Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury met Periadventitial Therapeutic Application

5.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/60473

⸱

9 juli 2020

 , 
1Department of Surgery, Division of Vascular Surgery, University of North Carolina at Chapel Hill, 2Center for Nanotechnology in Drug Delivery, University of North Carolina at Chapel Hill, 3Curriculum in Toxicology & Environmental Medicine, University of North Carolina at Chapel Hill, 4Department of Cell Biology & Physiology, University of North Carolina at Chapel Hill, 5McAllister Heart Institute, University of North Carolina at Chapel Hill

In dit artikel

Samenvatting

De rat carotis slagader ballon letsel bootst de klinische angioplastiek procedure uitgevoerd om de bloedstroom in atherosclerotische vaten te herstellen. Dit model induceert de arteriële letselrespons door de arteriële wand te verwijderen en de intimale laag endotheelcellen te ontnuderen, wat uiteindelijk remodellering en een intimale hyperplastische respons veroorzaakt.

Samenvatting

Hart- en vaatziekten blijven wereldwijd de belangrijkste doodsoorzaak en invaliditeit, deels als gevolg van atherosclerose. Atherosclerotische plaque vernauwt het luminale oppervlak in slagaders, waardoor voldoende bloedtoevoer naar organen en distale weefsels wordt verminderd. Klinisch gezien zijn revascularisatieprocedures zoals ballonangioplastiek met of zonder stentplaatsing gericht op het herstellen van de bloedstroom. Hoewel deze procedures de bloedstroom herstellen door de plaquelast te verminderen, beschadigen ze de vaatwand, die de arteriële genezingsreactie initieert. De langdurige genezingsreactie veroorzaakt arteriële restenose, of opnieuw vernauwing, waardoor uiteindelijk het succes op lange termijn van deze revascularisatieprocedures wordt beperkt. Daarom zijn preklinische diermodellen integraal voor het analyseren van de pathofysiologische mechanismen die restenose veroorzaken en bieden ze de mogelijkheid om nieuwe therapeutische strategieën te testen. Murine-modellen zijn goedkoper en gemakkelijker te bedienen dan grote diermodellen. Ballon- of draadletsel zijn de twee algemeen aanvaarde letselmodaliteiten die in murine-modellen worden gebruikt. Met name ballonletselmodellen bootsen de klinische angioplastiekprocedure na en veroorzaken voldoende schade aan de slagader voor de ontwikkeling van restenose. Hierin beschrijven we de chirurgische details voor het uitvoeren en histologisch analyseren van het aangepaste, drukgecontroleerde ratcarotis slagaderballonletselmodel. Bovendien benadrukt dit protocol hoe lokale periadventitial toepassing van therapieën kan worden gebruikt om neointimale hyperplasie te remmen. Ten slotte presenteren we lichtplaatfluorescentiemicroscopie als een nieuwe benadering voor beeldvorming en visualisatie van de arteriële verwonding in drie dimensies.

Inleiding

Hart- en vaatziekten (CVD) blijft wereldwijd de belangrijkste doodsoorzaak1. Atherosclerose is de onderliggende oorzaak van de meeste CVD-gerelateerde morbiditeit en mortaliteit. Atherosclerose is de opbouw van plaque in slagaders die resulteert in een vernauwd lumen, waardoor een goede bloedperfusie naar organen en distale weefsels wordt belemmerd2. Klinische interventies voor de behandeling van ernstige atherosclerose omvatten ballon-angioplastiek met of zonder stentplaatsing. Deze ingreep omvat het oppompen van een ballonkatheter naar de plaats van plaque en het opblazen van de ballon om de plaque naar de arteriële wand te comprimeren, waardoor het luminale gebied wordt verbreed. Deze procedure beschadigt echter de slagader en initieert de arteriële letselrespons3. Langdurige activering van deze letselrespons leidt tot arteriële restenose, of hervernauwing, secundair aan neointimale hyperplasie en remodellering van bloedvaten. Tijdens angioplastiek wordt de intimale laag gedenudeerd van endotheelcellen, wat leidt tot onmiddellijke werving van bloedplaatjes en lokale ontstekingen. Lokale signalering induceert fenotypische veranderingen in vasculaire gladde spiercellen (VSMC) en adventitiale fibroblasten. Dit leidt tot de migratie en proliferatie van VSMC en fibroblasten naar binnen naar het lumen, wat leidt tot neointimale hyperplasie4,5. Circulerende voorlopercellen en immuuncellen dragen ook bij aan het totale volume van restenose6. Indien van toepassing zijn drug-eluting stents (DES) de huidige standaard voor het remmen van restenosis7. DES remt echter arteriële re-endothelialisatie, waardoor een pro-trombotische omgeving ontstaat die kan leiden tot late in-stent trombose8. Daarom zijn diermodellen integraal voor zowel het begrijpen van de pathofysiologie van restenose als voor het ontwikkelen van betere therapeutische strategieën om de werkzaamheid van revascularisatieprocedures te verlengen.

Verschillende grote en kleine diermodellen9 worden gebruikt voor het bestuderen van deze pathologie. Deze omvatten ballonletsel3,10 of draadletsel11 van de luminale kant van een slagader, evenals gedeeltelijke ligatie12 of manchetplaatsing13 rond de slagader. De ballon- en draadletselen denudeen beide de endotheellaag van de slagader en bootsen na wat klinisch gebeurt na angioplastiek. In het bijzonder maken ballonletselmodellen gebruik van vergelijkbare hulpmiddelen als in de klinische omgeving (d.w.z. ballonkatheter). De ballonblessure kan het beste worden uitgevoerd in rattenmodellen, omdat rattenslagaders een geschikte maat zijn voor in de handel verkrijgbare ballonkatheters. Hierin beschrijven we een drukgecontroleerde segmentale arteriële verwonding, een gevestigde, gewijzigde versie van de ballonletsel van de ratcarotisslagader. Deze drukgecontroleerde benadering bootst de klinische angioplastiekprocedure nauw na en maakt reproduceerbare neointimale hyperplasievorming mogelijk twee weken na verwonding14,15. Bovendien resulteert deze drukgecontroleerde arteriële verwonding in volledige endotheellaagherstel met 2 weken na operatie16. Dit staat in schril contrast met het oorspronkelijke ballonletselmodel, beschreven door Clowes, waarbij de endotheellaag nooit terugkeert naar volledige dekking3.

Na de operatie kunnen therapeutische middelen via verschillende benaderingen op de gewonde slagader worden aangebracht of gericht. De hierin beschreven methode maakt gebruik van periadventitial toepassing van een klein molecuul ingebed in een Pluronische geloplossing. In het bijzonder brengen we een oplossing van 100 μM cinnamic aldehyde in 25% Pluronisch-F127 gel direct na verwonding aan op de slagader om neointimale hyperplasievorming te remmen15. Pluronisch-F127 is een niet-toxische, thermokeerbare gel die in staat is om geneesmiddelen lokaal op een gecontroleerde manier af te leveren17. Ondertussen is arteriële verwonding lokaal, vandaar dat de lokale overheid het mogelijk maakt om een actief principe te testen en tegelijkertijd off-target effecten te minimaliseren. Niettemin zal de effectieve levering van een therapeutisch gebruik van deze methode afhangen van de chemie van het kleine molecuul of de biologische gebruikt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle hier beschreven methoden zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Universiteit van North Carolina in Chapel Hill.

1. Preoperatieve procedures

  1. Steriliseer chirurgische instrumenten. Autoclaaf alle chirurgische instrumenten voor de operatie. Als u meerdere operaties op dezelfde dag uitvoert, steriliseer dan instrumenten tussen operaties met behulp van een droge kraalsterilisator.
  2. Bereid therapeutisch in 25% Pluronisch-127 gel (verdund in steriel gedestilleerd water).
  3. Plaats een 2F Fogarty ballonkatheter op de insufflator en plaats het balloneinde van de katheter in een 1 ml spuit gevuld met zoutoplossing.
  4. Induceer anesthesie door de rat in een kamer met 5% isofluraan te plaatsen.
    1. Haal de rat uit de kamer en noteer het gewicht van de rat. Gebruik tondeuses om bont te scheren op het ventrale nekgebied.
    2. Plaats de rat terug in de kamer met 5% isofluraan om inductie van anesthesie te garanderen.
  5. Plaats de rattenpen op een chirurgisch platform en steek het gezicht in de neuskegel zodat het gezicht van de rat naar de chirurg toe is.
    1. Verminder inhalatie-anesthesie tot 1,5% isofluraan. Controleer de diepte van de anesthesie door een teenknijperreflex op alle vier de voeten.
    2. Plak alle vier de benen vast op het chirurgische platform.
  6. Zet de warmtelamp aan.
  7. Injecteer Atropine (0,01 mg/kg) subcutaan om luchtwegafscheidingen te verminderen.
  8. Injecteer Carprofen (5 mg/kg) subcutaan voor profylactische pijnbestrijding. Als ontstekingsremmende geneesmiddelen niet aanvaardbaar zijn voor het experiment, raadpleeg dan de stappen 3.2.2 en 3.2.3.
  9. Breng glijmiddel oogzalf aan op beide ogen met behulp van een steriel wattenstaafje om te voorkomen dat hoornvliezen drogen tijdens de operatie.
  10. Veeg de nek drie keer in een cirkelvormige beweging afwisselend tussen 70% ethylalcohol gevolgd door Betadine uit het midden van het geschoren gebied naar buiten om de incisieplaats te steriliseren.
  11. Infiltreer de incisielijn s.c. met 0,25% bupivacaïne.
  12. Trek steriele chirurgische handschoenen aan voordat u steriele chirurgische instrumenten en benodigdheden gebruikt.
  13. Leg alle autoclaaf chirurgische instrumenten op een steriel chirurgisch blad.
  14. Snijd drie onafhankelijke 1 inch strengen steriele 7-0 Prolene hechting.
  15. Leg wattenstaafjes en gaas op een chirurgisch laken.
  16. Drapeer de rat met een steriel chirurgisch laken dat alleen het gesteriliseerde nekgebied blootlegt.
  17. Snijd een extra kleine opening in het vel die een deel van de neuskegel blootlegt. Dit is de locatie voor het aftappen van de ballonkatheter tijdens letsel.

2. Operationele procedures

  1. Beoordeel tijdens de hele chirurgische procedure de diepte van de anesthesie door de ademhalingsfrequentie te controleren (de snelheid moet consistent zijn en als normaal worden beschouwd) en door elke 15 minuten teenknijpen. Als de ademhalingsfrequentie toeneemt of er een reactie is op de teenknijper, pauzeer dan chirurgische manipulatie en verhoog isofluraan tot 2,5%.
  2. Stel de gemeenschappelijke halsslagader (CCA) bloot.
    1. Maak een oppervlakkige, rechte, longitudinale halslijnincisie tussen de kaakbotten van de rat. De incisie zal ongeveer 1,5-2 cm lang zijn.
    2. Maak een incisie door het bindweefsel onder de huid totdat de spierlaag wordt blootgesteld. Verplaats de speekselklieren onder de huid om toegang te krijgen tot het spierweefsel.
    3. Scheid het bindweefsel botweg van de spier door een gesloten schaar tussen de spierlaag en het bindweefsel in te brengen en de schaar voorzichtig te openen terwijl u de huid omhoog trekt.
  3. Ontleed de twee zichtbare spieren (sternohyoid en sternomastoid) in de lengterichting langs de linkerkant van de luchtpijp totdat een derde spier (omohyoid) die loodrecht op de twee oppervlakkige spieren loopt, wordt waargenomen.
  4. Gebruik een tang om een venster te creëren dat deze loodrechte spier (omohyoid) scheidt van de longitudinale spier (sternohyoid) die bovenop de luchtpijp loopt. Voer deze scheiding voorzichtig uit om stomp trauma aan de luchtpijp te voorkomen.
  5. Bereik een tang onder de loodrechte spier en snijd om de twee longitudinale spieren te scheiden en de CCA bloot te leggen.
  6. Ontleed de CCA.
    1. Ontleed de CCA in de buurt van de splitsing totdat de interne halsslagader (ICA) en de uitwendige halsslagader (ERK) worden blootgesteld.
    2. Ontleed de superieure schildklierslagader (STA), die vertakt van de ERK.
    3. Gebruik de voorgesneden proleen hechtingen, ligate de STA en de ERK in de buurt van hun respectieve splitsing. Laat het grootste deel van de hechting aan één kant van de knoop en pak elke hechting met een gebogen hemostaat.
    4. Voltooi het ontleden rond de ICA, bereik een tang onder en rond de ICA en gebruik een niet-verpletterende vasculaire klem om distale controle te bereiken. Klem de occipitale slagader samen met de ICA.
    5. Ontleed de CCA proximaal aan de bifurcatie en zorg ervoor dat de nervus vagus van de CCA wordt gescheiden.
    6. Bereik de tang onder en rond de CCA en gebruik een niet-verpletterende vaatklem om proximale controle te bereiken. Plaats de klem minstens 5 mm van de splitsing.
  7. Voer ballonletsel uit.
    1. Manoeuvreer de gebogen hemostaten die elke gestoffeerde slagadertak vasthouden om de splitsing tussen de ERK en de superieure tak bloot te leggen.
    2. Ontleed voorzichtig weefsel bij de bifurcatie en maak vervolgens een arteriotomie-incisie tussen de ERK en de superieure tak met behulp van een microdissectieschaar.
    3. Gebruik een wattenstaafje om al het bloed uit de CCA te duwen en de arteriotomieplaats op te ruimen.
    4. Steek de niet-opgeblazen ballonkatheter door de arteriotomie en ga naar de CCA totdat het proximale uiteinde van de ballon voorbij de bifurcatie is.
    5. Tape katheter aan de neuskegel zodat de ballon niet uit de slagader glijdt tijdens de inflatie.
    6. Blaas de ballon langzaam op tot 5 sferen druk en laat 5 minuten in de CCA staan om arteriële letsel op te wekken. Zorg ervoor dat de druk gedurende de hele 5 minuten constant blijft.
    7. Laat na 5 minuten de ballon leeglopen en verwijder voorzichtig uit de CCA door de arteriotomie.
    8. Spoel de CCA door voorzichtig op de klem van de CCA te knijpen. Verwijder de klem niet.
    9. Ligate de ERK proximaal aan de arteriotomie en verwijder vervolgens de klemmen van de CCA en ICA om de bloedstroom door de CCA naar de ICA te herstellen. Zorg ervoor dat er geen zichtbare bloedingen rond de arteriotomie zijn en dat de CCA pulseert.
  8. Breng 100 μL therapeutisch of Pluronisch gelvoertuig alleen periadventitially langs de gewonde CCA aan. Doe dit door 50 μL aan te brengen op de linkerkant van de CCA en vervolgens 50 μL aan de rechterkant van de CCA om een gelijkmatige coating van de gewonde slagader te garanderen.
  9. Sluit de wondplaats.
    1. Snijd overtollige prolene hechtingen.
    2. Sluit de wond met onderbroken 4-0 of 6-0 vicryllagen langs het bindweefsel.
    3. Werk af met het sluiten van de wond met behulp van 4-0 nylon hechtingen langs de huid.

3. Postoperatieve procedures

  1. Plaats de rat alleen in een schone kooi met de helft van de kooi onder een verwarmingslamp en controleer totdat de rat weer voldoende bij bewustzijn is om de strenge ligfiets te behouden. Bewaar de rat in een aparte kooi totdat het dier volledig alert en mobiel is voordat hij terugkeert naar zijn oorspronkelijke kooi.
  2. Houd de rat de komende drie dagen dagelijks in de gaten en vervolgens drie keer per week tot euthanasie. Euthanasie met behulp van overdosering met isofluraan gevolgd door bilaterale thoracotomie zoals hieronder beschreven.
    1. Gebruik de grimasschaal van het National Centre for the Replacement Refinement & Reduction of Animals in Research (NC3R's) om postoperatieve pijnniveaus te identificeren. Als een dier pijn lijkt te ervaren of een neurologisch compromis lijkt te ontwikkelen, offer dan onmiddellijk op.
    2. Voor dieren die geen carprofen krijgen, dient u acetaminophen 6 mg/ml in hun drinkwater toe 24 uur vóór de operatie tot 48 uur na de operatie. Acetaminophen biedt analgesie met minimale ontstekingsremmende effecten.
    3. Als alternatief kunnen andere analgesiestrategieën met minimale ontstekingsremmende effecten worden gebruikt, zoals buprenorfine of buprenorfine extended release. Raadpleeg het veterinaire team van uw instelling.

4. Weefseloogst en beeldvorming

  1. Twee weken na de operatie euthanaseer de rat door overdosering van anesthesie (5% isofluraan). U ook ratten op een eerder tijdstip euthanaseren om de verschillende aspecten van de arteriële letselrespons te analyseren.
    1. Zodra de ademhaling stopt, voert u bilaterale thoracotomie uit als secundaire euthanasiemethode.
  2. Maak een laterale incisie door de buik en snijd vervolgens naar boven, door het middenrif en ribben, waardoor de borstholte wordt blootgelegd.
  3. Perfuseer en repareer de slagaders.
    1. Plaats een canule van 18 G die via de linkerventrikel aan een zwaartekrachtperfusiefixatiesysteem is bevestigd. Houd een gelijkwaardige druk tussen ratten door de hoogte van het perfusiesysteem ten opzichte van de benchtop te markeren (120 cm hoogte, overeenkomend met 91 ± 3 mmHg).
    2. Klem de canule samen met de ventrikel met behulp van een gebogen hemostaat.
    3. Maak een snede in het rechter atrium, open het vasculaire circuit en begin met perfusie met PBS gevolgd door 2-4% paraformaldehyde (elk ongeveer 250 ml).
    4. Bereid paraformaldehyde verdund in PBS op de offerdag, of hooguit de avond voor het offeren. Als u zich voorbereidt op de dag van het offeren, zorg er dan voor dat paraformaldehyde is afgekoeld tot kamertemperatuur voordat u met de perfusie begint. Bewaar paraformaldehyde bij 4 °C.
  4. Haal na fixatie de linker- en rechter halsslagaders eruit en bewaar bij 4 °C gedurende 2 uur in 2-4% paraformaldehyde.
  5. Breng de slagaders over op 30% sacharose en bewaar 's nachts bij 4 °C.
  6. Na 16-24 uur, embed de slagaders in optimale snijtemperatuur (OCT) compound en bevries OCT-ingebedde slagaderblokken.
    1. Conditie slagaders in OCT bij kamertemperatuur gedurende 10 min. Plaats de slagader evenwijdig aan het vlak van de cryomold gevuld met OCT en markeer de kant van de cryomold waar de arteriële bifurcatie naar toe gericht is. Invriezen in vloeibare stikstof.
    2. Bewaar bevroren blokken op lange termijn bij -80 °C.
  7. Sectie bevroren blokken met behulp van een cryostaat.
    1. Verzamel zes 5 μm dikke arteriële dwarsdoorsneden per dia, waarbij dia 1 begint bij de splitsing.
    2. Sectie bevroren blokken tot hyperplasie niet meer zichtbaar (ongeveer 100 dia's).
  8. Hematoxyline & eosine (H&E)vlekkenglaasjes 18
    1. Zoek het letselgebied door één op de tien dia's langs de hele slagader te beitsen vanaf de splitsing (bijv. dia's 1, 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90 en 100).
    2. Beits extra dia's rond de plaats van verwonding om de dia met piek occlusie te vinden (bijv. dia's 20, 30 en 40 hadden zichtbare hyperplasie, dus vlekken dia's 15, 25, 35 en 45).
    3. Beits en kwantificeer de dia met piek occlusie en equidistant dia's voor en na de piek occlusie dia (bijv. piek occlusie gevonden op dia 35, dan vlekken en kwantificeren dia's 25, 45, enz.) voor een totaal van 3-10 dia's per rat.
  9. Voor beeldvorming van de lichtplaatfluorescentiemicroscopie bewaart u slagaders 's nachts bij 4 °C na fixatie in stap 4.4.
    1. Sondeslagader met 1:500 verdunning van konijn anti-CD31 primair antilichaam in verdunningslichaam (pH 7.4) gedurende 3 dagen. Dan counterstain slagader met 1:500 verdunning van anti-konijn Alexa Fluor 647 secundaire antilichaam gedurende 2 dagen19.
    2. Maak de slagader vrij met iDISCO+20.
    3. Beeld de slagader met behulp van een lichtplaat fluorescentie microscoop21. Afbeeldingen renderen met behulp van software (bijv. Imaris)19.
  10. Kwantificeer neointimale hyperplasie. Voer indien mogelijk op een geblindeerde manier kwantificering uit.
    1. Gebruik ImageJ-software om de omtrek van de intima, interne elastische lamina (IEL) en externe elastische lamina (PALING) van een slagader te traceren op elk van de 3-10 dia's die hierboven zijn bepaald (stap 4.8.3).
    2. Kwantificeer het gebied van elk getraceerd gebied in ImageJ en exporteer deze waarden. Het intima-spoor levert het lumengebied op, het IEL-spoor levert het IEL-gebied op en het PALING-spoor levert het PALING-gebied op.
    3. Gemiddelde van de waarden verkregen uit de 3-10 dia's om de gemiddelde verwonding te krijgen (% occlusie, intima:media (I:M) ratio, neointimale hyperplasie) per rat halsslagader.
      Neointimal Hyperplasie = IEL gebied - Lumen gebied
      figure-protocol-1
      figure-protocol-2

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Figuur 1 toont alle materialen en chirurgische hulpmiddelen die worden gebruikt om deze operatie uit te voeren. Hematoxyline & eosine (H&E) kleuring van twee weken gewonde arteriële dwarsdoorsneden zorgt voor een duidelijke visualisatie van neointimale hyperplasie. Figuur 2 toont representatieve afbeeldingen van H&E-bevlekte slagaderdoorsneden van een gezonde, gewonde en behandelde slagader. Figuur 2 schetst ook hoe het niveau van n...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De rat halsslagader ballon letsel is een van de meest gebruikte en bestudeerde restenosis diermodellen. Zowel het oorspronkelijke ballonletselmodel3 als de gewijzigde drukgecontroleerde segmentale verwondingsvariatie10 hebben veel aspecten van de arteriële letselrespons die ook bij mensen optreedt, geïnformeerd, met als enkele beperkingen dat fibrinerijke trombus zich zelden ontwikkelt en lokale ontsteking minimaal is in vergelijking met andere letselmodellen zoals bij hype...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat er geen belangenconflicten zijn met betrekking tot de publicatie van dit manuscript.

Dankbetuigingen

N.E.B. werd ondersteund door een opleidingsbeurs van het National Institute of Environmental Health Sciences (5T32ES007126-35, 2018) en een predoctorale fellowship van de American Heart Association (20PRE35120321). E.S.M.B. was een KL2-geleerde die gedeeltelijk werd ondersteund door het UNC Clinical and Translational Science Award-K12 Scholars Program (KL2TR002490, 2018) en het National Heart, Lung, and Blood Institute (K01HL145354). De auteurs danken Dr. Pablo Ariel van het UNC Microscopy Services Laboratory voor zijn hulp bij LSFM. Light Sheet Fluorescence Microscopy werd uitgevoerd in het Microscopy Services Laboratory. Het Microscopy Services Laboratory, Department of Pathology and Laboratory Medicine, wordt gedeeltelijk ondersteund door P30 CA016086 Cancer Center Core Support Grant aan het UNC Lineberger Comprehensive Cancer Center.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 mL SyringeFisher14955450
1 mL Syringe with needleBD309626
2 French Fogarty Balloon Embolectomy CatheterEdwards LifeSciences120602F
4-0 Ethilon (Nylon) SutureEthicon Inc662H
4-0 Vicryl SutureEthicon IncJ214H
7-0 Prolene SutureEthicon Inc8800H
70% ethyl alcohol
Anti-Rabbit Alexa Fluor 647Thermo Fisher ScientificA21245
Atropine SulfateVedco Incvoor veterinair gebruik
Cotton SwabsPuritan806-WC
Curved HemostatsFine Science Tools13009-12
Fine Curved ForcepsFine Science Tools11203-25
Fine ScissorsFine Science Tools14090-11
GauzeCovidien2252
IHC-Tek Diluent (pH 7.4)IHC WorldIW-1000
InsufflatorMerit MedicalIN4130
Iodine solution
Lubricating Eye OintmentDechravoor veterinair gebruik
Mayo ScissorsFine Science Tools14010-15
Micro SerrefinesFine Science Tools18055-05
Microdissection ScissorsFine Science Tools15004-08
Micro-Serrefine Clamp Applying ForcepsFine Science Tools18057-14
Needle HolderFine Science Tools12003-15
Pluronic-127 (verdund in steriel water)Sigma-AldrichP244325% bereid
Rabbit Anti-CD31Abcamab28364
RetractorGebogene paperclips werken goed
Rimadyl (Carprofen)Zoetis Incvoor veterinair gebruik
Saline solution
Standard ForcepsFine Science Tools11006-12
Sterile DrapeDynarex4410
T-Pins

Referenties

  1. American Heart Association. Cardiovascular Disease: A Costly Burden for America, Projections Through 2035. American Heart Association CVD Burden Report. , (2017).
  2. Singh, R. B., Mengi, S. A., Xu, Y. J., Arneja, A. S., Dhalla, N. S. Pathogenesis of atherosclerosis: A multifactorial process. Experimental and Clinical Cardiology. 7 (1), 40-53 (2002).
  3. Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Mechanisms of stenosis after arterial injury. Laboratory Investigation. 49 (2), 208-215 (1983).
  4. Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Kinetics of cellular proliferation after arterial injury. I. Smooth muscle growth in the absence of endothelium. Laboratory Investigation. 49 (3), 327-333 (1983).
  5. Sartore, S., et al. Contribution of adventitial fibroblasts to neointima formation and vascular remodeling: from innocent bystander to active participant. Circulation Research. 89 (12), 1111-1121 (2001).
  6. Tanaka, K., et al. Circulating progenitor cells contribute to neointimal formation in nonirradiated chimeric mice. The FASEB Journal. 22 (2), 428-436 (2008).
  7. Henry, M., et al. Carotid angioplasty and stenting under protection. Techniques, results and limitations. The Journal of Cardiovascular Surgery. 47 (5), Torino. 519-546 (2006).
  8. Kounis, N. G., et al. Thrombotic responses to coronary stents, bioresorbable scaffolds and the Kounis hypersensitivity-associated acute thrombotic syndrome. Journal of Thoracic Disease. 9 (4), 1155-1164 (2017).
  9. Jackson, C. L. Animal models of restenosis. Trends in Cardiovascular Medicine. 4 (3), 122-130 (1994).
  10. Shears, L. L., et al. Efficient inhibition of intimal hyperplasia by adenovirus-mediated inducible nitric oxide synthase gene transfer to rats and pigs in vivo. Journal of the American College of Surgeons. 187 (3), 295-306 (1998).
  11. Takayama, T., et al. A murine model of arterial restenosis: technical aspects of femoral wire injury. Journal of Visualized Experiments. (97), (2015).
  12. Zhang, L. N., Parkinson, J. F., Haskell, C., Wang, Y. X. Mechanisms of intimal hyperplasia learned from a murine carotid artery ligation model. Current Vascular Pharmacology. 6 (1), 37-43 (2008).
  13. Jahnke, T., et al. Characterization of a new double-injury restenosis model in the rat aorta. Journal of Endovascular Therapy. 12 (3), 318-331 (2005).
  14. Gregory, E. K., et al. Periadventitial atRA citrate-based polyester membranes reduce neointimal hyperplasia and restenosis after carotid injury in rats. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 307 (10), 1419-1429 (2014).
  15. Buglak, N. E., Jiang, W., Bahnson, E. S. M. Cinnamic aldehyde inhibits vascular smooth muscle cell proliferation and neointimal hyperplasia in Zucker Diabetic Fatty rats. Redox Biology. 19, 166-178 (2018).
  16. Bahnson, E. S., et al. Long-term effect of PROLI/NO on cellular proliferation and phenotype after arterial injury. Free Radical Biology and Medicine. 90, 272-286 (2016).
  17. Gilbert, J. C. W., Davies, M. C., Hadgraft, J. The behaviour of Pluronic F127 in aqueous solution studied using fluorescent probes. International Journal of Pharmaceutics. 40 (1-2), 93-99 (1987).
  18. Tulis, D. A. Histological and morphometric analyses for rat carotid balloon injury model. Methods in Molecular Medicine. 139, 31-66 (2007).
  19. Buglak, N. E., et al. Light Sheet Fluorescence Microscopy as a New Method for Unbiased Three-Dimensional Analysis of Vascular Injury. Cardiovascular Research. , (2020).
  20. Renier, N., et al. iDISCO: a simple, rapid method to immunolabel large tissue samples for volume imaging. Cell. 159 (4), 896-910 (2014).
  21. Ariel, P. UltraMicroscope II - A User Guide. , (2018).
  22. Touchard, A. G., Schwartz, R. S. Preclinical restenosis models: challenges and successes. Toxicologic Pathology. 34 (1), 11-18 (2006).
  23. Xiangdong, L., et al. Animal models for the atherosclerosis research: a review. Protein Cell. 2 (3), 189-201 (2011).
  24. Chen, H., Li, D., Liu, M. Novel Rat Models for Atherosclerosis. Journal of Cardiology and Cardiovascular Sceinces. 2 (2), 29-33 (2018).
  25. Xing, D., Nozell, S., Chen, Y. F., Hage, F., Oparil, S. Estrogen and mechanisms of vascular protection. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 29 (3), 289-295 (2009).
  26. Tulis, D. A. Rat carotid artery balloon injury model. Methods in Molecular Medicine. 139, 1-30 (2007).
  27. Pellet-Many, C., et al. Neuropilins 1 and 2 mediate neointimal hyperplasia and re-endothelialization following arterial injury. Cardiovascular Research. 108 (2), 288-298 (2015).
  28. Wu, B., et al. Perivascular delivery of resolvin D1 inhibits neointimal hyperplasia in a rat model of arterial injury. Journal of Vascular Surgery. 65 (1), 207-217 (2017).
  29. Tan, J., Yang, L., Liu, C., Yan, Z. MicroRNA-26a targets MAPK6 to inhibit smooth muscle cell proliferation and vein graft neointimal hyperplasia. Scientific Reports. 7, 46602(2017).
  30. Pearce, C. G., et al. Beneficial effect of a short-acting NO donor for the prevention of neointimal hyperplasia. Free Radical Biology and Medicine. 44 (1), 73-81 (2008).
  31. Cao, T., et al. S100B promotes injury-induced vascular remodeling through modulating smooth muscle phenotype. Biochimica et Biophysica Acta - Molecular Basis of Disease. 1863 (11), 2772-2782 (2017).
  32. Madigan, M., Entabi, F., Zuckerbraun, B., Loughran, P., Tzeng, E. Delayed inhaled carbon monoxide mediates the regression of established neointimal lesions. Journal of Vascular Surgery. 61 (4), 1026-1033 (2015).
  33. Khurana, R., et al. Angiogenesis-dependent and independent phases of intimal hyperplasia. Circulation. 110 (16), 2436-2443 (2004).
  34. Tsihlis, N. D., Vavra, A. K., Martinez, J., Lee, V. R., Kibbe, M. R. Nitric oxide is less effective at inhibiting neointimal hyperplasia in spontaneously hypertensive rats. Nitric Oxide. 35, 165-174 (2013).
  35. Chen, J., et al. Inhibition of neointimal hyperplasia in the rat carotid artery injury model by a HMGB1 inhibitor. Atherosclerosis. 224 (2), 332-339 (2012).
  36. Mano, T., Luo, Z., Malendowicz, S. L., Evans, T., Walsh, K. Reversal of GATA-6 downregulation promotes smooth muscle differentiation and inhibits intimal hyperplasia in balloon-injured rat carotid artery. Circulation Research. 84 (6), 647-654 (1999).
  37. Becher, T., et al. Three-Dimensional Imaging Provides Detailed Atherosclerotic Plaque Morphology and Reveals Angiogenesis after Carotid Artery Ligation. Circulation Research. 126 (5), 619-632 (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Ballonbeschadiging van de halsslagaderdrukgestuurde ballonbeschadiginglight-sheet fluorescentiemicroscopieanalyse van neointimale hyperplasievasculaire klemtechniekarteriotomie-incisiemethodearteria carotis communishistologische arterieanalysetherapeutische gelapplicatie
Een Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury met Periadventitial Therapeutic Application
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.