Microalgen teelt en biomassa kwantificering in een Fotobioreactor met een tafel schaal met corrosieve rookgas

Summary

Bench-Scale, Axenische teelt vergemakkelijkt microalgal karakterisering en productiviteit optimalisatie voor verdere proces scale-up. Photobioreactoren zorgen voor de nodige controle voor betrouwbare en reproduceerbaar microalgal experimenten en kunnen worden aangepast om microalgen veilig te cultiveren met de corrosieve gassen (CO₂, dus₂, No₂) van gemeentelijke of industriële verbrandingsemissies.

Abstract

Photobioreactoren zijn verlichte teeltsystemen voor experimenten op fototrofische micro-organismen. Deze systemen bieden een steriele omgeving voor de microalgal teelt met temperatuur, pH, en gassamenstelling en debietregeling. Op tafel schaal zijn fotobioreactoren voordelig voor onderzoekers die microalgal-eigenschappen, productiviteit en groei-optimalisatie bestuderen. Bij industriële weegschalen kunnen photobioreactoren de zuiverheid van het product handhaven en de productie-efficiëntie verbeteren. De video beschrijft de voorbereiding en het gebruik van een tafelweegschaal fotobioreactor voor de microalgen teelt, inclusief het veilige gebruik van corrosieve gasingangen, en Details van relevante biomassa metingen en biomassa productiviteits berekeningen. De video illustreert specifiek de opslag van microalgen cultuur en voorbereiding voor inoculatie, fotobioreactor assemblage en sterilisatie, biomassaconcentratie metingen en een logistiek model voor de biomassa-productiviteit van de microalgen met een snelheid berekeningen inclusief maximale en algemene biomassa productiviteiten. Aangezien er steeds meer belangstelling is voor experimenten om microalgen te cultiveren met behulp van gesimuleerde of echte afvalgas emissies, zal de video de aanpassingen van de bioreactor apparatuur omvatten die nodig zijn om met corrosieve gassen te werken en om veilige bemonstering te bespreken in dergelijke scenario's.

Introduction

Photobioreactors zijn nuttig voor gecontroleerde experimenten en de teelt van zuiverder microalgal producten dan kan worden bereikt door open vijvers. Microalgal teelt in Bench-Scale photobioreactoren ondersteunt de ontwikkeling van fundamentele kennis die kan worden gebruikt voor het proces scale-up. Kleine veranderingen in de omgevingsomstandigheden kunnen microbiologische experimenten significant veranderen en de resultaten¹verstellen. Een steriel proces met temperatuur-, pH-en gassparende controle is voordelig voor het bestuderen van microalgal eigenschappen en prestaties onder gevarieerde omstandigheden. Daarnaast kan de controle over de invoer gasconcentraties, temperatuur, Afschuifkracht van mengen en medium pH verschillende soorten ondersteunen die anders een uitdaging vormen om te cultiveren. Photobioreactors kunnen worden uitgevoerd als een batchproces met continue gastoevoer en sparen, of als een chemostat flow-through-systeem met continue gastoevoer en gefiltreerde plus influent en effluent afvalwater toevoer voedingsstoffen. Hier demonstreren we het batchproces met continue gastoevoer en sparen.

Het gebruik van fotobioreactoren behandelt verschillende microalgal teelt-en productie-uitdagingen. Het veld worstelt in het algemeen met bezorgdheid over verontreiniging door andere micro-organismen, efficiënt substraat gebruik (wat vooral belangrijk is in het geval van CO₂ -mitigatie of afvalwaterzuivering)², pH-controle, verlichtings variabiliteit en biomassa-productiviteit³. Fotobioreactoren stellen onderzoekers in staat om een breed scala aan fototroph's te bestuderen in nauw gecontroleerde batch systemen, waarbij zelfs langzaam groeiende soorten worden beschermd tegen roofdieren of concurrerende micro-organismen⁴. Deze batch systemen zijn ook beter in het faciliteren van meer CO₂ -bezettingsgraad en biomassa-productiviteit, omdat ze gesloten systemen zijn die waarschijnlijker zijn in evenwicht met geleverde gassen. Photobioreactor technologie biedt ook pH-controle, waarvan het gebrek de hoge biomassa-productiviteit in eerdere studies⁵heeft belemmerd. Op tafelweegschaal, het niveau van controle aangeboden door fotobioreactoren is voordelig voor onderzoekers. Bij grotere industriële weegschalen kunnen fotobioreactoren worden gebruikt om de zuiverheid van commerciële bioproduct te handhaven en de productie-efficiëntie voor nutraceutische, cosmetische, voedsel-of voeder toepassingen te verbeteren⁶.

Microalgen zijn van groot belang voor de biosequestration van CO₂ omdat ze co₂ snel kunnen repareren als biomassa-koolstof. De meeste antropogene bronnen van CO₂ zijn echter verontreinigd met andere corrosieve en toxische gassen of verontreinigingen (geen_x, dus_x, Co, Hg), afhankelijk van de brandstofbron van het verbrandingsproces. Groeiende belangstelling voor duurzame co₂ -vastlegging heeft de ontwikkeling van bioreactor-technologieën voor de behandeling van co₂-rijke emissies, zoals die van kolen gestookte elektriciteitscentrales (tabel 1), veroorzaakt. Helaas bestaat er een inherent risico op blootstelling van mens en milieu aan de corrosieve en toxische verontreinigingen tijdens onderzoek en opschaling. Als zodanig is het beschrijven van de veilige assemblage en werking van bioreactoren met behulp van corrosieve gassen noodzakelijk en leerzaam.

Deze methode is voor het gebruik van een 2 L tafelweegschaal fotobioreactor voor de groei van microalgen onder zorgvuldig gecontroleerde experimentele omstandigheden. Het protocol beschrijft microalgal opslag, entmateriaal voorbereiding en fotobioreactor Setup en sterilisatie. Naast de basiswerking beschrijft dit werk de microalgen biomassa-metingen en de berekeningen van de biomassa-productiviteit, en de aanpassing van de apparatuur voor de microalgen teelt met corrosieve gassen. Het hieronder beschreven protocol is geschikt voor onderzoekers die meer experimentele controle willen uitoefenen, de groeiomstandigheden van microalgen moeten optimaliseren of een reeks fototrofische microben kunnen omkweken. Bij deze methode worden geen geschikte materialen beschreven voor de teelt van microben die ontvlambare gassen produceren of consumeren (bijvoorbeeld CH₄, H₂, enz.). ⁷.

Protocol

1. veilig gebruik en bemonstering van een fotobioreactor met corrosieve gassen

Opmerking: deze methode beschrijft niet de juiste procedures voor een veilige bemonstering van microalgen culturen die licht ontvlambare gassen produceren of consumeren.

1. Giftig gas beheren als een risico voor de menselijke gezondheid.
   Opmerking: volgens het Chemical Hygiene plan van de Universiteit van Iowa werkten de auteurs samen met de University Fire Safety Coordinator en de University Environmental Health & Safety Industrial Hygiene Officer om een veiligheidsprotocol te ontwikkelen voor het werken met de giftige gassen.
2. Stel een systeem voor het bewaken van toxische gassen in met sensoren voor elk van de giftige gassen die in gebruik zijn. Kalibreer de sensoren volgens de instructies van de fabrikant. Bumptest (Controleer op sensor-en alarm functionaliteit met kalibratiegassen) regelmatig, volgens de instructies van de fabrikant. Zoek de gasmonitor net buiten de dampkap.
3. Voorafgaand aan het begin van een corrosieve gasexperimenten, Informeer het personeel in de buurt van het risico-en alarmsysteem. Informeer ook de juiste lokale hulpverleners. Post borden op laboratorium ingangen die specificeren welke gevaarlijke gassen in gebruik zijn.
   1. Instrueer alle nabijgelegen medewerkers om te evacueren als giftig gas wordt gedetecteerd. Informeer laboratorium toezichthouders en noodhulppersoneel.
      Opmerking: in een stroomstoring zal de gasregelende toren de gasstroom stoppen wanneer deze stroom verliest. Echter, als de kamer Verwarming, ventilatie, en airconditioning (HVAC) systeem of rook afzuigkap naar beneden gaan zonder stroomuitval, dit zal resulteren in lekkende giftige gassen.
4. Model lering van de mogelijke geaccumuleerde concentratie van giftige gassen in de ruimte als de rook afzuigkap zou falen door gebruik te maken van de (AIHA) wiskundige Modeling spreadsheet IH MOD⁸ van de American Industrial hygiëne Association voor elk gas.
   1. Verkrijg de toevoer/afvoer van de kamer, Q, in m³ min^-1 van het bouwen van HVAC-onderhoudspersoneel of HVAC-technicus. Bereken het volume, V, van het laboratorium (L x b x H) in m³. Bereken de verontreinigings frequentie, G, van elk type giftig gas in mg min^-1, met behulp van vergelijking 1 die is aangepast aan de ideale gaswet:
      1
      waarbij P de Fractie van druk is die door het toxische gas wordt uitgeoefend bij 1 ATM (ppm gas/10⁶ ppm), Q-_gas is de debiet van het gas in L min^-1, R is de universele gasconstante (0,082057 L · ATM · mol^-1· K^-1), T is de temperatuur in K en MW is het molecuulgewicht van het gas in g mol^-1.
   2. Gebruik de waarden voor V, Qen G voor elk gas (berekend in stap 1.4.1) in het "goed gemengde kamer model met optie om het genereren en model kamer zuivering te staken" algoritme in de IH mod spreadsheet om de geaccumuleerde kamer gasconcentraties voor elk gas te berekenen over een 1440 min (24 h) simulatieperiode. Vergelijk deze waarden met de blootstellingslimieten (tabel 2)⁹.

2. bereiding van het entmateriaal van de microalgal

1. Bereid de Scenedesmus obliquus inoculum, of andere microalgal soort geselecteerd voor de photobioreactor, vóór het begin van het experiment door het overbrengen van opslag, of cryopreserved of gekweekt op agar media.
   1. Voeg 30 − 50 mL steriel microalgen groeimedium (Triple-stikstofvet Basaal medium [3N-BBM], tabel 3) toe aan een steriele (150 − 250 ml) schud kolf met een schuim stopper.
      Opmerking: tenzij de kolf is spaard, mag slechts een vijfde van het volume van de schud fles worden ingenomen door vloeibare media.
   2. Gebruik een bioveiligheidskast om de steriliteit te behouden bij het overbrengen van cellen naar een schuine of schud kolf. Gebruik voor culturen met agar een steriele lus om microalgen van de agar-plaat of schuin naar de schud kolf te brengen. Voor cryopreserved culturen, geleidelijk ontdooien het cryopreserved monster en spoel weg de cryoprotectant volgens het gekozen protocol¹⁰, vervolgens de cellen toevoegen aan de Shake kolf.
   3. Kweekcellen in 3N-BBM bij 20 − 25 °C onder 16 h:8 h licht: donker en schudden bij 115 − 130 tpm.
   4. Volg de groei van microalgen in de loop van de tijd met behulp van optische dichtheid (OD) metingen (zoals in de paragrafen 5 en 6). Laat de microalgen zijn exponentiële groeifase bereiken (2 − 4 dagen) voordat cellen worden overgebracht naar de fotobioreactor.
      Opmerking: afhankelijk van het doel van het experiment, kunnen de cellen worden gespoeld van kweekmedium (deze studie) en/of geconcentreerd met meerdere centrifugeren stappen voorafgaand aan de inoculatie van de bioreactor.

3. installatie en werking van bioreactor

1. Gebruik de bioreactor (Figuur 1) om temperatuur, pH, roersnelheid, gasstroomsnelheden en debiet van de ingangs oplossing te regelen.
   Opmerking: de bioreactor kan worden gebruikt voor het regelen van de stroom van maximaal vier verschillende invoer oplossingen, gewoonlijk zuur, Base, anti schuim, en substraat.
   1. Bereid 100 mL elk van 1 N NaOH en 1 N HCl en voeg elk toe aan een 250 mL input Solution Bottle. Gebruik secundaire containment voor deze oplossingen.
   2. Sla gemeten invoer oplossingen op in autoclaveerbare afgetopte flessen met DIP-buizen en een ventilatiebuis met een steriel inline luchtfilter. Sluit de DIP-buizen aan op de vier ingangspoorten van de bioreactor met behulp van autoclaveerbare slangen en dompel de DIP-buizen tijdens de bioreactor-bewerking onder in de invoer oplossingen. Geef de 1,6 mm Inside dimeter (ID) autoclaveerbare slang tussen de ingangs oplossingen en hun poorten door afzonderlijke peristaltische pompen die kunnen worden bestuurd door handmatig geselecteerde stroomsnelheden of door feedback van pH-en schuim sondes (in het geval van zuur, basis-en antischuim oplossingen).
2. Kalibreer de fotobioreactor pH-meter vóór Autoclaveren.
   1. Verbind de pH-sonde met de fotobioreactor-besturings toren door de sonde aan de verbindingslijn te monteren en te draaien om te vergrendelen. Gebruik pH 4-en pH 7-buffers om de pH-meter te kalibreren. Wacht totdat de waarden zijn gestabiliseerd voordat de waarde van de pH-meter wordt geaccepteerd.
   2. Koppel de pH-sonde los van het pH-meter snoer dat de sonde met de controle toren verbindt.
   3. Oppervlak steriliseren met 70% ethanol of autoclaaf de sonde met de reactor. Tot autoclaaf, dop de pH-elektrode strak met aluminiumfolie.
      Opmerking: als de sonde is autoclaved, er is een risico van corrosie van de sonde interieur van stoom schade. Deze capping methode garandeert niet volledig schadepreventie.
   4. Voeg 10 mM 4-(2-hydroxyethyl) piperazine-1-ethanesulfoninezuur (HEPES) buffer toe aan het kweekmedium om de pH beter te beheersen.
3. INSERT en Screw gesloten de koude vinger en uitlaat condensor op de bioreactor Hoofdplaat.
4. Plaats de inoculatie poort en schroef stevig op zijn plaats. Voeg een lengte van autoclaveerbare slang toe aan de sectie van de inoculatie poort boven de fotobioreactor Hoofdplaat. Vóór Autoclaveren van de bioreactor, klem de slang gesloten met een autoclaveerbare slangklem.
5. Bevestig de slang met steriele filters aan alle ongebruikte fotobioreactor-poorten.
6. Bevestig zuur-en basis invoer oplossingen aan de bioreactor ingangspoorten via autoclaveerbare slangen. Voeg 1,5 L kweekmedium toe.
7. Autoclaaf de reactor en de bijbehorende input oplossingen voor 30 − 45 min bij 121 °C afhankelijk van het werkvolume.
   Opmerking: als het kweekmedium nadelig wordt beïnvloed door Autoclaveren, voeg dan de media toe na autoclaven onder steriele omstandigheden in een laminaire stroom afzuigkap. Het protocol kan hier worden onderbroken.
   Let op: de reactor zal heet zijn na het verwijderen uit autoclaaf.
8. Bevestig de waaier motor aan de waaier schacht en draai de fitting aan.
9. Regel de LED-lichtpanelen symmetrisch buiten de bioreactor volgens de verlichtingsvereisten.
   1. Meet en noteer vóór het autoclaven de lichtintensiteit met een fotometer. Plaats de verlichtingssterkte sensor in het fotobioreactor-vat en gezicht op de sensor naar de lichtbron.
10. Verbind tot twee gascilinders om de gesimuleerde kolen gestookte elektriciteitscentrales (tabel 1) aan de microalgen in de fotobioreactor te leveren.
    Opmerking: de gasconcentraties die in deze studie werden gebruikt, benade die van de University of Iowa Power plant.
    1. Monteer de verbindingen tussen de gascilinder, gasregulerende toren en fotobioreactor sparende ring. Bevestig de juiste regelventielen die 20 psi uitlaatdruk kunnen uitoefenen op de gascilinders. Bevestig 6 mm ID-drukbestendige slang aan de slang van de regulator-uitgang en bevestig deze met een slangklem. Bevestig het andere uiteinde van de drukbestendige slang aan de gas-regeling van de gasinlaat met behulp van een slangverbinding tot 6 mm stuurpen Quick Connect fitting beveiligd met een slangklem. Sluit de 3,2 mm id-slang aan op de gas-regulerende gasuitlaat met behulp van een andere 6 mm Quick Connect fitting en sluit het andere uiteinde van de Uitlaatslang aan op de sparende ring poort op de kopplaat van bioreactor.
       Opmerking: voor een tweede invoer gas, herhaal stap 3.9.1, maar gebruik een T-vormige slang Barb om de twee ingangs gasleidingen te consolideren tot een enkel deel van de buis dat is aangesloten op de sparend ring poort.
    2. Stel de uitlaatdruk in op 20 psi op elke Gasregelaar en gebruik de bioreactor-interface om experimentele gasstroomsnelheden in te stellen.
       Opmerking: Bereken en Rapporteer het volume van de lucht onder standaardomstandigheden per volume vloeistof per minuut (VVM); Verdeel de volumetrische gasstroom door het kweek volume. Rapport in eenheden per miniute.
11. Bevestig bij het sparen met meer dan één gascilinder de meegeleverde co₂ -concentratie aan de bioreactor met een co₂ -sensor.
    1. Sluit een software (bijv. GasLab) compatibele CO₂ -sensor aan op de USB-poort van een computer. Download de meest recente software die overeenkomt met het CO₂ -sensor model. Open de software en voer het sensor model, het meet tijdsinterval en de duur van de registratie van de meetgegevens in.
    2. Plaats de CO₂ -sensor en de gecombineerde gasstroom buis (voorafgaand aan het aansluiten van de buis met de bioreactor) in een 100 − 250 ml, afgedekt, geventileerd vaartuig (buiten de bioreactor).
       Opmerking: tijdens het experiment kunnen de concentraties van de headspace CO₂ worden gemeten vanaf een van de ventilatiebuizen op de Hoofdplaat van de fotobioreactor.
    3. Start de CO₂ -concentratiemetingen op de gebruikersinterface en wacht tot de metingen op een evenwichts veld worden.
    4. Gebruik de bioreactor gebruikersinterface om de gasstroomsnelheden van elke tank aan te passen tot het gewenste totale debiet (0,1 L min^-1) en co₂ -concentratie (12%) wordt bereikt.
12. Gebruik de functie stirr op de gebruikersinterface van bioreactor om de rotatiesnelheid van de waaier in te stellen. Zorg ervoor dat de mengsnelheid snel genoeg is voor het kweekmedium om de sparged gasbellen te assimileren.
    Opmerking: bepaalde microalgal soorten hebben zwakke celstructuren en zullen worden beschadigd of gescheurd door een hoge schuifkracht.

4. aanpassen van de bioreactor en experimentele Setup voor giftig gas gebruik

Let op: de corrosieve gassen in reëel of gesimuleerd rookgas zijn corrosief en giftig. Deze gassen vormen ernstig risico bij inademing.
Opmerking: deze methode beschrijft geen geschikte materialen voor de veilige teelt van microben die licht ontvlambare gassen produceren of consumeren (d.w.z. methaan, waterstof, enz.).

1. Vervang messing, plastic en standaard slang componenten met corrosiebestendige materialen.
   1. Gebruik roestvrijstaal om op betrouwbare wijze corrosie te weerstaan aan de sterke zuren gevormd door de reactie tussen NO_x of so_x en water. Vervang plastic Quick Connect fittingen bij de gasinlaten en uitgangen op de gasregelende toren met roestvrijstalen Quick Connect fittingen. Gebruik roestvrijstalen regelventielen voor gascilinders inclusief de verbindingsslang in plaats van messing.
   2. Gebruik polytetrafluorethyleen (PTFE) of natuurlijke ethyl vinylacetaat (EVA) buizen om corrosie van NO_x en dus_x gassen (respectievelijk) te weerstaan op de verbindingen tussen de gascilinder en de gasregelende toren en de gasregelende toren naar de fotobioreactor.
2. Monteer na autoclaven de fotobioreactor en gascilinders in een inloop afzuigkap. Plaats de bioreactor op een tafel in de secundaire containment en plaats gascilinders in vrijstaande cilinder halsbanden of een cilinderrek.
3. Na het initiëren van de gasstroom, gebruik een Bubble type vloeistoflekkage detector om te controleren op gaslekken in alle verbindingen tussen de gascilinders en bioreactor. Gebruik een wasfles gevuld met een 1:100 (v:v) verdunning van afwasmiddel: water om de verbinding te bedekken met een kleine stroom zeepoplossing.
   Opmerking: lekkages worden aangegeven door te borrelen bij de aansluitingen.
4. Bij het initiëren van de microalgal experimenten, beginnen gefiltreerde dan pas pH voor de inoculatie (zoals in standaard bioreactor experimenten).
   Opmerking: het bufferen van het kweekmedium tijdens corrosieve gasexperimenten wordt sterk aanbevolen omdat de ingangs gassen sterk zuur zijn.
5. Beënt de fotobioreactor door het bereide microalgal entmateriaal in een steriele spuit te zuigen, de spuit aan te brengen op de slang die aan de inoculatie poort is bevestigd, de inoculatie slangklem te openen en de spuit te deprimerend.
6. Controleer de gasmonitor, gascilinder druk en fotobioreactor tweemaal daags (en voorafgaand aan de bemonstering) op verhoogde niveaus van giftig gas of indicatie van lekkages.
7. Beperk de schuifopening van de dampkap tot een breedte waarmee de bioreactor en de gascilinder regelventielen kunnen worden bereikt. Om blootstelling aan inademing te voorkomen, moet u ervoor zorgen dat de opening geen personeel boven het romp gebied blootstelt.
8. Draai de regelventielen van de gascilinder naar de gesloten positie om de gasstroom naar de reactor te staken. Sluit de dampkap en laat 5 minuten voor de kap de corrosieve gassen evacueren voordat de fotobioreactor cultuur wordt bemonsterd.
9. Steek het monster in de afzuigkap door een kopplaat te openen en een steriele serologische pipet of een teken cultuur in een spuit te gebruiken via de inoculatie/monsternemings poort. Beveilig de fotobioreactor poorten voordat u de gascilinders opent en het experiment hervat.

5. meten van de microalgal biomassa productiviteit

1. Gebruik een kalibratiecurve om microalgal Culture OD₇₅₀ -metingen te koppelen aan gedroogde microalgal biomassa concentraties.
   1. Bereid verschillende (minimum: 4, minimale werkvolume: 500 mL) kolven met steriel microalgal medium en inoculeren met de soorten van belang (bijv., S. obliquus in deze studie).
   2. Meet de cultuur OD₇₅₀ totdat de groei exponentieel is, en onmiddellijk de kolven monster nemen door het filteren van bekende volumes (minimum van 100 ml) van de inhoud met een 0,45 μm filtermembraan van bekende massa. Gebruik overdekte aluminium weeg boten of glazen vaten om de biomassa en filters te ondersteunen als ze worden gedroogd.
   3. Massa de biomassa en filters na drogen gedurende ongeveer 18 − 24 uur in een oven tussen 80 − 100 °C. Om de volledige droging te controleren, meet u opnieuw na 2 − 3 uur om te bepalen of de massa is gestabiliseerd.
   4. Trek de filter massa af van de gecombineerde biomassa en filter massa om de biomassa massa te berekenen.
   5. Plot de ijkcurve als gemeten OD₇₅₀ tegen de biomassaconcentratie (massa van de biomassa gedeeld door het volume van de gefilterde cultuur) en plaats de gegevens in een lineaire regressie.

6. modellering en berekening van de biomassa productiviteit

1. Bereken de biomassa concentraties van experimenten uit OD₇₅₀ -metingen met behulp van de lineaire regressie van de kalibratiecurve (bepaald in punt 5).
2. Fit batch microalgal groeigegevens van lag naar exponentiële naar stationaire fase met een logistieke regressie (vergelijking 2) in grafische en statistiek software (tabel met materialen):
   2
   waar L de maximale biomassaconcentratie waarde van de curve is, is k de relatieve helling van de exponentiële fase (tijd^-1), x_o is de tijd van het middelpunt van de sigmoïdale curve en x is tijd.
   1. Voer de logistieke vergelijking hierboven handmatig in. Selecteer een curve met niet-lineaire regressie passen op het tabblad analyse in de software. Aan de linkerkant van de parameters: niet-lineaire regressie vak, kiest u nieuwe vergelijking maken onder de nieuwe vervolgkeuzelijst. Gebruik de standaard expliciete vergelijking als vergelijkings type, noem de nieuwe functie en definieer de nieuwe functie als Y = L/(1 + exp (-k * (x-b))), waarbij b staat voor x_o.
3. Bereken de totale biomassa-productiviteit van de microalgal batch door het verschil tussen de uiteindelijke en de aanvankelijke biomassa concentraties te delen door het verschil tussen de eind-en begintijden.
4. Bereken de maximale biomassa-productiviteit van de microalgal-partij uit de afgeleide van vergelijking 2 (vergelijking 3) op het middenpunt van de sigmoid, wanneer x = x_o.
   3

Results

Een ijkcurve voor de groene microalgen, S. obliquus, geoogst in de exponentiële fase, werd vastgesteld met od₇₅₀ en gedroogde biomassa concentraties (Figuur 2). De lineaire regressie had een R² -waarde van 0,9996.

Een S. obliquus cultuur werd gestart in een erlenmeyer kolf van 250 ml uit een op een gekoelde agar plaat opgeslagen cultuur. De microalga werd inocculeerd in 3n-BBM met 10 mm Hepes buffer en sparged met 2,2% Co

Discussion

Batch, Axenische bioreactor experimenten met gereguleerde pH, temperatuur, gasstroom en gasconcentratie bevorderen zinvolle resultaten door het elimineren van verontreiniging door niet-doelwit algen stammen en variabiliteit in cultuuromstandigheden. Nauwkeurige pure cultuur groei kinetiek kan ook worden verkregen in de aanwezigheid van corrosieve gassen (CO₂, dus₂, No₂), die als voedingsstoffen dienen, waardoor afvalgassen worden omgezet in een waardevol product zoals diervoeders.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Biostat A bioreactor	Sartorius Stedim		2-liter bioreactor voor microbiële fermentatie; ontworpen om te worden gesteriliseerd; pH-, temperatuur-, gasstroomsnelheidsregeling
Bump test NO2 gas	Grainger	GAS34L-112-5	Calibratiegas voor MultiRAE gasdetector
Bump test O2, CO, LEL gas	Grainger	GAS44ES-301A	Calibratiegas voor MultiRAE gasdetector
Bump test SO2 gas	Grainger	GAS34L-175-5	Calibratiegas voor MultiRAE gasdetector
Corrosiebestendige buizen voor NO2 gas	Swagelok	SS-XT4TA4TA4-6	PTFE Core Hose Smooth Bore X Series—Fiber Braid and 304 SS Braid Reinforcement
Corrosiebestendige buizen voor SO2 gas	QC Supply	120325	Versterkte gevlochten natuurlijke EVA-buis - 1/4" ID
cozIR 100% CO2 meter	Gas Sensing Solutions Ltd.	CM-0121 op CO2meter.com	CO2 meter voor concentraties tot 100%
cozIR 20% CO2 meter	Gas Sensing Solutions Ltd.	CM-0123 op CO2meter.com	CO2 meter voor concentraties tot 20%
Durapore membraanfilter, 0,45 μm	Millipore Sigma	HVLP04700	Hydrofiel, gewoon wit, 47 mm diameter, 0,45 μm poriëngrootte, PVFD membraanfilters
Gascilinderregelaars	Praxair	PRS 40221331-660	Eentraps roestvrijstalen regelaar geconfigureerd voor 0-15 psi uitlaatassemblage diafragmaklep met 1/4" MNPT-draden, roestvrij staal om corrosie door NOx en SOx te weerstaan
Gascilinders	Praxair	Ultra-zero lucht, hoogzuivere CO2 of aangepaste gassamenstelling	Afhankelijk van de studiedoelstellingen
Gasmonitoring- en lekdetectiesysteem	RAE Systems van Honeywell	MAB3000235E020	Gepompt model dat O2, SO2, NO2, CO en LEL detecteert
GasLab software	GasLab	v2.0.8.14	Software voor CO2 meter metingen en datalogging
Slangenfitting	Grainger	Artikelnr. 3DTN3	Gebaten om regelaars aan buizen aan te passen, roestvrij staal om corrosie door NOx en SOx te weerstaan
K30 1% CO2 meter	Senseair	CM-0024 op CO2meter.com	CO2 meter voor concentraties minder dan 1%
LED kweekpanelen	Roleadro	HY-MD-D169-S	Rode & blauwe LED lichtpanelen
Memosens opgeloste zuurstofsonde	Endress+ Hauser	COS22D-19M6/0	Autoclaveerbaar (met voorzorgsmaatregelen) opgeloste zuurstofsonde voor bioreactor
Memosens pH sonde	Endress+ Hauser	CPS71D-7TB41	Autoclaveerbaar (met voorzorgsmaatregelen) pH sonde voor bioreactor
Oven, Isotemp 500 Serie	Fisher Scientific	13246516GAQ	Kleine oven voor het drogen
Prism GraphPad software	GraphPad Software	Versie 7.03 of 8.0.1	Grafische software voor data-organisatie, data-analyse en publicatiekwaliteit grafieken
Stengel naar slangenfitting	Swagelok	SS-4-HC-A-6MTA	Roestvrijstalen slangenconnector, 6 mm buisadapter, 1/4 inch slang ID
Buizen, verdunde zuur/base overdracht	Allied Electronics and Automation	6678441	Silicone TP procesbuizen; 1,6 mm boringsgrootte; 3000 mm lang; Voedingskwaliteit
Buizen, gasoverdracht	Allied Electronics and Automation	6678444	Silicone TP procesbuizen; 3,2 mm boringsgrootte; 3000 mm lang; Voedingskwaliteit