Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Fecale microbiota-transplantatie en detectie van de prevalentie van IgA-gecoate bacteriën in de darm

3.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/60772

⸱

23 juli 2020

 ,  , 
1Department of Rheumatology and Immunology, West China Hospital, Sichuan University, 2Department of Biomedical Engineering, College of Engineering and Applied Sciences, Nanjing University

In dit artikel

Samenvatting

We hebben een efficiënte manier ontwikkeld om darmbacteriën in drie dagen uit te putten en vervolgens de fecale microbiota te transplanteren via een maagsonde van fecale vloeistof bereid uit verse of bevroren darminhoud bij muizen. We presenteren ook een geoptimaliseerde methode om de frequentie van IgA-gecoate bacteriën in de darm te detecteren.

Samenvatting

Darmmicrobiota spelen een pleiotrope rol in de gezondheid en ziekten van de mens. Fecale microbiota-transplantatie (FMT) is een effectieve methode om de biologische functie van darmbacteriën als geheel of op soortniveau te onderzoeken. Er zijn verschillende FMT-methoden gepubliceerd. Hier presenteren we een FMT-protocol dat de darmmicrobiota binnen enkele dagen met succes uitput, gevolgd door transplantatie van fecale microbiota van verse of ingevroren donordarminhoud naar conventionele muizen. Real-time-PCR wordt toegepast om de werkzaamheid van bacteriële uitputting te testen. Sequencing van het 16S ribosomale RNA (rRNA) wordt vervolgens toegepast om de relatieve abundantie en identiteit van de darmmicrobiota bij ontvangende muizen te testen. We presenteren ook een op flowcytometrie gebaseerde detectiemethode van met immunoglobuline A (IgA) beklede bacteriën in de darm.

Inleiding

Een diverse darmmicrobiota speelt een belangrijke rol bij het handhaven van de homeostase van de gastheer. Dit microbioom helpt bij verschillende fysiologische processen, variërend van de spijsvertering en opname van voedingsstoffen uit voedsel, afweer tegen infectie van ziekteverwekkers, regulering van de ontwikkeling van het immuunsysteem en immuunhomeostase1. Verstoring van de microbiële samenstelling van de darm is in verband gebracht met vele ziekten, waaronder kanker2, auto-immuunziekten3, inflammatoire darmaandoeningen4, neurologische aandoeningen5 en stofwisselingsziekten 6,7. Kiemvrije (GF) muizen zijn krachtige hulpmiddelen in fecale microbiota-transplantatiemodellen om de biologische effecten van microbiota te bestuderen8. De GF-huisvestingsomgeving is echter zeer streng en het uitvoeren van fecale microbiota-transplantatie (FMT) bij deze muizen is duur. Bovendien hebben GF-muizen verschillende barrière- en slijmvlieseigenschappen, die de bacteriële penetratie reguleren, in vergelijking met conventionele muizen9. Deze factoren beperken de brede toepassing van GF-muizen in studies. Een alternatief voor het gebruik van GF-muizen is het uitputten van de microbiota bij conventionele muizen met behulp van een antibioticacocktail gevolgd door FMT. Eerder gerapporteerde FMT-methoden zijn niet goed beschreven en inconsistent; daarom is het noodzakelijk om een haalbaar, efficiënt en reproduceerbaar protocol op te stellen om FMT uit te voeren met conventionele muizen.

Verschillende stappen zijn cruciaal voor een succesvolle FMT. De efficiëntie van de uitputting van de microbiota is de eerste belangrijke stap. Voor uitputting van bacteriën is het gebruik van een enkel breedspectrumantibioticum (bijv. streptomycine10) of een antibioticacocktail (drievoudige of viervoudige antibioticabehandeling) gemeld11,12. De viervoudige antibioticabehandeling, waaronder ampicilline, metronidazol, neomycine en vancomycine, is het meest effectieve regime gebleken en is in verschillende onderzoeken gebruikt 13,14,15. Naast het type antibioticum dat wordt gebruikt, zijn de toedieningsweg, dosering en duur van de antibioticabehandeling van invloed op de werkzaamheid van bacteriële uitputting. Sommige onderzoekers passen antibiotica toe in het drinkwater om bacteriën in het maagdarmkanaal te elimineren15. Het is echter moeilijk om de dosering van antibiotica die elke muis op deze manier krijgt te controleren. Daarom hebben onderzoekers in latere studies muizen gedurende 1-2 weken 12 behandeld met antibiotica via een orale maagsonde12 om een bevredigende uitputting te bereiken. Het langdurig gebruik van antibiotica kan echter problematisch zijn, omdat de antibiotica zelf sommige ziekten in knaagdiermodellen kunnen beïnvloeden16. Daarom zijn snellere en efficiëntere methoden voor de uitputting van de microbiota gerechtvaardigd.

De voorbereiding van fecale vloeistof is een andere belangrijke stap om succesvolle FMT te garanderen. In het maagdarmkanaal varieert de pH van 1 in de maag tot 7 in de proximale en distale darm9. De microbiota in de maag is beperkt door de hoge zuurgraad en bevat Helicobacter pylori17. De proximale darm produceert galzuur voor de lever-darmcirculatie en bevat microbiota die verband houden met de vertering van vet, eiwitten en glucose. Het distale darmkanaal bevat overvloedige anaërobe bacteriën en vertoont een hoge microbiële diversiteit18. Gezien de ruimtelijke heterogeniteit van de darmmicrobiota, is het absoluut noodzakelijk om de darminhoud uit verschillende delen van het darmkanaal te isoleren voor de bereiding van fecale vloeistof. Bovendien zijn andere factoren, waaronder de aard van het donormonster (bijv. vers of ingevroren monster), transplantatiefrequentie en duur cruciaal bij het uitvoeren van FMT. Bevroren ontlasting wordt meestal gebruikt voor het koloniseren van conventionele muizen met menselijke darmmicrobiota19. Daarentegen is FMT met verse ontlasting van dierlijke donoren geschikter en wordt het vaak gebruikt in diermodellen 20,21. De FMT-frequentie en -duur variëren afhankelijk van het experimentele ontwerp en de modellen. In eerdere studies werd FMT dagelijks of om de dag uitgevoerd. De transplantatieduur varieerde van 3 dagen22 tot 5 weken23. Naast de bovenstaande factoren is het handhaven van een aseptische chirurgische omgeving en het gebruik van gesteriliseerde chirurgische instrumenten van cruciaal belang om onverwachte bacteriële besmetting uit de omgeving te voorkomen.

De darmmicrobiota heeft het potentieel om de accumulatie van cellen die immunoglobuline A (IgA) tot expressie brengen, te reguleren. IgA, een overheersend isotype van antilichamen, is van cruciaal belang bij het beschermen van de gastheer tegen infectie door neutralisatie en uitsluiting. IgA met hoge affiniteit wordt getranscytoseerd in het darmlumen en kan aanstootgevende ziekteverwekkers binden en omhullen. Daarentegen kan coating met IgA een kolonisatievoordeel opleveren voor bacteriën24. In tegenstelling tot door ziekteverwekkers geïnduceerd IgA heeft inheems commensale geïnduceerd IgA een lagere affiniteit en specificiteit25. Het aandeel darmbacteriën bedekt met IgA is naar verluidt significant verhoogd bij sommige ziekten25,26. IgA-gecoate bacteriën kunnen een positieve feedbacklus van IgA-productie initiëren27. Daarom kan het relatieve niveau van IgA-gecoate bacteriën de omvang van de ontstekingsreactie in de darm voorspellen. In feite kan deze combinatie worden gedetecteerd via flowcytometrie28. Met behulp van op IgA gebaseerde sortering verwierven Floris et al.27, Palm et al.25 en Andrew et al.29 IgA+ en IgA-fecale bacteriën van muizen en karakteriseerden ze taxa-specifieke gecoate darmmicrobiota via 16S rRNA-sequencing.

In deze studie beschrijven we een geoptimaliseerde methode om darmdominante bacteriën efficiënt uit te putten en conventionele muizen te koloniseren met verse of ingevroren fecale microbiota geïsoleerd uit de inhoud van het ileum en de dikke darm. We demonstreren ook een methode op basis van flowcytometrie om IgA-bindende bacteriën in de darm te detecteren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met de huidige ethische voorschriften voor dierverzorging en -gebruik in China.

OPMERKING: De dieren werden gehuisvest in een specifieke pathogeenvrije (SPF), gecontroleerde omgeving onder 12-uurs licht- en donkercycli bij 25 °C. Voedsel werd bestraald voordat het aan muizen werd gevoerd. Drinkwater en kooien werden voor gebruik geautoclaveerd. Acht weken oude mannelijke C57BL/6J-muizen werden in het onderzoek gebruikt na 1 week acclimatisatie. Ze werden verdeeld in verschillende groepen op basis van het experimentontwerp. Elke groep bestond uit ten minste drie muizen.

1. Uitputting van de darmmicrobiota

  1. Bereiding van antibioticacocktail
    1. Bereid een antibiotische oplossing in steriele fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) met 0,5 mg/ml vancomycinehydrochloride, 1 mg/ml metronidazol, 1 mg/ml ampicilline, natriumzout en 1 mg/ml neomycinesulfaat.
      OPMERKING: Bewaar de antibiotica bij 2-8 °C en vermijd direct licht. Bereid de antibiotische cocktailoplossing vers en gebruik het direct.
  2. Behandelingsregime
    1. Dien gedurende 3 dagen oraal 200 μL bereide antibioticacocktail toe met een #10-naald aan een muis. Houd de muis verticaal in de ene hand terwijl u de andere hand gebruikt om de hoek van de naald aan te passen om te voorkomen dat u de maag bereikt.
      OPMERKING: De muis moet voorzichtig worden gehanteerd om te voorkomen dat hij worstelt, omdat oppervlaktebeschadiging van de slokdarm en maag kan leiden tot ontsteking of de dood.
    2. Voeg antibiotica toe aan het drinkwater in dezelfde concentraties als aangegeven in stap 1.1.1.
    3. Offer drie dagen later de muis door CO2 -verstikking.
    4. Ontleed de buik aseptisch met behulp van steriele instrumenten. Snijd op een afstand van 2 cm van de blindedarm een stuk van 2 cm van het ileum af. Gebruik een steriel pincet om het ene uiteinde van het kanaal af te klemmen en knijp de verse inhoud uit het kanaal in vooraf gewogen buisjes.
    5. Om de inhoud van de blindedarm te verzamelen, snijdt u deze doormidden met een chirurgische schaar. Knijp de inhoud van elke helft van de blindedarm in voorgewogen buisjes.
  3. Evalueer de werkzaamheid van de uitputting van de darmmicrobiota.
    1. Weeg de darminhoud geïsoleerd uit het ileum of de blindedarm van naïeve muizen en met antibioticacocktail behandelde muizen, en extraheer het DNA van de ontlastingsmicrobiota met behulp van een kit volgens de instructies van de fabrikant. Bepaal de DNA-concentratie volgens de formule:

      concentratiemonster (μg/ml) = OD260 x 50
       
    2. Construeer een standaardcurve.
      1. Amplificeer E. Coli-genen met een polymerasekettingreactie (PCR) met behulp van V3-V4-specifieke primers. Predenatureren bij 95 °C gedurende 1 minuut, versterken gedurende 40 cycli van 95 °C gedurende 10 s, 60 °C gedurende 30 s, 72 °C gedurende 30 s.
      2. Construeer een plasmide door het geamplificeerde product te koppelen aan een TA-vector. Kloon de cultuur met een TA-vectorkit volgens de instructies van de fabrikant.
      3. Meet de plasmideconcentratie (ng/μL) op basis van de OD260-waarde zoals beschreven in stap 1.3.1.
        OPMERKING: De eenheid voor plasmideconcentratie verschilt van de eenheid voor DNA-concentratie.
      4. Bereken de kopienummers met behulp van de volgende formule, waarbij MW staat voor molecuulgewicht:

        kopieën in 1 μL = concentratie (ng/μL) x 10-9 x 6,02 x 1023/(MWplasmide x 660)
         
      5. Reconstitueer het plasmide met dubbel gedestilleerd water tot een uiteindelijke concentratie van 40 μg/μl. Bereid een verdunningsreeks van 10x gradiënt voor met acht fasen. Construeer een standaardcurve door de CT-waarde (Y-as) uit te zetten tegen log (kopieert plasmide) (X-as) na PCR-amplificatie, waarbij CT staat voor drempelcyclus voor doelamplificatie. Extraheer de vergelijking uit de grafiek (in dit geval was het y = -3,07x + 45,07, R2 = 0,994).
    3. Amplificeer 1 μl van de DNA-monsters verkregen in stap 1.3.1 geëxtraheerd uit het ileum of blindedarm van een naïeve controlegroep en de antibioticacocktailbehandelingsgroep door middel van real-time PCR zoals beschreven in stap 1.3.2.1. Bereken het aantal kopieën in 1 μl van de DNA-monsters op basis van de standaardcurve in stap 1.3.2.5 en bereken vervolgens het totale aantal kopieën met behulp van de volgende formule:
      Totaal aantal kopieën (per mg) in de gewogen monsters = kopienummers × totaal DNA-volume/begingewicht van het monster
  4. Analyseer het DNA van de microbiota door de 16S rRNA, V3- en V4-regio's te sequencen.

2. Transplantatie van fecale microbiota

  1. Bereiding van fecale vloeistof voor zowel verse als bevroren ontlastingsmonsters
    OPMERKING: Alle instrumenten worden voor gebruik gedrenkt in 75% alcohol om reeds bestaande bacteriële besmetting te voorkomen. Het is van cruciaal belang om besmetting te voorkomen wanneer de inhoud van het ileum en de dikke darm wordt verzameld.
    1. Offer 3-5 donormuizen door CO 2-verstikking.
    2. Verzamel de inhoud van het ileum zoals beschreven in stap 1.2.4.
    3. Om de inhoud in de dikke darm op te vangen, maakt u de eerste incisie bij de anus en snijdt u het bovenste kanaal van 2 cm door. Pak de inhoud uit zoals uitgelegd in stap 1.2.4. Verzamel de monsters in 1 minuut om de blootstelling aan lucht te verminderen.
    4. Verzamel voor bevroren fecale vloeistof de inhoud van het ileum of de dikke darm zoals beschreven in de stappen 2.1.2 en 2.1.3 en vries de inhoud snel in vloeibare stikstof in.
    5. Bewaar monsters in een vriezer van -80 °C tot ze klaar zijn voor gebruik.
  2. Verzamel en weeg de inhoud, voeg verse steriele tubes met kralen toe. Voor bevroren monsters, ontdooi de fecale pellets op ijs voordat u ze weegt.
  3. Voeg steriel PBS toe aan de tube en suspendeer de fecale pellets in PBS (1 ml PBS/0,2 g fecale pellet) met behulp van een injectienaald van 5 ml. Homogeniseer de fecale pellet volledig met kralen en vortex 3x gedurende elk 1 minuut.
  4. Centrifugeer gedurende 3 minuten bij 800 x g en filtreer vervolgens de bovenstaande stoffen door een celzeef van 70 μm te halen. Vang de gefilterde fecale vloeistof op in een steriel buisje en gebruik het onmiddellijk voor FMT.

3. Transplantatieprocedure voor fecale microbiota

  1. Dien gedurende 7 dagen om de dag 200 μL bereide fecale vloeistof toe aan de muizen met een verarmde microbiota via een orale maagsonde. Gavage controlemuizen met 200 μL steriele PBS.
  2. Offer de muizen door CO2 -verstikking en oogst de inhoud van het ileum en de dikke darm volgens de stappen 2.1.2 en 2.1.3. Bewaar monsters bij -80 °C tot verdere verwerking.
  3. Extraheer het microbiota-DNA van de inhoud van het ileum en de dikke darm zoals beschreven in stap 1.3.1. Controleer de samenstelling van de microbiota in de darm van getransplanteerde muizen door middel van 16S rRNA-sequencing.

4. Meting van IgA-gecoate bacteriën

  1. Voorbereiding van het monster
    1. Verzamel 50 mg fecale pellets van donormuizen zoals beschreven in de stappen 2.1.2 en 2.1.3 en incubeer gedurende 1 uur in 1 ml steriel PBS bij 4 °C. Homogeniseer de pellets met een kralenklopper gedurende 5 s.
    2. Centrifugeer de oplossing bij 300 x g gedurende 10 minuten bij 4 °C. Verzamel het bovenstaande na filtratie door een zeef van 70 μm.
      OPMERKING: Vermijd centrifugeren met hoge snelheid.
    3. Voeg 5 μl van het bovenstaande toe aan 1 ml 1% runderserumalbumine (BSA) in PBS (FACS-buffer). Pellet op 8.000 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C en gooi het bovenstaande weg.
    4. Resuspendeer de pellet in 1 ml FACS-buffer, centrifugeer gedurende 5 minuten bij 8.000 x g bij 4 °C en gooi het bovenstaande weg.
      OPMERKING: Het volume dat hier wordt gebruikt, moet mogelijk worden geoptimaliseerd. Te veel van het bovenstaande in deze stap kan het positieve signaal van IgA-gecoate bacteriën maskeren.
    5. Resuspendeer de pellet in 100 μl PBS met 10% geitenserum en incubeer op ijs of bij 4 °C gedurende 30 min. Voeg 1 ml FACS-buffer toe aan de buis en centrifugeer bij 8.000 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C tot pellets.
  2. Flowcytometrie
    1. Resuspendeer de in stap 4.1.5 verkregen pellet met 200 μl FACS-buffer die biotine-anti-muis IgA-antilichaam (1:100) en APC-geconjugeerd anti-biotine-antilichaam (1:100) bevat en incubeer gedurende 30 minuten bij 4 °C.
    2. Voeg 1 ml FACS-buffer toe aan de buis en centrifugeer 5 minuten bij 8.000 x g bij 4 °C. Gooi het bovenstaande weg.
    3. Kleur de pellet uit stap 4.2.2 door 200 μl FACS-buffer met groene fluorescerende nucleïnezuurkleuring (1:200) toe te voegen en incubeer gedurende 5 minuten bij 4 °C.
    4. Voeg 1 ml FACS-buffer toe en centrifugeer bij 8.000 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C om te pelleteren.
    5. Resuspendeer de pellet in 250 μL FACS-buffer vóór de meting.
    6. Verkrijg de gegevens met behulp van een flowcytometer en analyseer deze met behulp van FlowJo-software.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het FMT-schema dat in dit onderzoek is gebruikt, wordt geschetst in figuur 1. Na behandeling met de antibioticacocktail werd de efficiëntie van de uitputting van de darmmicrobiota geanalyseerd door de sequentiebepaling van het 16S rRNA-gebied. We ontdekten 196 soorten in het ileum van naïeve muizen, terwijl een 3-daagse antibioticabehandeling de bacteriesoorten snel terugbracht tot 35 (Figuur 2A). Er werden acht soorten gedetect...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Antibiotica die bij de uitputtingsprocedure worden gebruikt, hebben verschillende antibacteriële eigenschappen. Vancomycine is specifiek voor grampositieve bacteriën30. Orale doxycycline kan significante veranderingen in de samenstelling van de darmmicrobiota veroorzaken bij vrouwelijke C57BL/6NCrl-muizen31. Neomycine is een breedspectrum antibioticum dat zich richt op de meeste darmbacteriën32. Het voorkomt echter g...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd uitgevoerd onder de sponsor van het uitstekende interdisciplinaire project van het West China Hospital, de Universiteit van Sichuan (Grant Nr: ZYJC18024) en de National Natural Science Foundation of China (Grant: 81770101 en 81973540).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
5 mL spuitnaaldSheng guang biotech5mL
70 µm celzevenerBD biosciences352350
Ampicillin natriumzoutAMERESCO0339
APC StreptavidinBD biosciences554067
Biotine anti-muis IgA antilichaamBiolegend407003
Rundserum albumine (BSA)SigmaB2064-50G
C57BL/6J muizenChengdu Dashuo
CO2Xiyuan biotech
E.Coil genoom DNATsingKe
Eppendorf buisjesAxygenMCT150-C
Fast DNA ontlasting mini HandleidingQIAGEN51604
MetronidazolShyuanyeS17079-5g
Neomycin sulfaatSIGMAN-1876
Orale sondenaadYuke biotech10#
pClone007 Veelzijdige eenvoudige TA vector kitTsingKe007VS
Fosfaat Buffer Saline (PBS)HycloneSH30256
Precellys lysing kitPrecellysKT03961-1-001.2
RT PCR SYBR MIXVazymeQ411-01
SYTO BC groen fluorescerende nucleïnezuurvlekThermo fisher scientificS34855
V338 F primerTsingKeACTCCTACGGGAGGCAGCAG
V806 R primerTsingKeGGACTACHVGGGTWTCTAAT
Vancomycine hydrochlorideSigmaV2002
Apparatuur
BD FACSCalibur flow cytometerBD biosciences
Bead beater vortxScilogex
BIORAD CFX ConnectBIORAD
Centrifuge machineEppendorf
Illumina MiSeqIllumina
Nanodrop nucleïnezuurmetingsapparaatThermo fisher scientific
Chirurgische instrumentenYuke biotech
Software
Adobe Illustrator CC 2015Versie 2015
BIORAD CFX qPCR SOFTWARE
FlowJo software
Graphpad prism 7
Database
Silva (SSU132) 16S rRNA database

Referenties

  1. Honda, K., Littman, D. R. The microbiota in adaptive immune homeostasis and disease. Nature. 535 (7610), 75-84 (2016).
  2. Weng, M. T., et al. Microbiota and gastrointestinal cancer. Journal of the Formosan Medical Association. 118 (1), 32-41 (2019).
  3. Lee, Y. K., Menezes, J. S., Umesaki, Y., Mazmanian, S. K. Proinflammatory T-cell responses to gut microbiota promote experimental autoimmune encephalomyelitis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108, Suppl 1 4615-4622 (2011).
  4. Lankelma, J. M., Nieuwdorp, M., de Vos, W. M., Wiersinga, W. J. The gut microbiota in internal medicine: implications for health and disease. Netherlands Journal of Medicine. 73 (2), 61-68 (2015).
  5. Soto, M., et al. Gut microbiota modulate neurobehavior through changes in brain insulin sensitivity and metabolism. Molecular Psychiatry. 23, 2287-2301 (2018).
  6. Turnbaugh, P. J., et al. An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest. Nature. 444 (7122), 1027-1031 (2006).
  7. Le Roy, T., et al. Intestinal microbiota determines development of non-alcoholic fatty liver disease in mice. Gut. 62 (12), 1787-1794 (2013).
  8. Anhe, F. F., et al. Treatment with camu camu (Myrciaria dubia) prevents obesity by altering the gut microbiota and increasing energy expenditure in diet-induced obese mice. Gut. 68 (3), 453-464 (2019).
  9. Reikvam, D. H., et al. Depletion of murine intestinal microbiota: effects on gut mucosa and epithelial gene expression. PLoS ONE. 6 (3), 17996(2011).
  10. Bao, H. D., et al. Alterations in the diversity and composition of mice gut microbiota by lytic or temperate gut phage treatment. Applied Microbiology and Biotechnology. 102 (23), 10219-10230 (2018).
  11. Ishikawa, D., et al. The Microbial Composition of Bacteroidetes Species in Ulcerative Colitis Is Effectively Improved by Combination Therapy With Fecal Microbiota Transplantation and Antibiotics. Inflammatory Bowel Diseases. 24 (12), 2590-2598 (2018).
  12. Samuelson, D. R., et al. Alcohol-associated intestinal dysbiosis impairs pulmonary host defense against Klebsiella pneumoniae. PLoS Pathogens. 13 (6), 1006426(2017).
  13. Cho, Y., et al. The Microbiome Regulates Pulmonary Responses to Ozone in Mice. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 59 (3), 346-354 (2018).
  14. Kang, C., et al. Gut Microbiota Mediates the Protective Effects of Dietary Capsaicin against Chronic Low-Grade Inflammation and Associated Obesity Induced by High-Fat Diet. MBio. 8 (3), (2017).
  15. Kaliannan, K., Wang, B., Li, X. Y., Kim, K. J., Kang, J. X. A host-microbiome interaction mediates the opposing effects of omega-6 and omega-3 fatty acids on metabolic endotoxemia. Scientific Reports. 5, 11276(2015).
  16. Dapito, D. H., et al. Promotion of hepatocellular carcinoma by the intestinal microbiota and TLR4. Cancer Cell. 21 (4), 504-516 (2012).
  17. Hold, G. L., Hansen, R. Impact of the Gastrointestinal Microbiome in Health and Disease: Co-evolution with the Host Immune System. Current Topics in Microbiology and Immunology. 421, 303-318 (2019).
  18. Suzuki, T. A., Nachman, M. W. Spatial Heterogeneity of Gut Microbial Composition along the Gastrointestinal Tract in Natural Populations of House Mice. PLoS ONE. 11 (9), 0163720 (2016).
  19. McDonald, J. A. K., et al. Inhibiting Growth of Clostridioides difficile by Restoring Valerate, Produced by the Intestinal Microbiota. Gastroenterology. 155 (5), 1495-1507 (2018).
  20. Ramai, D., Zakhia, K., Ofosu, A., Ofori, E., Reddy, M. Fecal microbiota transplantation: donor relation, fresh or frozen, delivery methods, cost-effectiveness. Annals of Gastroenterology. 32 (1), 30-38 (2019).
  21. Hu, J., et al. Standardized Preparation for Fecal Microbiota Transplantation in Pigs. Frontiers in Microbiology. 9, 1328(2018).
  22. Tian, H. L., et al. Treatment of Slow Transit Constipation With Fecal Microbiota Transplantation: A Pilot Study. Journal of Clinical Gastroenterology. 50 (10), 865-870 (2016).
  23. Wong, S. H., et al. Gavage of Fecal Samples From Patients with Colorectal Cancer Promotes Intestinal Carcinogenesis in Germ-free and Conventional Mice. Gastroenterology. 153 (6), 1621-1633 (2017).
  24. Macpherson, A. J., Yilmaz, B., Limenitakis, J. P., Ganal-Vonarburg, S. C. IgA Function in Relation to the Intestinal Microbiota. Annual Review of Immunology. 26 (36), 359-381 (2018).
  25. Palm, N. W., et al. Immunoglobulin a coating identifies colitogenic bacteria in inflammatory bowel disease. Cell. 158 (5), 1000-1010 (2014).
  26. Asquith, M., et al. Perturbed mucosal immunity and dysbiosis accompany clinical disease in a rat model of spondyloarthritis. Arthritis Rheumatology. 68 (9), 2151-2162 (2016).
  27. Fransen, F., et al. BALB/c and C57BL/6 Mice Differ in Polyreactive IgA Abundance, which Impacts the Generation of Antigen-Specific IgA and Microbiota Diversity. Immunity. 43 (3), 527-540 (2015).
  28. Bunker, J. J., et al. Innate and Adaptive Humoral Responses Coat Distinct Commensal Bacteria with Immunoglobulin A. Immunity. 43 (3), 541-553 (2015).
  29. Kau, A. L., et al. Functional characterization of IgA-targeted bacterial taxa from undernourished Malawian children that produce diet-dependent enteropathy. Science Translational Medicine. 7 (276), 224(2015).
  30. Serri, A., Mahboubi, A., Zarghi, A., Moghimi, H. R. PAMAM-dendrimer Enhanced Antibacterial Effect of Vancomycin Hydrochloride Against Gram-Negative Bacteria. Journal of Pharmaceutical Sciences. 22 (1), 10-21 (2018).
  31. Boynton, F. D. D., Ericsson, A. C., Uchihashi, M., Dunbar, M. L., Wilkinson, J. E. Doxycycline induces dysbiosis in female C57BL/6NCrl mice. BMC Research Notes. 10 (1), 644(2017).
  32. Le Bastard, Q., et al. Fecal microbiota transplantation reverses antibiotic and chemotherapy-induced gut dysbiosis in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6219(2018).
  33. Harris, V. C., et al. Effect of Antibiotic-Mediated Microbiome Modulation on Rotavirus Vaccine Immunogenicity: A Human, Randomized-Control Proof-of-Concept Trial. Cell Host Microbe. 24 (2), 197-207 (2018).
  34. Nakamura, S., et al. Antimicrobial susceptibility of Clostridium difficile from different sources. Microbiology and Immunology. 26 (1), 25-30 (1982).
  35. Robertson, S. J., et al. Comparison of Co-housing and Littermate Methods for Microbiota Standardization in Mouse Models. Cell Reports. 27 (6), 1910-1919 (2019).
  36. Chagwedera, D. N., et al. Nutrient Sensing in CD11c Cells Alters the Gut Microbiota to Regulate Food Intake and Body Mass. Cell Metabolism. 30 (2), 364-373 (2019).
  37. Truax, A. D., et al. The Inhibitory Innate Immune Sensor NLRP12 Maintains a Threshold against Obesity by Regulating Gut Microbiota Homeostasis. Cell Host Microbe. 24 (3), 364-378 (2018).
  38. Li, Y., et al. Gut microbiota dependent anti-tumor immunity restricts melanoma growth in Rnf5(-/-) mice. Nature Communications. 10, 16(2019).
  39. Tian, Z., et al. Beneficial Effects of Fecal Microbiota Transplantation on Ulcerative Colitis in Mice. Digestive Diseases and Sciences. 61 (8), 2262-2271 (2016).
  40. Tang, G., Yin, W., Liu, W. Is frozen fecal microbiota transplantation as effective as fresh fecal microbiota transplantation in patients with recurrent or refractory Clostridium difficile infection: A meta-analysis. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 88 (4), 322-329 (2017).
  41. Satokari, R., Mattila, E., Kainulainen, V., Arkkila, P. E. Simple faecal preparation and efficacy of frozen inoculum in faecal microbiota transplantation for recurrent Clostridium difficile infection--an observational cohort study. Alimentary Pharmacology and Therapeutics. 41 (1), 46-53 (2015).
  42. Takahashi, M., et al. Faecal freezing preservation period influences colonization ability for faecal microbiota transplantation. Journal of Applied Microbiology. 126 (3), 973-984 (2019).
  43. Wos-Oxley, M. L., et al. Comparative evaluation of establishing a human gut microbial community within rodent models. Gut Microbes. 3 (3), 234-249 (2012).
  44. Le Roy, T., et al. Comparative Evaluation of Microbiota Engraftment Following Fecal Microbiota Transfer in Mice Models: Age, Kinetic and Microbial Status Matter. Frontiers in Microbiology. 9, 3289(2018).
  45. Wrzosek, L., et al. Transplantation of human microbiota into conventional mice durably reshapes the gut microbiota. Scientific Reports. 8 (1), 6854(2018).
  46. Staley, C., et al. Stable engraftment of human microbiota into mice with a single oral gavage following antibiotic conditioning. Microbiome. 5 (1), 87(2017).
  47. Cao, H., et al. Dysbiosis contributes to chronic constipation development via regulation of serotonin transporter in the intestine. Scientific Reports. 7 (1), 10322(2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Darmmicrobiotabacteri le uitputtingflowcytometrie16S rRNA sequencingreal time PCRdarmbacteri nmicrobiota transplantatieprotocolmuismodel
Video binnenkort beschikbaar
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.