Hier gepresenteerd is een protocol om depressie-achtig en anhedonisch gedrag bij ratten te bestuderen. Het combineert twee gevestigde gedragsmethoden, de sacharose voorkeur en nieuwheid-geïnduceerde hypofagie tests, met een geautomatiseerd voedsel en vloeibare inname monitoring systeem, om indirect te onderzoeken knaagdier gedrag met behulp van surrogaat parameters.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Sucrose voorkeur en nieuwheid-geïnduceerde Hypophagia Tests bij ratten met behulp van een geautomatiseerde voedselinname monitoring systeem
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
De prevalentie en incidentie van depressieve stoornissen nemen wereldwijd toe, die ongeveer 322 miljoen individuen treffen, wat de noodzaak van gedragsstudies in diermodellen onderstreept. In dit protocol, om depressie-achtig en anhedonic gedrag bij ratten te bestuderen, worden de gevestigde sacharosevoorkeur en nieuwheid-geïnduceerde hypofagietests gecombineerd met een geautomatiseerd systeem van de voedsel en vloeibare opnamecontrole. Voorafgaand aan het testen, in de sacharose voorkeur paradigma, mannelijke ratten zijn opgeleid voor ten minste 2 dagen om een sacharose oplossing te consumeren in aanvulling op leidingwater. Tijdens de test worden ratten opnieuw blootgesteld aan water en sacharoseoplossing. Het verbruik wordt elke seconde geregistreerd door het geautomatiseerde systeem. De verhouding van sacharose tot totale waterinname (sucrose preferentuurverhouding) is een surrogaatparameter voor anhedonia. In de nieuwigheid-geïnduceerde hypofagie test, mannelijke ratten ondergaan een trainingsperiode waarin ze worden blootgesteld aan een smakelijke snack. Tijdens de training vertonen knaagdieren een stabiele baseline snackinname. Op de testdag worden de dieren van huiskooien overgebracht naar een verse, lege kooi die een nieuwe onbekende omgeving vertegenwoordigt met toegang tot de bekende smakelijke snack. Het geautomatiseerde systeem registreert de totale inname en de onderliggende microstructuur (bijvoorbeeld latentie bij het benaderen van de snack), waardoor inzicht wordt verhelderd in anhedonic en angstig gedrag. De combinatie van deze paradigma's met een geautomatiseerd meetsysteem biedt meer gedetailleerde informatie, samen met een hogere nauwkeurigheid door het verminderen van meetfouten. Echter, de tests gebruiken surrogaat parameters en alleen verbeelden depressie en anhedonia op een indirecte manier.
Inleiding
Gemiddeld wordt 4,4% van de wereldbevolking getroffen door depressie. Deze zijn goed voor 322 miljoen mensen wereldwijd, een stijging van 18% ten opzichte van tien jaar geleden1. Volgens schattingen van de Wereldgezondheidsorganisatie, depressie zal de tweede in de rangschikking van handicap aangepaste levensjaren in 20202. Om de toenemende prevalentie van affectieve stoornissen aan te pakken en nieuwe interventionele strategieën vast te stellen, is het noodzakelijk om dit gedrag verder te bestuderen. Voorafgaand en naast onderzoek bij mensen zijn dierproeven noodzakelijk.
Verschillende modellen zijn vastgesteld om componenten van depressief gedrag te bestuderen (d.w.z. gedwongen zwemtest, staartsuspensietest, sacharosevoorkeurstest en nieuwheids-geïnduceerde hypofagie)3,4. De sucrose voorkeurstest (SPT) en nieuwheid-geïnduceerde hypofagie (NIH) kunnen depressie-achtig gedrag bij dieren detecteren. Deze tests zelf veroorzaken geen staat van depressie bij knaagdieren, maar verbeelden acute veranderingen in gedrag. Zowel het SPT als het NIH beoordelen een karakteristieke eigenschap van depressie die bekend staat als anhedonia, wat het verlies van interesse in het volgende is: lonende activiteiten, activiteiten die ooit werden genoten door de individuele5, en een aspect van het complexe fenomeen van verwerking en reageren op beloning6. Beide tests bestuderen de reactie op een lonende prikkel in de vorm van smakelijk voedsel. De omvang van het verbruik dient als surrogaatparameter voor anhedonia7,8,9.
De waarde van de proeven die anhedonnie onderzoeken, is sterk afhankelijk van de nauwkeurige bepaling van het verbruik als gevolg van een nauwkeurige meting van het gewicht van de stof. Conventioneel wordt deze meting één keer voor en eenmaal na de test handmatig uitgevoerd. Dit is echter gevoelig voor onjuiste metingen om verschillende redenen. Ten eerste hebben knaagdieren de neiging om voedsel te hamsteren, wat betekent dat ze voedsel verwijderen zonder het onmiddellijk te consumeren en het dan op een veilige plaats te verbergen. Dit verlies aan voedsel kan dus worden meegenomen in de berekening van de totale consumptie. Ten tweede, ratten morsen voedsel en water, wat resulteert in gewichtsverlies zonder respectieve consumptie. Ten derde treedt onbedoeld vloeistofverlies op als gevolg van het hanteren van de flessen door ze in te voegen en uit kooien te verwijderen.
In een aanpak om deze bronnen van fouten te verminderen, combineerden we de twee gemeenschappelijke tests die anhedonia (SPT3,4 en NIH9)beoordeelden met het meten van voedsel- en waterinname met behulp van een geautomatiseerd voedsel- en vloeistofinnamebewakingssysteem. Deze procedure maakt nauwkeurig onderzoek van de consumptie van smakelijke stoffen mogelijk en geeft informatie over de ervaring van plezier bij ratten als een kenmerk van depressie-achtig gedrag. De bovengenoemde fouten in verband met handmatige meting worden verminderd door het gebruik van verschillende benaderingen, die later worden geïllustreerd in meer detail.
Om informatie te verstrekken over microstructuur weegt het geautomatiseerde inlaatbewakingssysteem dat in dit protocol wordt gebruikt10 het voedsel (±0,01 g) elke seconde. Zo is een stabiel gewicht gedocumenteerd als "niet eten", en een onstabiel gewicht als "eten". Een "bout" wordt gedefinieerd als verandering in stabiel gewicht voor en na een evenement. Een maaltijd bestaat uit een of meer aanvallen en de minimale grootte bij ratten werd gedefinieerd als 0,01 g. Een maaltijd wordt gescheiden van een andere maaltijd bij ratten door 15 min (gestandaardiseerde waarde). Zo wordt voedselinname beschouwd als een maaltijd wanneer de aanvallen zich binnen 15 minuten voordeden en de gewichtsverandering gelijk is aan of groter is dan 0,01 g. Maaltijd parameters beoordeeld in dit protocol omvatten maaltijdduur, tijd doorgebracht in maaltijden, bout grootte, bout duur, tijd doorgebracht in periodes, latentie om eerste bout, en het aantal periodes.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
De dierlijke zorg en de experimentele procedures volgden de specifieke institutionele ethiekrichtlijnen en werden goedgekeurd door de staatsinstantie voor dierlijk onderzoek.
1. Werking van het geautomatiseerde bewakingssysteem
OPMERKING: Bij het gebruik van het geautomatiseerde bewakingssysteem is het van cruciaal belang om elke actie in het opmerkingenvak dat in de software is opgenomen, vlak voor de actie te documenteren. De beschrijving moet worden getypt in het opmerkingenvak en door op Opslaante drukken, wordt deze opgeslagen met een specifiek tijdpunt. De tijdpunten zijn aanzienlijk bij het analyseren van de gegevens, omdat het systeem continu wordt registreert en de periode van belang moet worden aangegeven voor analyse.
- Installeren, gebruiken en onderhouden van het geautomatiseerde monitoringsysteem
OPMERKING: Dit protocol maakt gebruik van volwassen mannelijke Sprague Dawley ratten met een gewicht van 250-300 g (~ 10 weken oud). Het wordt aanbevolen om ratten in groepen te huisvesten tijdens de acclimatisatieperiode. De omgevingsomstandigheden moeten worden gecontroleerd met de volgende parameters: 12 uur/12 uur donkere/lichtcyclus met lichten aan om 6:00 A.M., vochtigheid van 45%-65%, en temperatuur van 21-23 °C, en ad libitum toegang tot water en standaard knaagdierdieet. Dagelijkse behandeling stelt de dieren in staat om te wennen aan de onderzoekers.- Scheid de ratten zodat elk dier een individuele kooi heeft. Zorg ervoor dat elke rat gescheiden blijft tijdens het protocol.
- Vul de kooien met regulier beddengoed met een 1-2 cm dikke laag. Deze (verminderde) hoeveelheid vermindert de kans op verontreiniging van microbalansen en hoppers met morsen, waardoor meetfouten worden verminderd. Voeg plastic buizen (bijvoorbeeld een 20 cm lang stuk van een plastic afvoerpijp met diameter van 8 cm) en knagen hout als verrijking, terwijl het weglaten van papieren weefsels om meetfouten te verminderen.
- Bereid de kooien voor op de geautomatiseerde vaste en vloeibare voedselinnamemeting door twee gesloten kooisteunen met microbalansen aan op maat gemaakte gaten in de voorkant van de kooien te bevestigen. Plaats twee lege hoppers op de kooi mounts, een voor de chow en een voor de fles.
OPMERKING: De microbalansen zijn via kabels verbonden met een opnamesysteem dat op een computer is aangesloten en de desbetreffende software is op de computer geïnstalleerd. - Als u wilt beginnen met opnemen, opent u "Monitor" en drukt u opStarten kiest u een plaats om de gegevens op te slaan.
- Met behulp van de kalibratie (druk op "Kalibreren") functie van de geautomatiseerde inlaat monitoring systeem, kalibreren elke balans door het verwijderen van de hoppers en het plaatsen van twee verschillende gemeten gewichten op de kooi mounts met saldi. Doe dit op regelmatige tijdstippen (wekelijks wordt aanbevolen).
- Vul een hopper volledig met chow (~ 100 g) en verwijder chow stukken en crumbles die te klein zijn in grootte. Vul water in de fles (~ 100 mL) en plaats het in de andere hopper.
- Documenteer de positie van voedsel en water (bijvoorbeeld balans 1: voedseldier 1, balans 2: waterdier 1).
- Plaats de rat in de kooi en open alle poorten van de kooi mounts, zodat het kan eten en drinken ad libitum.
OPMERKING: Voor een nauwkeurige meting is het noodzakelijk om de saldi en hoppers dagelijks te behouden door voorzichtig met een borstel te reinigen van morsen en kleine voedselkruimels uit de voedselcontainer te verwijderen. Dit zal de foutieve meting sterk verminderen. Sluit alle poorten tijdens het dagelijkse onderhoud.
- Toegang tot gegevens na de experimenten
- Zoek in het opmerkingenvak naar de begin- en eindeindepunten van een periode (bijvoorbeeld training, test) die moet worden geanalyseerd.
- Klik op 'Gegevens weergeven'op de software om de Data Viewer te openen.
- Voeg de tijdpunten in de vakken onder "Begintijd" en "Eindtijd". Druk op het vierkant in de linkerbovenhoek met vermelding van het saldo dat de informatie heeft opgenomen.
- Klik op "PSC Totalen" om toegang te krijgen tot de microstructuurgegevens. Druk op de knop "Psc-tabel exporteren" om de gegevens te exporteren.
OPMERKING: Om de microstructuur van individuele dieren (bijvoorbeeld niet-gestresste versus gestrest) te vergelijken met behulp van geautomatiseerde monitoring, kunnen individuele dieren worden geselecteerd in de"Data viewer" door op het juiste vierkant in de linkerbovenhoek te drukken. De PSC Totalen toont alleen de microstructuur voor het geselecteerde dier. Statistische analyse kan niet worden uitgevoerd met het systeem. De gegevens moeten worden geëxtraheerd in een spreadsheetprogramma/analysesoftware.
2. Uitvoering van de preferentietest voor sacharose
- Het uitvoeren van de opleidingsperiode
OPMERKING: Voorafgaand aan de proef moeten de dieren gewend zijn aan de beschikbaarheid van twee flessen voor vloeistoffen op hoppers door de poorten, terwijl voedsel moet worden geleverd vanaf de toppen van kooien (opstelling is opgenomen in figuur 1). Deze trainingsperiode moet ten minste 2 dagen duren. Het wordt uitgevoerd in de kooien in de kamer waar dieren worden gehouden.- Sluit alle poorten. Haal de waterfles en de voedselcontainer uit de microbalansen.
- Plaats voorge weighed voedsel (~ 50 g) op de bovenkant van de kooi en documenteer het gewicht dagelijks met behulp van een regelmatige balans om de dagelijkse voedselconsumptie te beoordelen. Indien nodig bijvullen.
- Maak een fles schoon met helder water en vul met ongeveer 100 mL water. Plaats het terug op de hopper.
- Vul een tweede schone fles met 100 mL vers gemaakte 1% sacharoseoplossing. Leg het op de hopper.
OPMERKING: Markeer de flessen zorgvuldig en documenteer hun locaties (bijvoorbeeld balans 1: waterdier 1, balans 2: sacharoseoplossing dier 1). - Open alle poorten. Documenteer de start van de training in het monitoringsysteem. Laat de poorten open voor 24 uur, wat resulteert in ad libitum toegang tot beide flessen. Sluit na 24 uur de poorten en documenteer het einde van de training. Gegevens van het interval van 24 uur kunnen worden beoordeeld met behulp van het geautomatiseerde bewakingssysteem door de "begintijd" en "eindtijd" in te voegen. De procedures zijn hetzelfde wanneer een testinterval van 1 uur wordt beoordeeld.
- Maak de flessen elke 24 uur schoon en vul ze bij. Bereid dagelijks verse 1% sacharoseoplossing voor. Schakel de positie van het water en sacharose oplossing fles dagelijks om gewenning effecten te voorkomen.
OPMERKING: Voer de training bij alle dieren ten minste 48 uur uit totdat de preferentieratio's ~1 bereiken. De sucrose voorkeursverhouding wordt direct na de training beoordeeld met behulp van de "Data viewer". Het wordt berekend als de verhouding van de sacharose inname tot de totale inname (water plus sacharose inname). - 24 uur voor de test, verwijder de fles met de sacharose oplossing, zodat de rat toegang heeft tot standaard chow en water alleen.
- Bereid een verse fles gevuld met kraanwater en een gevuld met een 1% sacharose oplossing, beide met ~ 100 mL.
- Voor het testen, sluit alle poorten.
- Haal de fles gevuld met kraanwater uit de hopper en leg de twee verse flessen, een gevuld met kraanwater en een gevuld met een 1% sacharoseoplossing, op de hopper.
- Open alle poorten, documenteer het begin van de test in het bewakingssysteem. Laat de poorten 60 minuten open. Sluit de poorten na 60 minuten en documenteer het einde van de test.
- Beoordeel de gegevens (bijvoorbeeld de sucrose/total fluid intake ratio).
LET OP: De test kan meerdere keren worden herhaald met tussenpozen van training (ten minste 2 dagen) ertussen.
3. Uitvoering van de nieuwheidsgeïnduceerde hypofagietest
- Het uitvoeren van de opleidingsperiode
LET OP: Voorafgaand aan het testen wordt een dagelijkse trainingsperiode van 30 minuten van 5 dagen aanbevolen (de opstelling wordt weergegeven in figuur 2). Het doel is om voor het experiment een stabiele basislijn van smakelijke snackinname te bereiken. Het wordt uitgevoerd in de kooien in de kamer waar dieren worden gehouden.- Sluit alle poorten en verwijder de hopper met standaard chow.
- Vul een verse hopper met de smakelijke snack (~ 50 g). Steek de crackers voorzichtig in de hopper om afbrokkeling te voorkomen. Plaats de hopper op de kooi mount op de top van de microbalans.
- Open de poorten voor 30 minuten, zodat de rat ad libitum toegang tot de snack en water heeft. Documenteer het begin van de training in het bewakingssysteem.
LET OP: De rat mag tijdens de trainingsperiode geen toegang hebben tot standaard chow. - Sluit de poorten na 30 minuten en documenteer het einde van de training in het bewakingssysteem. Vervang de snack door standaard chow.
- Herhaal dit dagelijks tot een 1) stabiele baseline smakelijke snackinname wordt bereikt (bijvoorbeeld 1,5-2,0 g/30 min) en 2) de inname verschilt statistisch niet tussen trainingsdagen.
- Het uitvoeren van de nieuwheid-geïnduceerde hypofagie test
- Bereid een lege, vers gereinigde kooi zonder beddengoed of verrijking aan het geautomatiseerde voedselinnamebewakingssysteem. Plaats een hopper met een fles kraanwater en hopper met een smakelijke snack op de kooi mounts.
OPMERKING: De nieuwe kooi moet in dezelfde ruimte worden geplaatst waar de ratten worden gehouden en training worden uitgevoerd. Hou de poorten dicht. - Haal de rat uit de kooi en plaats in de nieuwe kooi.
- Open alle poorten voor 30 minuten. Documenteer het begin van het testen in het bewakingssysteem.
OPMERKING: Tijdens de 30 minuten toegang tot de snack worden de grootte van de snackinname en de onderliggende microstructuurparameters (bijvoorbeeld latentie tot eerste maaltijd) geregistreerd met behulp van het geautomatiseerde monitoringsysteem voor voedselinname. - Sluit de poorten na 30 minuten en documenteer het einde van het testen. Plaats de rat terug in de kooi.
LET OP: De test kan meerdere keren worden herhaald met tussenpozen van training (ten minste 5 dagen) ertussen.
- Bereid een lege, vers gereinigde kooi zonder beddengoed of verrijking aan het geautomatiseerde voedselinnamebewakingssysteem. Plaats een hopper met een fles kraanwater en hopper met een smakelijke snack op de kooi mounts.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Om de gegevensdistributie te testen, werd de Kolmogorov-Smirnov-test gebruikt. T-tests werden gebruikt toen gegevens normaal werden verspreid en Mann-Whitney-U test werd gebruikt, zo niet. One-way ANOVA gevolgd door Tukey post-hoc test werd gebruikt voor normaal verdeeld meerdere groep vergelijking. One-way ANOVA gevolgd door Dunn's meervoudige vergelijkingstest werd gebruikt in gevallen van niet-normale distributie. Verschillen tussen groepen werden als significant beschouwd wanneer p < 0,05.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
De sacharose voorkeur en nieuwheid-geïnduceerde hypofagie tests zijn twee gevestigde technieken voor de evaluatie van anhedonia bij ratten. Hun combinatie met het geautomatiseerde voedselinname monitoring systeem zorgt voor een meer gedetailleerde analyse bij ongestoorde ratten en vermindert foutieve meting.
De incidentie van fouten wordt verminderd door verschillende benaderingen. Ten eerste, om de fout die optreedt als gevolg van morsen aan te pakken, de kloof tussen de voedselhopper en de p...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
A.S. is consultant voor a & r Berlin, Boehringer-Ingelheim, Takeda en Schwabe. Er zijn geen belangenconflicten.
Dankbetuigingen
Dit werk werd ondersteund door financiering van de German Research Foundation (STE 1765/3-2) en Charité University Funding (UFF 89/441-176, A.S.).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Assembly LH Cage Mount - RAT-FOOD - includes Stainless cage mount, hopper, blocker, coupling | Research Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USA | BCMPRF01 | |
| Assembly LH Cage Mount unplugged - RAT - FOOD includes stainless steel cage mount, hopper, blocker, unplugged adapter, coupling | Research Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USA | BCMUPRF01 | |
| cage w/ 2 openings - RAT - costum modified cage - includes cage top and standard water bottle | Research Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USA | BCR02 | enkele huisvesting |
| Data collection Laptop Windows - Configured w/ BioDAQ Software | Research Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USA | BLT003 | |
| verrijking (plastische buizen, knaaghout) | verdeeld door de dierenfaciliteit | ||
| HoneyMaid Graham Cracker Crumbs | Nabisco, East Hanover, NJ, USA | ASIN: B01COWTA98 | smakelijk tussendoortje voor NIH-test |
| lage vibratie polymeerrek | Research Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USA | BRACKR | |
| mannelijke Sprague Dawley-ratten | Envigo | Bestelcode: 002 | |
| Model #2210 32x Port BioDAQ Central Controller - includes cables, and calibration kit | Research Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USA | BCC32_03 | |
| Perifere sensorcontroller - inclusief kabel | Research Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USA | BPSC01 | |
| SigmaStat 3.1 | Systat Software, San Jose, CA, USA | statistische analyse | |
| Roestvrijstalen blocker | Research Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USA | BBLKR | |
| standaard knaagdierdeet met 10 kcal% vet | Research Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USA | D12450B | |
| sucrose poeder | Roth | 4621.1 | voor SPT |
Referenties
- World Health Organization. Depression. , Available from: https://www.who.int/health-topics/depression (2018).
- Reddy, M. S. Depression: the disorder and the burden. Indian Journal of Psychological Medicine. 32 (1), 1-2 (2010).
- Cryan, J. F., Mombereau, C. In search of a depressed mouse: utility of models for studying depression-related behavior in genetically modified mice. Molecular Psychiatry. 9 (4), 326-357 (2004).
- Overstreet, D. H. Modeling depression in animal models. Methods in Molecular Biology. 829, 125-144 (2012).
- Moreau, J. -L. Simulating the anhedonia symptom of depression in animals. Dialogues in Clinical Neuroscience. 4 (4), 351-360 (2002).
- Scheggi, S., De Montis, M. G., Gambarana, C. Making Sense of Rodent Models of Anhedonia. The International Journal of Neuropsychopharmacology. 21 (11), 1049-1065 (2018).
- Liu, M. Y., et al. Sucrose preference test for measurement of stress-induced anhedonia in mice. Nature Protocol. 13 (7), 1686-1698 (2018).
- Serchov, T., van Calker, D., Biber, K. Sucrose Preference Test to Measure Anhedonic Behaviour in Mice. Bio-Protocol. 6 (19), 1958(2016).
- Dulawa, S. C., Hen, R. Recent advances in animal models of chronic antidepressant effects: the novelty-induced hypophagia test. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 29 (4-5), 771-783 (2005).
- Teuffel, P., et al. Treatment with the ghrelin-O-acyltransferase (GOAT) inhibitor GO-CoA-Tat reduces food intake by reducing meal frequency in rats. Journal of Physiology and Pharmacology. 66 (4), 493-503 (2015).
- Binder, E. B., Nemeroff, C. B. The CRF system, stress, depression and anxiety-insights from human genetic studies. Molecular Psychiatry. 15 (6), 574-588 (2010).
- Marques, M. D., Waterhouse, J. M. Masking and the evolution of circadian rhythmicity. Chronobiology International. 11 (3), 146-155 (1994).
- Valentinuzzi, V. S., et al. Locomotor response to an open field during C57BL/6J active and inactive phases: differences dependent on conditions of illumination. Physiology and Behavior. 69 (3), 269-275 (2000).
- Madiha, S., Haider, S. Curcumin restores rotenone induced depressive-like symptoms in animal model of neurotoxicity: assessment by social interaction test and sucrose preference test. Metabolic Brain Disorder. 34 (1), 297-308 (2019).
- Strouthes, A. Thirst and saccharin preference in rats. Physiology and Behavior. 6 (4), 287-292 (1971).
- Inui-Yamamoto, C., et al. Taste preference changes throughout different life stages in male rats. PloS One. 12 (7), 0181650(2017).
- Commons, K. G., Cholanians, A. B., Babb, J. A., Ehlinger, D. G. The Rodent Forced Swim Test Measures Stress-Coping Strategy, Not Depression-like Behavior. ACS Chemical Neuroscience. 8 (5), 955-960 (2017).
- Slattery, D. A., Cryan, J. F. Using the rat forced swim test to assess antidepressant-like activity in rodents. Nature Protocols. 7 (6), 1009-1014 (2012).
- Cryan, J. F., Mombereau, C., Vassout, A. The tail suspension test as a model for assessing antidepressant activity: review of pharmacological and genetic studies in mice. Neuroscience and Biobehavioral Review. 29 (4-5), 571-625 (2005).
- Can, A., et al. The tail suspension test. Journal of Visualized Experiments. (59), e3769(2012).
- Chadman, K. K., Yang, M., Crawley, J. N. Criteria for validating mouse models of psychiatric diseases. American Journal of Medical Genetics B Neuropsychiatric Genetics. 150 (1), 1-11 (2009).
- Powell, T. R., Fernandes, C., Schalkwyk, L. C. Depression-Related Behavioral Tests. Current Protocols in Mouse Biology. 2 (2), 119-127 (2012).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
