Method Article

Hemocompatibiliteittesten van bloedcontactimplantaten in een Flow Loop-model dat menselijke bloedstroom nabootst

DOI:

10.3791/60610

⸱

March 5th, 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Thoracic, Cardiac and Vascular Surgery, University Hospital Tuebingen, 2Acandis GmbH, 3Institute of Biomedical Engineering, University of Stuttgart, 4Institute of Macromolecular Chemistry, Academy of Sciences of the Czech Republic

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol beschrijft een uitgebreide hemocompatibiliteitsevaluatie van bloedcontactapparatuur met behulp van lasergesneden neurovasculaire implantaten. Een flow loop model met vers, gehepariniseerd menselijk bloed wordt toegepast om de bloedstroom na te bootsen. Na perfusie worden verschillende hematologische markers geanalyseerd en vergeleken met de waarden die direct na de bloedafname zijn opgedaan voor hemocompatibiliteitsevaluatie van de geteste apparaten.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het toenemende gebruik van medische hulpmiddelen (bijvoorbeeld vaattransplantaties, stents en hartkatheters) voor tijdelijke of permanente doeleinden die in de bloedsomloop van het lichaam achterblijven, vereist een betrouwbare en multiparametrische aanpak die de mogelijke hematologische complicaties door deze apparaten evalueert (d.w.z. activering en vernietiging van bloedbestanddelen). Uitgebreide in vitro hemocompatibiliteitstests van bloedcontactimplantaten is de eerste stap naar een succesvolle implementatie in vivo. Daarom is uitgebreide analyse volgens de International Organization for Standardization 10993-4 (ISO 10993-4) verplicht voorafgaand aan de klinische toepassing. De gepresenteerde stroomlus beschrijft een gevoelig model om de hemostatische prestaties van stents te analyseren (in dit geval neurovasculair) en bijwerkingen te onthullen. Het gebruik van vers menselijk volbloed en zachte bloedafname zijn essentieel om de preactivering van bloed te voorkomen. Het bloed wordt geperfundeerd door een gehepariniseerde slang die het testmonster bevat met behulp van een peristaltische pomp met een snelheid van 150 mL/min bij 37 °C gedurende 60 min. Voor en na perfusie, hematologische markers (d.w.z. het aantal bloedcellen, hemoglobine, hematocriet en plasmatische markers) die de activering van leukocyten (polymorfoomaat [PMN]-elastase), bloedplaatjes (β-tromboglobine [β-TG]), het stollingssysteem (thombin-antithrombine III [TAT]) en de complementcascade (SC5b-9) worden geanalyseerd. Tot slot presenteren we een essentieel en betrouwbaar model voor uitgebreide hemocompatibiliteitstests van stents en andere bloedcontactapparatuur voorafgaand aan de klinische toepassing.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De in vivo toepassing van implantaten en biomaterialen, die interageren met menselijk bloed, vereist intensieve preklinische tests gericht op het onderzoek van verschillende markers van het hemostatisch systeem. De Internationale Organisatie voor Normalisatie 10993-4 (ISO 10993-4) specificeert de centrale principes voor de evaluatie van bloedcontactapparatuur (d.w.z. stents en vasculaire grafts) en beschouwt het apparaatontwerp, klinisch nut en benodigde materialen1.

Menselijk bloed is een vloeistof die verschillende plasma-eiwitten en cellen bevat, waaronder leukocyten (witte bloedcellen [WBC's]), erytrocyten (rode bloedcellen [RBCs]), en bloedplaatjes, die complexe functies in het menselijk lichaam uitvoeren2. Het directe contact van vreemde materialen met bloed kan nadelige effecten veroorzaken, zoals activering van het immuunsysteem of stollingssysteem, wat kan leiden tot ontsteking of trombotische complicaties en ernstige problemen na implantatie3,4,5. Daarom biedt in vitro hemocompatibiliteitsvalidatie een mogelijkheid voorafgaand aan de implantatie om eventuele hematologische complicaties op te sporen en uit te sluiten die kunnen worden veroorzaakt bij contact van het bloed met een vreemd oppervlak6.

Het gepresenteerde stroomlusmodel werd opgericht om de hemocompatibiliteit van neurovasculaire stents en soortgelijke apparaten te beoordelen door een stroomsnelheid van 150 mL/min in buizen (diameter van 3,2 mm) aan te passen om cerebrale stroomomstandigheden en slagaderdiameters na te bootsen2,7. Naast de behoefte aan een optimaal in vitro model, is de bron van bloed een belangrijke factor bij het verkrijgen van betrouwbare en ongewijzigde resultaten bij het analyseren van hemocompatibiliteit van een biomateriaal8. Het verzamelde bloed moet onmiddellijk na de bemonstering worden gebruikt om veranderingen veroorzaakt door langdurige opslag te voorkomen. In het algemeen moet een zachte verzameling bloed zonder stasis met behulp van een 21 G naald worden uitgevoerd om de vooractivering van bloedplaatjes en de stollingscascade tijdens het tekenen van bloed te minimaliseren. Bovendien, donor uitsluiting criteria omvatten degenen die roken, zwanger zijn, zijn in een slechte staat van gezondheid, of hebben orale anticonceptiva of pijnstillers genomen tijdens de voorgaande 14 dagen.

Deze studie beschrijft een in vitro model voor de uitgebreide hemocompatibiliteittesten van stentimplantaten onder stromingsomstandigheden. Bij het vergelijken van ongecoate stents met fibrine-heparine, weerspiegelen de resultaten van de uitgebreide hemocompatibiliteitstests een verbeterde hemocompatibiliteit van de met fibrine-heparine gecoate stents9. Daarentegen veroorzaken de ongecoate stents activering van de stollingscascade, zoals blijkt uit een toename van thombin-antitrombine III (TAT) concentraties en verlies van bloedplaatjesnummers als gevolg van de hechting van bloedplaatjes aan het stentoppervlak. Over het algemeen wordt aanbevolen om dit hemocompatibiliteitsmodel als preklinische test te integreren om eventuele nadelige effecten op het hemostatische systeem te detecteren die door het apparaat worden veroorzaakt.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De bloedafnameprocedure werd goedgekeurd door de ethische commissie van de medische faculteit van de Universiteit van Tuebingen (projectidentificatiecode: 270/2010BO1). Alle onderwerpen verstrekt schriftelijke, geïnformeerde toestemming voor opname voor deelname.

1. Voorbereiding van heparin-loaded Monovettes

  1. Meng de onverdunde heparine (5.000 IU/mL) met natriumchloride (NaCl, 0,9%) oplossing en bereiden een oplossing met een resulterende concentratie van 15 IE/mL heparine.
  2. Voeg 900 μL van de verdunde heparineoplossing toe aan elke neutrale monovette (9 mL) om na bloedafname een uiteindelijke heparineconcentratie van 1,5 IE/mL te verkrijgen. Bereid drie monovettes per donor plus drie reserve monovettes en bewaar de heparine-loaded monovettes op 4 °C tot bloedafname.

2. Bloedafname

  1. Haal de met heparine geladen monovettes 30 minuten vóór de bloedafname uit de koelkast.
  2. Verzamel een bloedmonster van 27 mL van elke gezonde donor (n = 5) door venipunctie voor de stroomlus. Breng alleen een gladde tourniquet aan om voortijdige activering van de bloedplaatjes en de bloedstollingscascade te voorkomen.
  3. Verzamel bloedmonsters in drie monovettes die 900 μL van de heparineoplossing (1,5 IU/mL) bevatten en bundel alle drie de monovettes in één plastic container om ervoor te zorgen dat alle componenten gelijkmatig worden verdeeld.
  4. Breng het gepoolde heparinized bloed rechtstreeks over in drie verschillende monovettes die EDTA (1,2 mL), citraat (1,4 mL) of een mengsel van citraat, theophylline, adenosine en dipyridamole (CTAD, 2,7 mL) bevatten om basiswaarden te verzamelen. Ga verder met de monsters zoals beschreven in de secties 5−8.
    OPMERKING: Om niet beïnvloed stollingsgedrag te garanderen, moeten donoren de inname van hemostase-beïnvloedende geneesmiddelen (bijvoorbeeld acetylsalcylzuur, naproxen en carbenicillin) in de afgelopen 14 dagen vermijden, evenals orale anticonceptiva en roken.

3. Voorbereiding van de stroomlus

  1. Snijd drie met heparine gecoate polyvinylchloridebuizen met een lengte van 75 cm en een binnendiameter van 3,2 mm. Belaad de buizen met de neurovasculaire lasergesneden implantaten met of zonder de fibrine-heparinecoating. Vergeet niet om een bad gelost als een controle te verlaten.
  2. Plaats het ene uiteinde van de buis in een reservoir gevuld met 0,9% NaCl, sluit de slang aan op de pompkop en steek het andere uiteinde in een meetcilinder.
  3. Pas de instellingen van de peristaltische pomp aan om een stroomsnelheid van 150 mL/min te bereiken met behulp van een timer terwijl u het vulniveau in de meetcilinder controleert.

4. Prestaties van hemocompatibiliteitstests

  1. Gebruik een spuit van 12 mL om de buizen te vullen met bloed. Laat 6 mL bloed soepel in elke buis met een monster of geloste controle.
  2. Vorm een circuit en sluit de buizen stevig met een lengte van 0,5 cm siliconen verbindingsbuizen. Plaats de buizen in een waterbad van 37 °C en start de perfusie gedurende 60 min.

5. Whole Blood Count Analyse

  1. Doe 1,2 mL bloed na bemonstering (baseline) of na perfusie in een monovette met EDTA en omkeer de buis voorzichtig 5x.
  2. Steek de monovette in de bloedanalyzer en voer een bloedtellingsanalyse uit voor elk monster. Vervolgens de monovettes op ijs 15-60 min uitbroeden na de bloedtellingsmeting voor verdere analyse, zoals beschreven in sectie 7.

6. Verzameling van citrate plasma

  1. Vul de monovettes met een citrate met 1,4 mL bloed (vers getrokken of na circulatie) en voorzichtig omkeren 5x.
  2. Centrifugeer de buizen gedurende 18 min bij 1.800 x g bij kamertemperatuur (RT). Aliquot drie 250 μL monsters van de plasmafractie in 1,5 mL reactiebuizen en vries de plasmamonsters in vloeibare stikstof. Bewaar ze op -20 °C tot de analyse.

7. Inzameling van EDTA-plasma

  1. Incubeer de monovettes op ijs gedurende 15-60 min na de bloedtellingsmeting. Centrifugeer vervolgens de buizen gedurende 20 min bij 2.500 x g en 4 °C.
  2. Aliquot drie 250 μL monsters van de plasmafractie in 1,5 mL reactiebuizen na centrifugering en vries de buizen in vloeibare stikstof. Bewaar ze op -80 °C tot de analyse.

8. Verzameling van CTAD Plasma

  1. Vul de monovettes met het CTAD mengsel met 2,7 mL bloed (vers getekend of na incubatie) en voorzichtig omkeren 5x. Daarna, uitbroeden de monovettes op ijs voor 15-60 min. Centrifugeer vervolgens de buizen gedurende 20 min bij 2.500 x g en 4 °C.
  2. Breng 700 μL van de middelste plasmafractie over in een 1,5 mL-reactiebuis en centrifugeer de gevulde reactiebuizen gedurende 20 min bij 2.500 x g en 4 °C.
  3. Aliquot twee 100 μL monsters van de middelste fractie in 1,5 mL reactiebuizen na centrifugering en vries de buizen in vloeibare stikstof. Bewaar ze op -20 °C tot de analyse.
    OPMERKING: De verzameling EDTA-plasma en CTAD-plasma kan samen worden uitgevoerd omdat de bedrijfsomstandigheden hetzelfde zijn.

9. Meting van menselijke TAT van citrate plasma

  1. Ontdooi het citrateplasma in een waterbad van 37 °C.
  2. Gebruik de TAT-enzym-linked Immunosorbent test (ELISA) kit volgens de instructies van de fabrikant. Reconstrueren van de plasmanormen en controle en verdun de wasoplossing, anti-mens-TAT peroxidase (POD)-geconjugeerd antilichaam, en chromogenoplossing. Laat alle reagentia en de microtiterplaat 30 minuten bij RT (15−25 °C) staan voordat u met de test begint.
  3. Pipet 50 μL van de monsterbuffer in elke put van de microtiterplaat en voeg 50 μL van de monsterbuffer (leeg), plasmastandaard, plasmacontrole en onverdund plasmamonster in duplicaten toe aan de putplaat. Sluit de plaat af en incubeer 15 min met zacht schudden bij 37 °C. Was vervolgens de plaat 3x met 300 μL wasoplossing.
  4. Voeg 100 μL van het POD-geconjugeerde anti-mens-TAT-antilichaam toe aan elke put. Sluit de plaat af en incubeer 15 min met zacht schudden bij 37 °C. Was vervolgens de plaat 3x met 300 μL wasoplossing.
  5. Voeg 100 μL van de vers bereide chromogene oplossing toe aan elke put. Sluit de plaat af en incubeer 30 min bij RT.
  6. Verwijder de afdichtingsfolie en voeg aan elke put 100 μL stopoplossing toe. Lees de optische dichtheid (OD) met een fotometer op 490−500 nm. Pas de standaardcurvegegevens als een trendlijn en bereken de concentratie van de monsters.

10. Meting van PMN-elastasase uit Citrate Plasma

  1. Ontdooi het citrateplasma in een waterbad bij 37 °C.
  2. Gebruik de polymorfonucleaire (PMN)-elastasase ELISA kit volgens de instructies van de fabrikant: reconstrueren de PMN-elastase controle en de PMN-elastase standaard om een standaard curve voor te bereiden met behulp van de kit verdunning buffer.
  3. Verdun de wasoplossing volgens de beschrijving van de fabrikant. Laat alle reagentia en de microtiterplaat 30 minuten bij RT achter voordat u met de test begint. Verdun de citrate plasmamonsters tot 1:100 met de verdunningsbuffer.
  4. Voeg 100 μL van de monsterbuffer (blanco), PMN-elastasase standaardcurve (15,6−1.000 ng/mL), PMN-elastase-controles (hoge en lage concentraties) en verdunde plasmamonsters in duplicaten op de putplaat toe. Sluit de plaat af en incubeer 60 min bij RT met zacht schudden. Daarna, was de plaat 4x met 300 μL wasmiddel.
  5. Voeg 150 μL van het enzymgeconjugeerde antilichaam toe aan elke put. Sluit de plaat af en incubeer 60 min bij RT met zacht schudden. Daarna, was de plaat 4x met 300 μL wasmiddel.
  6. Voeg aan elke put 200 μL van de 3,3',5,5'-tetramethylbenzidine (TMB)-substraatoplossing toe. Verzegel de plaat en incubeer bij RT gedurende 20 min in het donker. Verwijder vervolgens de afdichtingsfolie en voeg 50 μL van de stopoplossing aan elke put toe.
  7. Lees de OD met een fotometer op 450 nm met een referentiemeting op 630 nm. Pas de standaardcurvegegevens als een trendlijn en bereken de concentratie van de monsters.

11. Meting van Terminal Complement Complex (TCC) van EDTA Plasma

  1. Ontdooi het EDTA-plasma in een waterbad bij 37 °C en bewaar op ijs na het ontdooien.
  2. Gebruik de complement cascade SC5b-9 ELISA kit volgens de instructies van de fabrikant: verdun de wasoplossing zoals beschreven in het protocol van de fabrikant. Laat alle reagentia en de microtiterplaat 30 minuten bij RT achter voordat u met de test begint. Verdun de EDTA-plasmamonsters tot 1:10 met de verdunningsbuffer van de kit.
  3. Voeg 300 μL wasoplossing toe aan elke put om het oppervlak te hydrateren en aan te zuigen na 2 min. Voeg 100 μL van de monsterbuffer (blanco), SC5b-9-normen, SC5b-9-controles (hoge en lage concentraties) en de verdunde plasmamonsters in duplicaten toe aan de putplaat.
  4. Sluit de plaat af en incubeer 60 min bij RT. Was vervolgens de plaat 5x met 300 μL wasoplossing.
  5. Voeg 50 μL van het enzymgeconjugeerde antilichaam toe aan elke put. Sluit de plaat af en incubeer 30 min bij RT. Was vervolgens de plaat 5x met 300 μL wasoplossing.
  6. Voeg 100 μL van de TMB-substraatoplossing toe aan elke put. Verzegel de plaat en incubeer bij RT gedurende 15 min in het donker.
  7. Verwijder de afdichtingsfolie en voeg aan elke put 100 μL van de stopoplossing toe. Lees de OD met een fotometer op 450 nm. Pas de standaardcurvegegevens als een trendlijn en bereken de concentratie van de monsters.

12. Meting van β-tromboglobuline uit CTAD Plasma

  1. Ontdooi het CTAD-plasma in een waterbad bij 37 °C.
  2. Gebruik de β-tromboglobuline (β-TG) ELISA-kit volgens de instructies van de fabrikant: reconstrueer de β-TG-regeling en de β-TG-norm en verdun de wasoplossing met behulp van gedistilleerde H2O. Rereconstrueer het POD-geconjugeerd antilichaam met behulp van de meegeleverde fosfaatbuffer. Laat alle reagentia en de microtiterplaat 30 minuten bij RT achter voordat u met de test begint.
  3. Bereid de standaardcurve en de besturing volgens de instructies van de fabrikant voor met de meegeleverde fosfaatbuffer. Verdun de CTAD-plasmamonsters tot 1:21.
  4. Voeg 200 μL van de fosfaatbuffer (blanco), β-TG-normen, β-TG-controles (hoge en lage concentraties) en verdunde plasmamonsters in duplicaten toe aan de putplaat. Sluit de plaat af en incubeer 60 min. Daarna was de plaat 5x met 300 μL wasoplossing.
  5. Voeg 200 μL van het enzymgeconjugeerde antilichaam toe aan elke put. Sluit de plaat af en incubeer 60 min. Daarna was de plaat 5x met 300 μL wasoplossing.
  6. Voeg aan elke put 200 μL van de TMB-substraatoplossing toe. Verzegel de plaat en incubeer bij RT gedurende 5 min in het donker. Verwijder de zeehondenfolie en stop de reactie door 50 μL zwavelzuur (H2SO4)aan elke put toe te voegen.
  7. Laat de plaat 15-60 min staan en lees de OD met een fotometer op 450 nm. Pas de standaardcurvegegevens als een trendlijn en bereken de concentratie van de monsters.

13. Monstervoorbereiding voor scanning elektronenmicroscopie

  1. Verwijder het implantaat uit de buis met behulp van tangen en spoel het implantaat kort door het te dompelen in 0,9% NaCl oplossing 3x.
  2. Bewaar glutaraldehydeoplossing (2% glutaraldehyde in fosfaatgebufferde zoutoplossing [PBS-buffer zonder Ca2+/Mg2+]) 's nachts bij 4 °C.
  3. Vervolgens de implantaten in PBS-buffer voor 10 min uitbroeden. Dehydrateer de monsters door ethanol met een toenemende concentratie gedurende 10 min elk te uitbroeden: 40%, 50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 96% en 100%. Bewaar de uitgedroogde monsters in 100% ethanol tot verdere analyse.
  4. Uitvoeren van kritische punt drogen volgens de instructies van het droogapparaat of literatuur10 net voor het scannen van elektronenmicroscopie (SEM).

14. Scanning Electron Microscopie

  1. Bevestig de gedroogde implantaten aan een monsterdrager voor de scanmicroscoop en sputter de monsters met goudpalladium.
  2. Introduceer de gesputteerde implantaten in de monsterkamer. Maak foto's in 100-, 500-, 1.000- en 2.500-voudige vergroting van de gebieden met de representatieve oppervlakte- en celhechting.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kort samengevat, menselijk volbloed werd verzameld in heparine-geladen monovettes vervolgens samengevoegd en gebruikt om de basislijn niveaus van cel tellingen evenals plasmatische hemocompatibiliteit markers te evalueren.

Vervolgens werd de slang met de neurovasculaire implantaatmonsters gevuld en werd het bloed gedurende 60 min geperfundeerd bij 150 mL/min en 37 °C met behulp van een peristaltische pomp. Ook hier werd het aantal cellen in alle groepen geanalyseerd en werden de plasmamonsters...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het gepresenteerde protocol beschrijft een uitgebreide en betrouwbare methode voor het hemocompatibiliteitsonderzoek van bloedcontactimplantaten overeenkomstig ISO 10993-4 in een schuifstroommodel dat de menselijke bloedstroom imiteert. Deze studie is gebaseerd op het testen van lasergesneden neurovasculaire implantaten, maar kan worden uitgevoerd met een verscheidenheid aan monsters. De resultaten tonen aan dat deze methode de brede analyse van verschillende parameters mogelijk maakt, zoals het aantal bloedcellen, preva...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Voor de uitvoering van scanning elektronenmicroscopie bedanken we Ernst Schweizer van de sectie Medical Materials Science and Technology van het Universitair Ziekenhuis Tuebingen. Het onderzoek werd ondersteund door het Ministerie van Onderwijs, Jeugd en Sport van de CR binnen National Sustainability Program II (Project BIOCEV-FAR LQ1604) en door Czech Science Foundation project Nr. 18-01163S.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
aqua ad iniectabiliaFresenius-Kabi, Bad-Homburg, Germany1088813
beta-TG ELISADiagnostica Stago, Duesseldorf, Germany00950
Centrifuge Rotana 460 RAndreas Hettich, Tuttlingen, Germany-
Citrat monovettes (1.4 mL)Sarstedt, Nümbrecht, Germany6,16,68,001
CTAD monovettes (2.7 mL)BD Biosciences, Heidelberg, Germany367562
EDTA monovettes (1.2 mL)Sarstedt, Nümbrecht, Germany6,16,62,001
Ethanol p.A. (1000 mL)AppliChem, Darmstadt, Germany1,31,08,61,611
Glutaraldehyde (25 % in water)SERVA Electrophoresis, Heidelberg, Germany23114.01
Heparin coating for tubesEnsion, Pittsburgh, USA-
Heparin-Natrium (25.000 IE/ 5 mL)LEO Pharma, Neu-Isenburg, GermanyPZN 15261203
Multiplate Reader Mithras LB 940Berthold, Bad Wildbad, Germany-
NaCl 0,9%Fresenius-Kabi, Bad-Homburg, Germany1312813
Neutral monovettes (9 mL)Sarstedt, Nümbrecht, Germany2,10,63,001
PBS buffer (w/o Ca2+/Mg2+)Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany70011044
Peristaltic pump ISM444BCole Parmer, Wertheim, Germany3475
Pipette (100 µL)Eppendorf, Wesseling-Berzdorf, Germany3124000075
Pipette (1000 µL)Eppendorf, Wesseling-Berzdorf, Germany3123000063
Plastic container (100 mL)Sarstedt, Nümbrecht, Germany7,55,62,300
PMN-Elastase ELISADemeditec Diagnostics, Kiel GermanyDEH3311
Polyvinyl chloride tubeSaint-Gobain Performance Plastics Inc., Courbevoie France-
Reaction Tubes (1.5 mL)Eppendorf, Wesseling-Berzdorf, Germany30123328
neurovascular laser-cut implantsAcandis GmbH, Pforzheim01-0011x
SC5b-9 ELISATECOmedical, Buende, GermanyA029
Scanning electron microscopeCambridge Instruments, Cambridge, UK-
Sealing tape (96 well plate)Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany15036
Syringe 10/12 mL Norm-JectHenke-Sass-Wolf, Tuttlingen, Germany10080010
TAT micro kitSiemens Healthcare, Marburg, GermanyOWMG15
Waterbath Type 1083Gesellschaft für Labortechnik, Burgwedel, Germany-

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. ISO. Biological evaluation of medical devices. , ISO 10993-4 (2002).
  2. Weber, M., et al. Blood-Contacting Biomaterials: In Vitro Evaluation of the Hemocompatibility. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 6, 99(2018).
  3. Li, Y., Boraschi, D. Endotoxin contamination: a key element in the interpretation of nanosafety studies. Nanomedicine (Lond). 11 (3), 269-287 (2016).
  4. Cattaneo, G., et al. In vitro investigation of chemical properties and biocompatibility of neurovascular braided implants. Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 30 (6), 67(2019).
  5. Stang, K., et al. Hemocompatibility testing according to ISO 10993-4: discrimination between pyrogen- and device-induced hemostatic activation. Materials Science and Engineering: C Materials for Biological Applications. 42, 422-428 (2014).
  6. van Oeveren, W. Obstacles in haemocompatibility testing. Scientifica (Cairo). , 392584(2013).
  7. Engels, G. E., Blok, S. L., van Oeveren, W. In vitro blood flow model with physiological wall shear stress for hemocompatibility testing-An example of coronary stent testing. Biointerphases. 11 (3), 031004(2016).
  8. Blok, S. L., Engels, G. E., van Oeveren, W. In vitro hemocompatibility testing: The importance of fresh blood. Biointerphases. 11 (2), 029802(2016).
  9. Kaplan, O., et al. Low-thrombogenic fibrin-heparin coating promotes in vitro endothelialization. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 105 (11), 2995-3005 (2017).
  10. JoVE. SEM Imaging of Biological Samples. , Available from: https://www.jove.com/science-education/10492/sem-imaging-of-biological-samples (2019).
  11. Mohan, C. C., Chennazhi, K. P., Menon, D. In vitro hemocompatibility and vascular endothelial cell functionality on titania nanostructures under static and dynamic conditions for improved coronary stenting applications. Acta Biomaterialia. 9 (12), 9568-9577 (2013).
  12. Streller, U., Sperling, C., Hubner, J., Hanke, R., Werner, C. Design and evaluation of novel blood incubation systems for in vitro hemocompatibility assessment of planar solid surfaces. The Journal of Biomedical Materials Research Part B: Applied Biomaterials. 66 (1), 379-390 (2003).
  13. Sanak, M., Jakieła, B., Węgrzyn, W. Assessment of hemocompatibility of materials with arterial blood flow by platelet functional tests. Bulletin of the Polish Academy of Sciences: Technical Sciences. 58 (2), 317-322 (2010).
  14. Krajewski, S., et al. Hemocompatibility evaluation of different silver nanoparticle concentrations employing a modified Chandler-loop in vitro assay on human blood. Acta Biomaterialia. 9 (7), 7460-7468 (2013).
  15. Podias, A., Groth, T., Missirlis, Y. The effect of shear rate on the adhesion/activation of human platelets in flow through a closed-loop polymeric tubular system. Journal of Biomaterials Science, Polymer Edition. 6 (5), 399-410 (1994).
  16. Van Kruchten, R., Cosemans, J. M., Heemskerk, J. W. Measurement of whole blood thrombus formation using parallel-plate flow chambers-a practical guide. Platelets. 23 (3), 229-242 (2012).
  17. Müller, M., Krolitzki, B., Glasmacher, B. Dynamic in vitro hemocompatibility testing-improving the signal to noise ratio. Biomedical Engineering/Biomedizinische Technik. 57, SI-1 Track-D 549-552 (2012).
  18. Ritz-Timme, S., Eckelt, N., Schmidtke, E., Thomsen, H. Genesis and diagnostic value of leukocyte and platelet accumulations around "air bubbles" in blood after venous air embolism. International Journal of Legal Medicine. 111 (1), 22-26 (1998).
  19. Miller, R., et al. Characterisation of the initial period of protein adsorption by dynamic surface tension measurements using different drop techniques. Colloids and Surfaces A: Physicochemical and Engineering Aspects. 131 (1), 225-230 (1998).
  20. van Oeveren, W., Tielliu, I. F., de Hart, J. Comparison of modified chandler, roller pump, and ball valve circulation models for in vitro testing in high blood flow conditions: application in thrombogenicity testing of different materials for vascular applications. International Journal of Biomaterials. , 673163(2012).
  21. Krajewski, S., et al. Preclinical evaluation of the thrombogenicity and endothelialization of bare metal and surface-coated neurovascular stents. AJNR American Journal of Neuroradiology. 36 (1), 133-139 (2015).
  22. Monnink, S. H., et al. Silicon-carbide coated coronary stents have low platelet and leukocyte adhesion during platelet activation. Journal of Investigative Medicine. 47 (6), 304-310 (1999).
  23. Amoroso, G., van Boven, A. J., Volkers, C., Crijns, H. J., van Oeveren, W. Multilink stent promotes less platelet and leukocyte adhesion than a traditional stainless steel stent: an in vitro experimental study. Journal of Investigative Medicine. 49 (3), 265-272 (2001).
  24. Mulvihill, J., Crost, T., Renaux, J. L., Cazenave, J. P. Evaluation of haemodialysis membrane biocompatibility by parallel assessment in an ex vivo model in healthy volunteers. Nephrology Dialysis Transplantation. 12 (9), 1968-1973 (1997).
  25. Nordling, S., Nilsson, B., Magnusson, P. U. A novel in vitro model for studying the interactions between human whole blood and endothelium. Journal of Visualized Experiments. (93), e52112(2014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Hemocompatibility TestingBlood Contacting ImplantsFlow Loop ModelISO 10993 4Stent EvaluationWhole Blood PerfusionPlatelet ActivationCoagulation AnalysisComplement ActivationScanning Electron Microscopy

Related Articles