Het doel van dit artikel is het beschrijven van een verfijnde methode van intubatie van de laboratoriummuis. De methode is niet-invasief en daarom ideaal voor studies die seriële controle van de ademhalingsfunctie en/of instillatie van behandelingen in de long vereisen.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Herhaalde Orotracheale intubatie bij muizen
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
De literatuur beschrijft verschillende methoden voor muisintubatie die ofwel visualisatie van de glottis door de mondholte of incisie in de ventrale nek vereisen voor directe bevestiging van canuleplaatsing in de luchtpijp. De relatieve moeilijkheid of het weefseltrauma dat door dergelijke procedures aan het onderwerp wordt veroorzaakt, kan een belemmering vormen voor het vermogen van een onderzoeker om longitudinale studies uit te voeren. Dit artikel illustreert een techniek waarbij fysieke manipulatie van de muis na het gebruik van een ontharingsom om haar te verwijderen uit de ventrale nek maakt transcutane visualisatie van de luchtpijp voor orotracheale intubatie ongeacht de mate van de huid Pigmentatie. Deze methode is onschadelijk voor het onderwerp en gemakkelijk bereikt met een beperkt begrip van murine anatomie. Deze verfijnde aanpak vergemakkelijkt herhaalde intubatie, wat nodig kan zijn voor het monitoren van de progressie van de ziekte of de instillatie van behandelingen. Het gebruik van deze methode kan leiden tot een vermindering van het aantal dieren en technische vaardigheden die nodig zijn om de longfunctie te meten in muismodellen van ademhalingsziekten.
Inleiding
De laboratoriummuis is een gemeenschappelijk diermodel voor menselijke ademhalingsziekte. Zo zijn er verschillende gepubliceerde methoden voor muisintubatie met het oog op zowel instillatie van behandelingen als meting van ademhalingsmechanica. De meeste van de beschreven procedures vereisen visualisatie van de glottis door de mondholte met gespecialiseerde apparatuur zoals een laryngoscoop of glasvezel lichtbron1,2,3,4,5,6,7. Dit kan echter moeilijk zijn wanneer een relatief grote canule nodig is, omdat het de mening van de onderzoeker kan verduisteren. Limjunyawong et al.8 hebben deze bezorgdheid aangepakt met een methode van intubatie waarbij een kleine cutane incisie wordt gemaakt langs de middellijn van de ventrale nek waardoor de luchtpijp kan worden gevisualiseerd. Na de procedure wordt de incisie afgesloten met weefsellijm.
Voor studies die frequente herhaalde intubaties vereisen, vereist opeenvolgende inbedding en sluiting van deze site debridement van de huidmarges en weefseltrauma aan de ventrale nek. Het doel van de transcutane tracheale visualisatie benadering van orale intubatie is om een verfijnde, niet-invasieve techniek te bieden die specifiek geschikt is voor herhaalde intubatiestudies en enkele intubatiegebeurtenissen bij muizen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle hier beschreven dierlijke activiteiten zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Ohio State University en werden uitgevoerd in AAALAC-geaccrediteerde faciliteiten.
1. Procedurevoorbereiding
- Bouw het intubatieplatform. Gebruik een 3-ringbindmiddel van 7,6 cm om de juiste helling van het platform te bereiken. Vouw een 15−20 cm lengte van 3-0 zijde of andere draad materiaal in de helft en hecht de uiteinden van de draad aan de bovenkant van het hellende platform met tape om een ophanging lus te creëren (Figuur 1).
- Selecteer een canule van de juiste grootte en lengte.
LET OP: Voor een 20−30 g muis kan een 1−1,5 inch (2,5−3,8 cm) lange katheter tot 18 G worden gebruikt. Voor deze studie werden 18 weken oude vrouwelijke BALB/c en 10 weken oude C57BL/6 muizen (n = 3 van elke stam) gebruikt. Een ondoorzichtige witte katheterschede zorgt voor de beste transcutane visualisatie. - Snijd een schuine kant op de distale punt van de katheter en maak het snijoppervlak glad met schuurpapier om een afgeronde schuine punt te creëren. Maak voorzichtig een lichte bocht in de canule ongeveer 1 cm van de schuine kant (Figuur 2).
LET OP: Voor elke muis moet een nieuwe katheter worden gebruikt. - Verdoof de muis met ketamine (5,4 mg/g lichaamsgewicht) en xylazine (16 μg/g lichaamsgewicht) intraperitoneally toegediend. Breng steriele oogheelkundige zalf aan op de ogen.
LET OP: Juiste verdovingsdiepte wordt bereikt door gebrek aan reactie van de muis op een stevige teensnuif. - Hang de muis in een supine positie op het intubatieplatform door het aansluiten van de bovenste incisors rond de zijden draad aan de bovenkant van het schuine oppervlak (Figuur 3). Zodra de muis vierkant is gepositioneerd in dorsale recumbency, voorzichtig grijpen de basis van de staart en trek de staart naar de tafel. Plaats een stuk tape over de basis van de staart om de muis te beveiligen.
- Breng ontharingscrème (Table of Materials) aan op het ventrale cervicale gebied voor 30−45 s verwijder vervolgens alle ontharingscrème uit het cervicale gebied met behulp van een droog gaas. Herhaal indien nodig een aanvraagprocedure. Spoel de huid grondig af met zout of gedestilleerd water om eventuele resten te verwijderen en veeg vervolgens droog.
2. Intubatieprocedure
- Gebruik rechte, platte tangen in de niet-dominante hand om de tong voorzichtig in te trekken op een manier die de mond voldoende opent voor de introductie van de canule.
LET OP: Rattentandtangen mogen niet worden gebruikt omdat dit de tong zal beschadigen. - Met de dominante hand, vooraf de canule in de mond zodanig dat het uiteinde dat distaal is aan de lichte bocht is tegen het dak van de mond van het onderwerp.
- Laat de tong los en schuif de vlakke rand van de gesloten tangen caudally langs de ventrale hals totdat het manubrium is bereikt. Deze beweging verdringt lateraal de speekselklieren en vlakt de spier die de luchtpijp bedekt af. De luchtpijp verschijnt transcutaneously als witte lijn (Figuur 3A). Indien nodig, draai de tangen in een craniodorsal richting met behoud van spanning op de huid in een caudal richting om de lateraal verplaatste speekselklieren te laten pieken. Deze manoeuvre zorgt voor meer contrast rond de luchtpijp (Figuur 3B).
LET OP: Vermijd overmatige kracht op de ventrale nek als het kan instorten van de luchtpijp en afbreuk doen aan de ademhaling. - Ga verder met de canule terwijl u tegelijkertijd de distale punt van de canule ventrally hengelt door supinatie van de dominante hand met gelijktijdige flexie van de pols.
- De juiste plaatsing van de canule wordt aangegeven door visualisatie van de ondoorzichtige canule in de luchtpijp (Figuur 4B,D). Als de canule is gevorderd voorbij het niveau van de oorsprong van de masseter spier en visualisatie van de canule in de luchtpijp is niet bevestigd, trek de canule en probeer de manoeuvre.
- Bevestig de juiste canule plaatsing door het aansluiten van een longinflatie lamp aan de canule en het observeren van thoracale expansie met gelijktijdige depressie van het apparaat.
- Zonder de canule te verplaatsen, sluit u de incisors van de muis voorzichtig los van het intubatieplatform. Beweeg de muis naar een horizontaal platform(Tabel van materialen)en plaats de canule op de adapter op de ventilator. Na de diepe inflatie, ventileer de muis voor 60 s en meet vervolgens de ademhalingsweerstand.
3. Herstel
- Zodra de procedure is voltooid, verplaatst u de muis naar een opgewarmd platform. Zorg voor constante stimulatie via lichte teen of staartpjes om spontane ademhaling aan te moedigen.
- Extubatie kan optreden wanneer de muis net begint te kauwen. Pak de canule op het niveau van de naaf en trek de buis voorzichtig craniaal en uit de buurt van de muis totdat de canule volledig uit de mond van het onderwerp is verwijderd.
LET OP: Het verdient de voorkeur om de starre canule zo lang mogelijk tijdens het herstelproces te ondersteunen bij de luchtweg. - Eenmaal geëstubeerd, breng de muis naar een schone herstelkooi met warmtesteun. Controleer de muis continu totdat deze volledig ambulant is en het herstel is voltooid.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Seriële bewaking van de uitgangslongfunctie
Achttien weken oude vrouwelijke BALB/c en 10 weken oude C57BL/6 muizen (n = 3 van elke stam) werden geïntubeerd met behulp van de beschreven methode op dag 0, 3, 10 en 17. Na intubatie op elke dag, werd het onderwerp aangesloten op een mechanische ventilator geleverd met 100% zuurstof (Tabel van materialen). Ademhalingsweerstand (Rrs) werd gemeten met behulp van de geforceerde oscillatietechniek voor 60 s na een diepe inflatie tot 25 cm H
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Intubatie met behulp van de transcutane tracheale visualisatie techniek biedt een verfijnde benadering van de standaard huid incisie methode. Met speciale aandacht voor verschillende belangrijke stappen kan intubatie gemakkelijk en snel worden bereikt. Het dier moet vierkant in dorsale recumbency op het intubatieplatform worden geplaatst met de muis die in zachte intrekking wordt vastgezet. Dit zal het dier in verticale uitlijning en de juiste positionering voor intubatie uit te breiden. Bovendien mag de ontharingscrème ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
De auteurs bedanken Lucia Rosas, Lauren Doolittle, Lisa Joseph en Lindsey Ferguson voor hun technische bijstand en het University Laboratory Animal Resources voor hun ondersteuning bij de verzorging van dieren. Dit werk wordt gefinancierd door NIH T35OD010977 en R01-HL102469.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 18 G x 1 1/4" intraveneuze katheter, Safelet | Fisher Scientific | #14-841-14 | Cannula voor intubatie |
| 70% ethanol, 10 L | Fisher Scientific | 25467025 | Reiniging van canule |
| Schuurpapier (schuurpapier) | Porter-Cable | 74001201 | Voorbereiding van canule |
| AnaSed (xylazine steriele oplossing) injectie (100 mg/mL) | Akorn Animal Health | NDC# 59399-111-50 | Anesthesie |
| Blauwe etikettentape (0,5 inch x 14 yards) | Fisher Scientific | 15966 | Fixatie op intubatieplatform |
| Gevlochten zijden hechtdraad zonder naald, niet-steriel, (3-0) | Henry Schein | Artikelnr. 1007842 | Intubatieplatform |
| Deltaphase Isothermische Pad | Braintree Scientific | 39DP | Thermoregulatie en herstel van muis |
| Deltaphase Operatiebord | Braintree Scientific | 39OP | Herstel van muis (voorafgaand aan extubatie) |
| Gedestilleerde water | ThermoFisher | 15230253 | Reiniging van muis na ontharing |
| Oogschaar, hoekige, scherp/scherp | Harvard Apparatus | 72-8437 | Voorbereiding van canule |
| FlexiVent (FX Module 2) | Scireq | N/A | Gegevens van longfunctie opnemen (niet vereist om procedure uit te voeren, gebruikt in dit onderzoek om procedure te valideren) |
| Gaasjes | Fisher Scientific | 13-761-52 | Harsen verwijderen |
| Heavy-Duty 3" 3-Ring View Binders | Staples | 24690CT | Intubatieplatform |
| Instat Software | Graphpad | N/A | Statistische analyse software |
| Insulieninjectiespuit (0,5 cc, U100) | Fisher Scientific | 329461 | Anesthesiegebruik |
| Ketamine HCl Injectie, USP (100 mg/mL) | Lloyd Laboratories | Lijstnr. 4871 | Anesthesie |
| Longinflatieballon | Harvard Apparatus | 72-9083 | Bevestiging van canuleplaatsing |
| Microtang, Gebogen, Glad | Harvard Apparatus | 72-0445 | Tong terugtrekken en spanning op nek creëren voor canulevisualisatie |
| Nair (haarverwijderingslotion), 9 oz fles | Church & Dwight | 42010440 | Harsen verwijderen |
| Steriele zoutoplossing (0,9%), 10 mL | Fisher Scientific | NC9054335 | Anesthesie, reiniging van huid na ontharing |
Referenties
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).
- Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models. Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).
- Deyo, D. J., Wei, J. A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice. Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179(1999).
- Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. A Simple Method of Mouse Lung Intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).
- Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research. Journal of Visualized Experiments. (102), e52964(2015).
- Qin, W., Baran, U., Wang, W. Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography. Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).
- McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique. Journal of Visualized Experiments. (75), e50107(2013).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
