Methodenartikel

Een herziene methode voor het induceren van secundair lymfoedeem in het achterlijf van muizen

DOI:

10.3791/60578

⸱

2 november 2019

 ,  ,  ,  , 
1University of Southern Denmark, 2Department of Plastic Surgery, Odense University Hospital

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit diermodel stelt onderzoekers in staat om statistisch significant secundair lymfoedeem in het achterlijf van muizen te induceren, met een minimumduur van 8 weken. Het model kan worden gebruikt om de pathofysiologie van lymfoedeem te bestuderen en nieuwe behandelingsopties te onderzoeken.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diermodellen zijn van het allergrootste belang bij het onderzoek naar lymfoedeem om de pathofysiologie van de ziekte te begrijpen, maar ook om mogelijke behandelingsopties te onderzoeken. Dit muismodel stelt onderzoekers in staat om significant lymfoedeem te induceren dat ten minste 8 weken duurt. Lymfoedeem wordt geïnduceerd met behulp van een combinatie van gefractioneerde radiotherapie en chirurgische ablatie van lymfe bewegingen. Dit model vereist dat de muizen een dosis van 10 grijze (Gy) straling krijgen voor en na de operatie. Het chirurgische deel van het model omvat de ligatie van drie lymfevaten en de extractie van twee lymfeklieren van de muis-hindledemaat. Toegang hebben tot microchirurgische gereedschappen en een microscoop is essentieel, vanwege de kleine anatomische structuren van muizen. Het voordeel van dit model is dat het resulteert in statistisch significant lymfoedeem, wat een goede basis vormt voor het evalueren van verschillende behandelingsopties. Het is ook een geweldige en gemakkelijk beschikbare optie voor microchirurgische training. De beperking van dit model is dat de procedure tijdrovend kan zijn, vooral als niet van tevoren beoefend. Het model resulteert in objectief kwantificeerbaar lymfoedeem bij muizen, zonder ernstige morbiditeit te veroorzaken en is getest in drie afzonderlijke projecten.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lymfoedeem wordt gekenmerkt door een ophoping van lymfe vloeistof die leidt tot gelokaliseerde zwelling van het weefsel, die voornamelijk optreedt als gevolg van een verstoorde of verstoorde stroom van lymfe vloeistof in de lymfevaten1. De lymfestroom kan worden aangetast of verstoord door infectie, obstructie, letsel of aangeboren defecten in het lymfatische systeem2. Deze etiologieën resulteren in accumulatie van lymfatische vloeistof, wat leidt tot een chronische toestand van ontsteking, wat resulteert in latere fibrose, evenals de afzetting van vetweefsel3. Lymfoedeem kan worden gecategoriseerd als primair of secundair lymfoedeem. Primair lymfoedeem wordt veroorzaakt door ontwikkelingsafwijkingen of genetische mutatie2,4. Secundair lymfoedeem treedt op als gevolg van onderliggende systemische ziekte, chirurgie of trauma2,4. Secundair lymfoedeem is de meest voorkomende vorm van lymfoedeem in de wereld2. In ontwikkelde landen is de meest voorkomende oorzaak van secundair lymfoedeem oncologische therapie zoals adjuvante radiotherapie en lymfeklier dissectie5. Lymfoedeem komt het vaakst voor bij borstkankerpatiënten, maar kan zich ook ontwikkelen bij patiënten met gynaecologische, melanoom, urogenitaal of nekkanker6. Er is gesuggereerd dat van alle vrouwen gediagnosticeerd met borstkanker, 21% lymfoedeem zal ontwikkelen7.

Lymfoedeem kan zowel lichamelijk als psychologisch stressvol zijn voor de patiënt. Patiënten met lymfoedeem hebben een verhoogd risico op infectie5,8,9, slechte kwaliteit van leven en kunnen sociale angst en symptomen van depressie10ontwikkelen. De complicaties van chronisch lymfoedeem leiden tot hoge kosten van zorg en een verhoogde ziektelast9,11. De bevindingen hebben ook gesuggereerd dat lymfoedeem gepaard zou kunnen worden gebracht met een verhoogd risico op overlijden na behandeling van borstkanker12. Conservatief beheer zoals compressie van het getroffen gebied, handmatige lymfedrainage en algemene huidverzorging blijven de eerste lijn benadering. Er is momenteel geen curatieve behandeling6. Hoewel er vooruitgang is geboekt op het gebied van chirurgische en medische therapie, is er nog ruimte voor verbetering. Meer onderzoek, het verstrekken van inzicht in de pathofysiologie en progressie van de ziekte, is nodig om clinici in staat te stellen betere behandelingsopties te bieden voor de patiënten5.

Diermodellen worden in preklinisch onderzoek gebruikt om de pathofysiologie van ziekten te begrijpen en mogelijke behandelingsopties te ontwikkelen. Verschillende lymfoedeem-diermodellen zijn vastgesteld in de kannen13,14, konijnen15, schapen16, varkens17,18 en knaagdieren19,20, 21,22,23,24. Het knaagdier-model lijkt het meest kosteneffectieve model te zijn bij het onderzoeken van de reconstructie van de lymfatische functie, omdat knaagdieren gemakkelijk toegankelijk zijn en relatief laag geprijsd25. De meeste muizen modellen hebben zich geconcentreerd op het induceren van lymfoedeem in de staart van de muizen21,22,23. Het staart model is zeer betrouwbaar, maar de precieze chirurgische techniek voor het induceren van lymfoedeem varieert aanzienlijk in eerder gepubliceerd materiaal. Dit resulteert in schommelingen in de duur en robuustheid van het ontwikkelde lymfoedeem, gepresenteerd in de bekende litteratuur25. Er worden ook verschillende technieken gebruikt voor het induceren van lymfoedeem in het achterledemaat en ze leveren ook wisselende resultaten op, maar het achterlijf model kan vanuit een translationeel perspectief gemakkelijker te begrijpen zijn. Eerdere lymfoedeem-modellen zijn belemmerd door spontane lymfoedeem-resolutie en daarom is een reproduceerbaar en permanent lymfoedeem-model nodig25. Onderzoekers hebben eerder geprobeerd om de dosis van straling te verhogen, om de spontane lymfoedeem resolutie te voorkomen, maar dit heeft vaak geleid tot daaropvolgende ernstige morbiditeit25.

Dit model resulteert in statistisch significant lymfoedeem, zonder ernstige morbiditeit te veroorzaken, door microchirurgie met straling te combineren. Het model is gewijzigd van een eerder chirurgisch model door een dosis bestraling toe te voegen die lymfoedeem induceert, zonder ernstige morbiditeit26te veroorzaken. Het biedt ook een geweldige kans voor microchirurgische training. Toegang hebben tot microchirurgische apparatuur en een microscoop is noodzakelijk, vanwege de kleine anatomische structuren van de muizen. De chirurgische ingreep kan worden uitgevoerd wanneer de gebruiker basis microchirurgische technieken heeft geleerd, zoals het hechten met microchirurgische instrumenten. De operators die deze procedure uitgevoerd alle keek instructievideo's door Acland op de voorwaarden van microchirurgische vaardigheden (1981) en basis microsuture techniek (1985). We raden aan om de chirurgische ingreep 8 − 10 keer te beoefenen voordat u deze in onderzoek gebruikt. Het beoefenen van de procedure zorgt ervoor dat er minder fouten worden gemaakt en dat de procedure efficiënter kan worden uitgevoerd. Wanneer onder de knie, de chirurgische ingreep kan worden uitgevoerd in 45 minuten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dieren werden ondergebracht in de Dierenverzorgings faciliteit van de Universiteit van Zuid-Denemarken volgens de institutionele richtlijnen. Alle procedures waarbij dierproef personen zijn betrokken, zijn goedgekeurd door de Keuringsdienst voor dierproeven, ministerie van milieu en voedsel van Denemarken.

1. bestraling vóór de operatie

Opmerking: de bestraling van pre-chirurgie vindt plaats 7 dagen voor de operatie.

  1. Induceren van anesthesie.
    1. Plaats de muis in een inductie doos en stel de vaporizer in op 3% Isofluraan met een zuurstof debiet van 0,8 − 1,2 L/min om inhalatie anesthesie te induceren.
      Opmerking: als alternatief, injecteerbare anesthetica kan worden gebruikt, maar voor de korte duur van de bestraling inducerende inhalatie anesthesie was voldoende. Voor het verkrijgen van de in dit artikel gepresenteerde resultaten, werden 9 weken oude vrouwelijke C57BL6 muizen gebruikt.
    2. Zorg ervoor dat de muis volledig verdoofd door staart of paw pinch test.
  2. Plaats de muis voor bestraling.
    1. Als volledig verdoofd, beweeg de muis van de inductie doos en plaats deze onder de bron van straling in rugligging en voorzichtig fixeren de achterpoten met tape.
      NB: de muis blijft verdoofd voor de korte duur van de straling.
    2. Plaats een 1,5 mm dik lood kussen om ervoor te zorgen dat alleen het gebied dat ondergaat chirurgie (d.w.z. het cirkelvormig gebied met een diameter van 25 mm rond de knie) wordt bestraald.
  3. Dien een dosis van 10 GY-straling toe met een dosis snelheid van 5,11 Gy/min (100 kVp, 10 mA).
    Let op: veiligheidsmaatregelen moeten worden genomen bij het werken met straling. Tijdens dit experiment werd alle bestraling uitgevoerd in een stralings geïsoleerde ruimte en werd de stralingsbron pas ingeschakeld als alle medewerkers de kamer hadden verlaten en verzegeld.
  4. Plaats de muis terug in de kooi.

2. installatie van de apparatuur

Opmerking: chirurgie moet worden uitgevoerd in een ruimte gewijd aan chirurgische ingrepen. Het operatieve oppervlak moet steriel zijn.

  1. Reinig alle operatieve oppervlakken grondig met 70% ethanol. Draag smoothing en coveralls. Gebruik steriele chirurgische instrumenten en steriele handschoenen.
  2. Anesthesie voorbereiden.
    1. Teken 1 mL fentanyl (0,315 mg/mL), 1 mL midazolam (5 mg/mL) en 2 mL steriel water. Gebruik verschillende spuiten en naalden voor de verschillende componenten.
    2. Meng fentanyl en steriel water door de spuiten langzaam in een steriele glazen buis te legen. Wanneer gemengd, voeg midazolam om de werkoplossing te voltooien.
  3. Bereiden van analgesie.
    1. Trek 0,2 mL buprenorfine (0,3 mg/mL) en 2 mL zoutoplossing op.
    2. Meng de volumes door de spuiten langzaam in een steriele glazen buis te legen om de werkoplossing te voltooien.
  4. Zet de Microscoop aan en zorg dat de verlichting voldoende is en dat de Microscoop goed is afgesteld voor de ogen van de machinist.
    Opmerking: alle chirurgische ingrepen moeten worden uitgevoerd onder een operatiemicroscoop. Een vergrotingsbereik van 4x − 25x volstaat.

3. voorbereiding

  1. Weeg de voor chirurgie van de muis door de muis in een lege container op een gewiste schaal te plaatsen.
  2. Anestheticum toedienen.
    1. Trek 0,1 mL anestheticum per 10 g lichaamsgewicht van de muis op. Injecteer het anestheticum subcutaan als een bolusinjectie.
    2. Laat de muis in een kooi rusten met voldoende beddengoed en onderdak gedurende ongeveer 10 minuten tot volledig verdoofd. Onderzoek de verdoving diepte door het beoordelen van spierontspanning en het uitvoeren van paw of staart knijpen test.
  3. Wanneer volledig verdoofd, scheren de achterpoot gekozen voor de procedure met behulp van elektrische Clippers. Zorg ervoor dat u overtollig haar afveegt.
  4. Zet het verwarmingsapparaat, zoals een verwarmingskussen, aan en dek het af met een chirurgische doek.
  5. Stel de stroom van zuurstof in op 0,8 L/min en verbind deze met een nosecone. Gebruik 100% zuurstof.
    Opmerking: de neuskegel is alleen voor zuurstoftoevoer en niet anesthesie.
  6. Breng oogheelkundige zalf en Injecteer 0,5 ml zoutoplossing subcutaan, bij voorkeur in de Scruff van de muis, om hypovolemie te voorkomen tijdens de operatie.
  7. Plaats de muis voor een operatie.
    1. Plaats de muis op de chirurgische doek in liggende positie. Plaats de neuskegel over de snuit.
    2. Fixeren het uiteinde van de achterpoten zachtjes met tape om te voorkomen dat de muis verschuift tijdens de operatie.
    3. Steriliseren de huid met behulp van alcohol/chloorhexidine of alcohol/Povidon jodium.

4. chirurgie

Notes: in dit voorbeeld is de linker achterledemaat (wanneer de muis in liggende positie wordt weergegeven) gekozen voor de procedure.

  1. Maak een cirkelvormige incisie.
    1. Til de huid met gladde Tang en knip een kleine opening ongeveer 5 mm proximale naar de popliteale Fossa.
    2. Schuif de scherpe schaar in de opening en clip naar de knie zodat de incisie net boven de knie eindigt. Zorg ervoor dat u de onderliggende vaten niet doorprikken door de huid met een tang te tillen tijdens het knippen.
    3. Beweeg de muis naar de liggende positie en blijf vanaf de knie naar de popliteale Fossa clippen totdat de omtrek incisie is voltooid.
  2. Ontleden de huid onder de knie.
    1. Voorzichtig botte ontleden het gebied onder de knie tot een paar millimeter boven de enkel, door het langzaam openen en sluiten van de micro schaar terwijl het optillen van de huid met Tang.
    2. Zorgvuldig Knip de resterende zichtbare verklevingen met behulp van micro schaar. Gebruik regelmatig een steriele zoutoplossing om het weefsel vochtig te houden gedurende de hele procedure.
  3. Ontleden de huid aan de proximale rand van de omtrek incisie zodat deze kan worden teruggetrokken met een elastische oprolmechanisme.
    Opmerking: het oprolmechanisme geeft de machinist een beter zicht op het proximale lymfe vat en voorkomt dat de proximale velg verschuift tijdens de operatie.
  4. Terwijl nog steeds in de liggende positie, draai de achterpoot zachtjes en fixeer het met tape, zodat de ischiatische ader zichtbaar is vanaf het meest proximale punt van het blootgestelde gebied tot het meest distale punt.
  5. Injecteer ongeveer 0,01 mL patent Blue V subcutaan tussen de tweede en derde teen met behulp van een Injectieflacon van 0,5 mL met een 30 G naald. Druk een paar keer zachtjes op de poot om het patent Blue V. Visualiseer de lymfevaten en lymfeklieren door de Microscoop terwijl het patent Blue V de lymfevaten vult.
    Opmerking: als de blauwe kleur van de lymfevaten vervaagt tijdens de procedure, masseer dan zachtjes het poot werk om de opname te bevorderen, in plaats van meer patent Blue V te injecteren. overmatig gebruik van patent Blue V kan leiden tot lekkage en kleuring van het weefsel rond de lymfevaten die kunnen de procedure te compromitteren.
  6. Zoek de belangrijke structuren: de popliteale lymfeklier (PLN), de twee lymfevaten distale naar de lymfeklier (DLV1 en DLV2), en het ene lymfe vat proximale naar de lymfeklier (PLV).
    NB: alle lymfevaten bevinden zich naast de ischiatische ader. Het proximale lymfe vat wordt meestal mediaal in de ader aangetroffen, de twee distale lymfevaten worden mediaal en lateraal aan de ader aangetroffen. De afkortingen van de structuren worden gebruikt in de begeleidende video.
  7. Vergrootglas om de PLV duidelijk te visualiseren en te ligeren met een 10-0 nylon hechtmiddel met micro-naald houder en microforceps. Druk een paar keer op de poot om ervoor te zorgen dat geen patent Blue V proximale aan de hecht passeert.
    Opmerking: het kan nodig zijn om het vet rond de lymfevaten te trimmen.
  8. Herhaal stap 4,7 om de twee distale lymfevaten te ligeren. Druk meerdere malen op de poot om er zeker van te zijn dat geen patent blauwe V proximale passeert aan de ligatuur. Als de lymfevaten in de buurt van de ischiatische ader liggen, probeer dan nog verder te distilleren.
    Opmerking: in dit voorbeeld kan worden gezien dat een van de lymfevaten uitbarst als gevolg van de ligatuur die de lymfestroom belemmert. De lymfevaten zullen vaak verder van de ader afsplitsen.
  9. Verwijder de lymfeklier van de popliteale.
    1. Lokaliseer de lymfeklier van de popliteale en knip een klein gaatje met een micro schaar om er toegang tot te krijgen en verwijder het met microforceps en micro schaar.
      Opmerking: de lymfeklier heeft een glad parelachtig oppervlak in tegenstelling tot het omringende vetweefsel.
    2. Om te testen of het verwijderde weefsel een lymfeklier is, plaatst u het in een reageerbuis gevuld met water.
      Opmerking: als het weefsel bestaat uit vet, het weefsel zal drijven. Als het weefsel een lymfeklier is, zal het naar de bodem zinken.
  10. Verwijder de inguinale vetpad en lymfeklier.
    1. Voordat u het inguinale vetpad verwijdert, moet u een bipolaire coagulator gebruiken om de vaten die door het vet lopen te cauteriseren.
    2. Resect de inguinale Fat pad met behulp van microforceps en micro schaar. Knip de in het vet lopende, door de vetten uitgevoerde, zachtjes. Vervolgens voorzichtig het vetweefsel in het inguinale gebied opnieuw.
      Opmerking: de lymfeklier die zich in het vet bevindt, wordt zelden gekleurd door Patent Blue V en kan moeilijk te onderscheiden zijn van het vet. Het verwijderen van het vetpad in één stuk is de beste manier om ervoor te zorgen dat de lymfeklier is verwijderd.
  11. Spoel het been grondig af met een steriele zoutoplossing en Bevestig door de Microscoop dat kleine haren en deeltjes grondig zijn verwijderd uit het chirurgische gebied om wond besmetting en infectie te voorkomen. Zorg ervoor dat er geen actieve bloeding is.
  12. Hecht de huid randen aan de spier dashboard met een 6-0 nylon hechtdraad met behulp van een tang en naald houder, waardoor een spleet van 2 − 3 mm wordt gebruikt om de oppervlakkige lymfe stroming te beperken.
    Opmerking: de begeleidende video toont een voorbeeld van afgewerkte hechtingen.
  13. Toedienen van analgesie. Trek 0,1 mL analgesie op per 30 g lichaamsgewicht van de muis. Injecteer de analgesie subcutaan als een bolusinjectie.
  14. Weeg de muis voor een vergelijking na de operatie.
  15. Plaats de muis in een kooi in een kast die wordt verwarmd voor herstel.

5. postoperatieve zorg

  1. Geef de muizen individuele kooien om te herstellen na een operatie met water en voedsel ad libitum.
  2. Dien een subcutane bolus dosis van 0,02 mL buprenorfine 3x per dag toe gedurende 3 dagen voor analgesie.
  3. Bewaak het dier dagelijks voor passende wondgenezing, verschijnselen van pijn en infectie. Als er tekenen van infectie aanwezig zijn, gebruik dan antibioticum zalf.

6. bestraling na de operatie

  1. Drie dagen na de operatie herhaalt u de procedure voor bestraling vóór de operatie (stappen 1.1 − 1.4).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze procedure is eerder gebruikt in drie afzonderlijke experimenten. Alle experimenten zijn gemaakt door verschillende lead onderzoekers die allemaal co-auteurs zijn van dit artikel. In alle drie experimenten werd grote zorgvuldigheid in acht genomen om te voldoen aan dezelfde procedure als beschreven in dit protocol. In alle drie de experimenten werd secundair lymfoedeem geïnduceerd in één achterledemaat, terwijl de andere achterledemaat als een controle diende. De volumes van de achter...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Er zijn enkele kritieke stappen in dit protocol. Ten eerste is het belangrijk dat de onderzoekers veiligheidsmaatregelen nemen bij het werken met radioactiviteit. Ten tweede, tijdens het chirurgische deel van dit protocol, is het belangrijk om de procedure te starten zodra de muis is verdoiliseerd en eindig zonder onnodige pauzes. Dit is belangrijk om te voorkomen dat een buitensporig lange chirurgische periode voor het dier en om te voorkomen dat de anesthesie verliest effect tijdens de operatie. Het wordt aanbevolen om...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs bedanken Peter bollen, hoofd van het Biomedische Laboratorium voor het lenen van de apparatuur die nodig is om de beelden te registreren die door de microscopen worden gezien.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
10-0 Nylon sutureS&T12051-10
6-0 Nylon suture - DafilonB BraunC0933112
Coagulator - ICC 50ERBE
Cotton tipped applicatorsYibon medical co
Dissecting forcepsLawton09-0190
Elastic retractorsOdense University Hospital
Electrical clipperAesculapGT420
Fentanyl 0,315 mg/mlMatrix
Heating pad - PhysioSuiteKent Scientific Corp.
Isoflurane 1000mg AttaneScan Vet
Isoflurane vaporizer - PPVPenlon
Micro jewler forcepsLawton1405-05
Micro Needle holderLawton25679-14
Micro scissorsLawton10128-15
Micro tying forcepsLawton43953-10
Microfine U-40 syringe 0,5mlBD328821
Microlance syringe 25gBD
Microlance syringe 27gBD
Midazolam 5 mg/ml (hameln)Matrix
Needle holder - Circle woodLawton08-0065
Non woven swabsSelefa
Opmi pico microscope F170Zeiss
Patent blue V - 25 mg/mlGuerbet
Scissors - JosephBDRH1630
Siemens INVEON multimodality pre-clinical scannerSiemens pre-clinical solutions
Source of radiation - D3100Gulmay
Stata Statistical Software: Release 15StataCorp LLC
Temgesic - 0,2 mgIndivior
Vet eye ointment - viscotearsBausch & Lomb
```

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lawenda, B. D., Mondry, T. E., Johnstone, P. A. S. Lymphedema: a primer on the identification and management of a chronic condition in oncologic treatment. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 59 (1), 8-24 (2009).
  2. Greene, A. K. Epidemiology and morbidity of lymphedema. Lymphedema: Presentation, Diagnosis, and Treatment. Greene, A. K., Slavin, S. A., Brorson, H. , Springer International Publishing. New York, NY. 33-44 (2015).
  3. Hespe, G. E., Nores, G. G., Huang, J. J., Mehrara, B. J. Pathophysiology of lymphedema-Is there a chance for medication treatment? Journal of Surgical Oncology. 115 (1), 96-98 (2017).
  4. Grada, A. A., Phillips, T. J. Lymphedema: Pathophysiology and clinical manifestations. Journal of the American Academy of Dermatology. 77 (6), 1009-1020 (2017).
  5. Chang, D. W., Masia, J., Garza, R. 3rd, Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3 Suppl), 209S-218S (2016).
  6. Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
  7. DiSipio, T., Rye, S., Newman, B., Hayes, S. Incidence of unilateral arm lymphoedema after breast cancer: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Oncology. 14 (6), 500-515 (2013).
  8. Douglass, J., Graves, P., Gordon, S. Self-Care for Management of Secondary Lymphedema: A Systematic Review. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (6), e0004740(2016).
  9. Shih, Y. C. T., et al. Incidence, treatment costs, and complications of lymphedema after breast cancer among women of working age: a 2-year follow-up study. Journal of Clinical Oncology. 27 (12), 2007-2014 (2009).
  10. Ridner, S. H. The psycho-social impact of lymphedema. Lymphatic Research and Biology. 7 (2), 109-112 (2009).
  11. Gutknecht, M., et al. Cost-of-illness of patients with lymphoedema. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 31 (11), 1930-1935 (2017).
  12. Hayes, S., et al. Prevalence and prognostic significance of secondary lymphedema following breast cancer. Lymphatic Research and Biology. 9 (3), 135-141 (2011).
  13. Danese, C. A., Georgalas-Bertakis, M., Morales, L. E. A model of chronic postsurgical lymphedema in dogs' limbs. Surgery. 64 (4), 814-820 (1968).
  14. Das, S. K., Franklin, J. D., O'Brien, B. M., Morrison, W. A. A practical model of secondary lymphedema in dogs. Plastic and Reconstructive Surgery. 68 (3), 422-428 (1981).
  15. Huang, G. K., Hsin, Y. P. An experimental model for lymphedema in rabbit ear. Microsurgery. 4 (4), 236-242 (1983).
  16. Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
  17. Lahteenvuo, M., et al. Growth factor therapy and autologous lymph node transfer in lymphedema. Circulation. 123 (6), 613-620 (2011).
  18. Honkonen, K. M., et al. Lymph node transfer and perinodal lymphatic growth factor treatment for lymphedema. Annals of Surgery. 257 (5), 961-967 (2013).
  19. Wang, G. Y., Zhong, S. Z. A model of experimental lymphedema in rats' limbs. Microsurgery. 6 (4), 204-210 (1985).
  20. Oashi, K., et al. A new model of acquired lymphedema in the mouse hind limb: a preliminary report. Annals of Plastic Surgery. 69 (5), 565-568 (2012).
  21. Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
  22. Cheung, L., et al. An experimental model for the study of lymphedema and its response to therapeutic lymphangiogenesis. BioDrugs : Clinical Immunotherapeutics, Biopharmaceuticals and Gene Therapy. 20 (6), 363-370 (2006).
  23. Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
  24. Tammela, T., et al. Therapeutic differentiation and maturation of lymphatic vessels after lymph node dissection and transplantation. Nature Medicine. 13 (12), 1458-1466 (2007).
  25. Frueh, F. S., et al. Animal models in surgical lymphedema research--a systematic review. Journal of Surgical Research. 200 (1), 208-220 (2016).
  26. Jorgensen, M. G., et al. Quantification of Chronic Lymphedema in a Revised Mouse Model. Annals of Plastic Surgery. 81 (5), 594-603 (2018).
  27. Frueh, F. S., et al. High-resolution 3D volumetry versus conventional measuring techniques for the assessment of experimental lymphedema in the mouse hindlimb. Scientific Reports. 6, 34673(2016).
  28. Biau, D. J., Kerneis, S., Porcher, R. Statistics in brief: the importance of sample size in the planning and interpretation of medical research. Clinical Orthopaedics and Related Research. 466 (9), 2282-2288 (2008).
  29. Korula, P., Varma, S. K., Sunderrao, S. Inhibition of wound contraction by point-to-point adherent splintage. Plastic and Reconstructive Surgery. 95 (4), 725-730 (1995).
  30. Komatsu, E., et al. Lymph Drainage During Wound Healing in a Hindlimb Lymphedema Mouse Model. Lymphatic Research and Biology. 15 (1), 32-38 (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Muizenmodelbestraling van de achterpootlymfatische ligatiemicrosurgische techniekPatent Blue Vverwijdering van lymfeklierenvolume achterpootstatistische analysebestralingsprotocol

Gerelateerde artikelen