waarden voor schatting van de vezellengte in NBM. Een proefstudie moet met deze waarden worden uitgevoerd voordat naar het volgende geval wordt geleid.
  8. Volg de instructies die door de software na elke stap. De instructies worden weergegeven als een dialoogvenster en/of onder aan het scherm.
  9. Sectie 1 invoegen.
  10. Bij lage vergroting (5x), definieer de regio van belang door het maken van een willekeurige grens rond de NBM. Klik op de knop Volgende in de linkerhoek van het videovenster. Volg de instructies en bevestig alle groene punten zijn in de NBM. De punten kunnen worden opgenomen of uitgesloten door op de punten te klikken.
    OPMERKING: Er is geen duidelijke, vastgestelde grens rond de NBM. De selectie is meestal door de onderzoeker gedefinieerd. De ChAT+ cholinerge neuronen van de NBM kunnen worden waargenomen in de interne capsule (ic) en globus pallidus (GP). In dit protocol, de ic met ChAT + cholinerge neuronen en hun projecties (vezels) en hele huisarts is opgenomen in de NBM (Figuur 1D).
  11. Volg de instructies en verander in 63x voor vezelmetingen bij de huidige fractie. Het dialoogvensterSectiediktewordt op het scherm weergegeven. Stel het boven- en onderkant van de sectie in om de werkelijke dikte van de sectie te meten. De handmatige Z-asbeweging moet worden gebruikt. Klik op Gereed.
    OPMERKING: Als er geen glasvezel in het gebied is, kan de stap worden overgeslagen om naar de volgende fractielocatie te gaan.
  12. Beweeg de Z-as langzaam van boven naar beneden in de framehoogte van de sectie en markeer alle kruisende vezels op het oppervlak van de virtuele bolsonde(figuur 3). Klik op Volgende om naar de volgende locatie te gaan.
  13. Na het voltooien van alle breuken, zal de software vragen om de volgende sectie in te voegen. Herhaal stap 4.9–4.12 voor alle zes of zeven delen van het weefsel.
    1. Aan het einde zal de software een resultaat genereren voor de case met de CE-waarden(figuur 4). Als de CE aanvaardbaar is, ga dan naar de volgende zaak. Bestand > Nieuwe aanvraag. Als de CE niet aanvaardbaar is(figuur 4A),geeft de software aanbevelingen om een aantal parameters te wijzigen. In veel gevallen verlaagt het verkleinen van de frameafstand de CE-waarden tot een aanvaardbaar bereik (figuur 4B).
  14. Nadat u alle aanvragen hebt voltooid, genereert u resultaten voor elke aanvraag en groep(Bestand > Resultaten).

5. Analyse en statistieken

  1. De software biedt gegevens voor elk monster en elke groep. De software zelf berekent breuken zoals SSF, AsF en TSF en biedt het totale referentievolume (VREF)en de totale lengte (L) van de vezels in het referentiegebied (in dit geval NBM) (figuur 4B). Exporteer de gegevens en sla of kopieer naar de statistische software van keuze voor tussen groepsanalyse. Tabel 1 toont typische resultaatgegevens voor statistische analyse. Analyseer de vezeldichtheid (Lv) door de totale vezellengte te delen met het referentievolume.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Representatieve resultaten worden weergegeven in tabel 1 en figuur 5. Groep C, dat werd gedecodeerd als APPswe group (APP), had een aanzienlijk lagere vezellengte (figuur 5B) en vezellengtedichtheid(figuur 5C)in vergelijking met hun wilde type (WILD) nestmaatjes. Uit de resultaten bleek dat er geen significant verschil was in het volume van de NBM tussen de twee geanalyseerde groepe...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier demonstreren we een methode om de dichtheid van cholinerge vezels in de NBM te schatten met behulp van een ruimtebal (bol) sonde. Deze sonde schat de totale vezellengte in het gebied van belang. De totale lengte kan worden gedeeld door het volume van de regio om de vezeldichtheid te krijgen. Om het volume van de regio te schatten, werd de Methode van het puntentellingsaantal Cavalieri gebruikt. De Cavalieri-punttellingsmethode is een onpartijdige en efficiënte schatter van een 3D-referentievolume voor elke regio. De...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door subsidies aan W.Z.S. van de Medical Research and Development Service, Department of Veterans Affairs (Merit Review 1I01 BX001067-01A2), de Alzheimer Association (NPSPAD-11-202149), en bronnen uit de Midwest Biomedical Stichting Onderzoek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
ABC kitVector LaboratoriesPK6100
Anti-ChAT AntibodyMillipore, MA, USAAB144P
Bovine anti-goat IgG-BSantacruz BiotechnologySC-2347
Bovine Serum, AdultSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAB9433
CryostatLieca Microsystems, Buffalo Grove, IL, USA
Dulbecco's Phosphate Buffered SalineSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAD5652
Ethylene GlycolSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA324558
GlycerolSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAG2025
Hydrogen PeroxideSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAH1009
Immpact-DAB kitVector LaboratoriesSK4105Enhanced DAB peroxidase substrate solution
KetamineWestward Pharmaceuticals, NJ, USA0143-9509-01
MicroscopeLieca Microsystems, Buffalo Grove, IL, USAAF6000Uitgerust met gemotoriseerde stage en IMI-tech kleur digitale camera
Optimum cutting temperature (O.C.T.) inbeddingsmediumElectron Microscopy Sciences, PA, USA62550-12
ParaformaldehydeSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAP6148
Permount montagemediumElectron Microscopy Sciences, PA, USA17986-01
Stereologer SoftwareStereology Resource Center, Inc. St. Petersburg, FL, USAStereologer2000Geïnstalleerd op een Dell Desktop computer.
Triton X-100Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAT8787
Trizma BaseSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAT1503Tris base
Trizma hydrochlorideSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAT5941Tris hydrochloride
XylazineBayer, Leverkusen, GermanyRompun
Xylenes, Histologisch kwaliteitSigma-Aldrich, St. Louis, MO534056

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mouton, P. R., Gokhale, A. M., Ward, N. L., West, M. J. Stereological length estimation using spherical probes. Journal of Microscopy. 206, Pt 1 54-64 (2002).
  2. Whitehouse, P. J., Price, D. L., Clark, A. W., Long Coyle, J. T., DeLong, M. R. Alzheimer disease: evidence for selective loss of cholinergic neurons in the nucleus basalis. Annals of Neurology. 10 (2), 122-126 (1981).
  3. Davies, P., Maloney, A. J. Selective loss of central cholinergic neurons in Alzheimer's disease. The Lancet. 2 (8000), 1403(1976).
  4. Bartus, R. T., Dean, R. L., Beer, B., Lippa, A. S. The cholinergic hypothesis of geriatric memory dysfunction. Science. 217 (4558), 408-414 (1982).
  5. Savonenko, A. Episodic-like memory deficits in the APPswe/PS1dE9 mouse model of Alzheimer's disease: relationships to beta-amyloid deposition and neurotransmitter abnormalities. Neurobiology of Disease. 18 (3), 602-617 (2005).
  6. Perez, S. E., Dar, S., Ikonomovic, M. D., DeKosky, S. T., Mufson, E. J. Cholinergic forebrain degeneration in the APPswe/PS1DeltaE9 transgenic mouse. Neurobiology of Disease. 28 (1), 3-15 (2007).
  7. Stokin, G. B. Axonopathy and transport deficits early in the pathogenesis of Alzheimer's disease. Science. 307 (5713), 1282-1288 (2005).
  8. He, M. GRK5 Deficiency Leads to Selective Basal Forebrain Cholinergic Neuronal Vulnerability. Scientific Reports. 6, 26116(2016).
  9. JoVE Science Education Database. Lab Animal Research. Anesthesia Induction and Maintenance. Journal of Visualized Experiments. , Cambridge, MA. (2019).
  10. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564(2012).
  11. Mouton, P. R. Unbiased Stereology-A Concise Guide. , Johns Hopkins University Press. (2011).
  12. West, M. J. Getting started in stereology. Cold Spring Harbor Protocols. 2013 (4), 287-297 (2013).
  13. West, M. J. Space Balls Revisited: Stereological Estimates of Length With Virtual Isotropic Surface Probes. Frontiers in Neuroanatomy. 12, 49(2018).
  14. Nikolajsen, G. N., Kotynski, K. A., Jensen, M. S., West, M. J. Quantitative analysis of the capillary network of aged APPswe/PS1dE9 transgenic mice. Neurobiology of Aging. 36 (11), 2954-2962 (2015).
  15. Gutierrez-Jimenez, E. Disturbances in the control of capillary flow in an aged APP(swe)/PS1DeltaE9 model of Alzheimer's disease. Neurobiology of Aging. 62, 82-94 (2018).
  16. Gundersen, H. J., Jensen, E. B., Kieu, K., Nielsen, J. The efficiency of systematic sampling in stereology--reconsidered. Journal of Microscopy. 193, Pt 3 199-211 (1999).
  17. Zhang, Y. Quantitative study of the capillaries within the white matter of the Tg2576 mouse model of Alzheimer's disease. Brain and Behavior. 9 (4), 01268(2019).
  18. McNeal, D. W. Unbiased Stereological Analysis of Reactive Astrogliosis to Estimate Age-Associated Cerebral White Matter Injury. Journal of Neuropathology Experimental Neurology. 75 (6), 539-554 (2016).
  19. Liu, Y. Passive (amyloid-beta) immunotherapy attenuates monoaminergic axonal degeneration in the AbetaPPswe/PS1dE9 mice. Journal of Alzheimer's Disease. 23 (2), 271-279 (2011).
  20. Gagnon, D. Evidence for Sprouting of Dopamine and Serotonin Axons in the Pallidum of Parkinsonian Monkeys. Frontiers of Neuroanatomy. 12, 38(2018).
  21. Boncristiano, S. Cholinergic changes in the APP23 transgenic mouse model of cerebral amyloidosis. Journal of Neuroscience. 22 (8), 3234-3243 (2002).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Nucleus Basalis van Meynertspace ball sondeChAT immunokleuringHRP DAB detectiestereologiesoftwareschatting van vezellengtelineair profielschaattingdetectie van neurodegeneratieve veranderingen

Gerelateerde artikelen