Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Eliminatie van serotonerge neuronen door stereotactische injectie van 5,7-dihydroxytryptamine in de dorsale raphe-kernen van muizen

3.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/60968

⸱

1 mei 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute for Regenerative Medicine, Shanghai East Hospital, Frontier Science Center for Stem Cell Research, School of Life Sciences and Technology, Tongji University, 2Department of Ophthalmology, Shanghai Tenth People's Hospital Affiliated to Tongji University School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een muismodel met dorsale raphe nucleus (DRN)-laesie (>overlevingspercentage van 90% bij experimentele muizen) met stabiel verlies van dorsale raphe serotonerge neuronen door stereotactische injectie van 5,7-dihydroxytryptamine in de DRN met behulp van een schuine benadering om letsel aan de superieure sagittale sinus te voorkomen.

Samenvatting

Stereotactische injectie wordt veel gebruikt voor directe afgifte van verbindingen of virussen aan gerichte hersengebieden bij knaagdieren. Directe targeting van serotonerge neuronen in de dorsale raphe nucleus (DRN) kan overmatige bloedingen en sterfte van dieren veroorzaken, vanwege de locatie onder de superieure sagittale sinus (SSS). Dit protocol beschrijft het genereren van een DRN serotonerge neuron-laesie muismodel (>90% overlevingspercentage) met stabiel verlies van >70% 5-HT-positieve cellen in de DRN. De laesie wordt geïnduceerd door stereotactische injectie van een selectief serotonerge neurotoxine 5,7-dihydroxytryptamine (5,7-DHT) in de DRN met behulp van een schuine benadering (30° in anterieure/posterieure richting) om letsel aan de SSS te voorkomen. DRN serotonerge neuron-laesie muizen vertonen angst-geassocieerde gedragsveranderingen, wat helpt om het succes van de DRN-laesieoperatie te bevestigen. Deze methode wordt hier gebruikt voor DRN-laesies, maar kan ook worden gebruikt voor andere stereotactische injecties waarvoor hoekinjecties nodig zijn om middellijnstructuren te vermijden. Dit DRN serotonerge neuron-laesie muismodel biedt een waardevol hulpmiddel voor het begrijpen van de rol van serotonerge neuronen in de pathogenese van psychiatrische stoornissen, zoals gegeneraliseerde angststoornis en depressieve stoornis.

Inleiding

Serotonine, of 5-hydroxytryptamine (5-HT), is een belangrijke neurotransmitter die voornamelijk in de darmen en de hersenen wordt geproduceerd en invloed heeft op verschillende psychologische functies. In het centrale zenuwstelsel (CZS) speelt het serotonerge systeem een centrale rol bij de regulatie van stemming en sociaal gedrag, slaap en waken, eetlust, geheugen en seksueel verlangen. In het CZS wordt serotonine gesynthetiseerd door serotonerge neuronen, die kunnen worden onderverdeeld in de volgende twee groepen: de rostrale groep, die oplopende projecties heeft die vrijwel de hele hersenen innerveren; en de caudale groep, die voornamelijk uitsteekt naar het ruggenmerg1. De rostrale groep, die ongeveer 85% van de serotonerge neuronen in de hersenen bevat, bestaat uit de caudale lineaire kern, de mediane raphe-kern en DRN, waarin de grootste populatie serotonerge neuronen in de hersenen zich bevindt.

Over het algemeen wordt aangenomen dat ontregeling van het serotonerge systeem verband houdt met de pathogenese van depressieve stoornis (MDD) en gegeneraliseerde angststoornissen (GAD)2. Dit komt door het feit dat selectieve serotonineheropnameremmers (SSRI's) een effectieve farmacologische behandeling zijn voor deze psychiatrische stoornissen 3,4. Bovendien suggereren accumulatieve bewijzen dat manie5 en suïcidaal gedrag6 geassocieerd kunnen zijn met lagere niveaus van serotoninefunctie in de DRN. Er is ook gemeld dat Pet1-Cre; Lmx1bflox/flox-muizen en hTM-DTAiPet1-muizen (genetische muismodellen die de meeste centrale serotonerge neuronen missen vanaf respectievelijk laat embryonaal stadium7 en volwassenheid8) vertonen een verbeterd contextueel angstgeheugen. Ondanks uitgebreid onderzoek moet de exacte betrokkenheid van DRN-serotonerge neuronen bij deze psychiatrische stoornissen echter nog worden opgehelderd.

Om de mechanismen te onderzoeken waarmee DRN serotonerge neuronen de pathogenese van de serotonine-geassocieerde psychiatrische stoornissen reguleren, zijn diermodellen gegenereerd. Optogenetische hulpmiddelen zijn toegepast om serotonerge neuronen in DRN bij ratten te remmen, en deze dieren vertonen verhoogd angstachtig gedrag9. Optogenetica heeft echter beperkingen. Een lichtafgifteapparaat moet bijvoorbeeld worden geïmplanteerd in het beoogde gebied diep in de hersenen, en het omliggende weefsel kan worden gewond tijdens implantatiechirurgie of door warmte die wordt afgegeven door het lichtapparaat. Zelfs als temperatuurverandering mogelijk geen detecteerbare schade aan hersenweefsel veroorzaakt, kan het nog steeds opmerkelijke fysiologische en gedragseffecten veroorzaken10.

Farmacologische manipulatie kan een eenvoudigere benadering zijn om DRN serotonerge neuron-laesie diermodellen te maken. Sommige groepen hebben DRN serotonerge neuronoïde-laesie ratten gegenereerd door stereotactische micro-injectie van serotonine-neurotoxine 5,7-DHT in de DRN. Deze rattenmodellen vertonen echter verschillende gedragsveranderingen, zoals anxiolytisch gedrag11, verhoogd angstachtig gedrag12 en verminderd objectgeheugen13. Ondanks veel studies bij ratten zijn er minder studies gedaan naar de invloeden van 5,7-DHT op muizen. De ene groep rapporteerde overmatige mortaliteit (>50%) en beperkte serotoninedepletie bij experimentele muizen die stereotactische micro-injecties van 5,7-DHT kregen in de DRN14. Een andere groep meldde dat onvoorspelbare chronische milde stress (UCMS) een significante verandering van de aanvalslatentie kan veroorzaken bij 5,7-DHT-geïnduceerde DRN-laesie muizen. Er werden echter geen histologische resultaten verstrekt om het exacte verlies van serotonerge neuronen in de DRN15 te bevestigen. Stereotactische injectie in de DRN met behulp van standaardprocedures kan leiden tot massale bloedingen en hoge mortaliteit bij muizen, gezien het feit dat de anatomische locatie van DRN onder de SSS16 ligt.

Dit protocol beschrijft het protocol om een DRN serotonerge neuron-laesie muismodel te genereren (>90% overlevingspercentage van de experimentele muizen) met stabiel verlies van DRN serotonerge neuronen door stereotactische injectie van 5,7-DHT. De injectie in DRN maakt gebruik van een schuine benadering om letsel aan de SSS te voorkomen. Deze operatie veroorzaakt consequent >70% verlies van serotonerge neuron in de DRN van muizen en veroorzaakt angstgerelateerde gedragsveranderingen. Het protocol dat hier wordt gebruikt, is voor het induceren van DRN-laesies, maar het kan ook nuttig zijn voor onderzoekers die stereotactische injecties willen uitvoeren in andere middellijnstructuren. Bovendien biedt dit DRN serotonerge neuron-laesie muismodel een waardevol hulpmiddel voor het begrijpen van de rol van serotonerge neuronen bij psychiatrische stoornissen (d.w.z. MDD en GAD) en het beoordelen van mogelijke neuroprotectieve middelen of therapeutische strategieën voor deze aandoeningen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle chirurgische ingrepen en procedures voor dierenverzorging zijn goedgekeurd door het Animal Committee van de School of Life Sciences and Technology, Tongji University, Shanghai, China.

1. Huisvesting van de dieren

  1. Houd mannelijke C57BL/6NCrl-muizen (10 weken oud, 25 g, n = 21) onder standaardomstandigheden (temperatuur 24 °C; 55% vochtigheid) onder een licht/donkercyclus van 12 uur/12 uur.
  2. Zorg voor voedsel en water ad libitum.
    OPMERKING: Hier worden drie van de muizen gebruikt voor het bevestigen van de naaldbaan.

2. Bereiding van de reagentia

OPMERKING: Alle stappen voor de bereiding van geneesmiddelen moeten worden uitgevoerd in een laminaire stromingskap om besmetting te voorkomen. Alle bereide oplossingen worden bewaard in een vriezer van -80 °C. Het wordt aanbevolen om één aliquot per keer te gebruiken, volledig te ontdooien, goed te mengen voor gebruik, de restjes in de tube weg te gooien en herhaaldelijk invriezen en ontdooien te voorkomen.

  1. Los 0,25 g desipraminehydrochloride op in 100 ml 0,9% zoutoplossing om een oplossing van 2,5 mg/ml te verkrijgen. Steriliseer de oplossing met behulp van een spuitfilter met een hydrofiel PES-membraan met een poriegrootte van 0,22 μm. Verdeel vervolgens de oplossing (1,8 ml/buisje) in microcentrifugebuisjes (EP) van 2 ml. Etiketteer, dateer en bewaar onmiddellijk in een vriezer van -80 °C. De aanbevolen dosering voor dierlijk gebruik is 25 mg/kg.
  2. Los 5 mg 5,7-DHT op in 1,67 ml 0,9% zoutoplossing met 0,1% ascorbinezuur tot een oplossing van 3 μg/μl. Draai voorzichtig om te mengen, steriliseer de oplossing met behulp van een spuitfilter (poriegrootte van 0,22 μm) en verdeel de oplossing (10 μl/buisje) in EP-buisjes van 0,5 ml. Etiketteer, dateer en vries direct in bij -80 °C. De aanbevolen dosering voor dierlijk gebruik is 2 μL/muis.
  3. Los ketoprofen (pijnstiller) op volgens de eerder beschreven methode17. Los 250 mg ketoprofen op in 15 ml water en 1 ml 1 M NaOH, pas de pH aan op 7,3 en vul het uiteindelijke volume aan tot 125 ml, wat resulteert in een uiteindelijke concentratie van 2 mg/ml. Steriliseer de oplossing met behulp van een spuitfilter van 0,22 μm en verdeel de oplossing (0,4 ml/buisje) in EP-buisjes van 1,5 ml. Etiketteer, dateer en vries in bij -80 °C tot gebruik. De aanbevolen dosering voor dierlijk gebruik is 5 mg/kg.

3. Voorbereiding van instrumenten en muizen

  1. Bereid een chirurgisch pakket voor (met een scalpel, een tissuetang, een schaar, een naaldhouder, 3-0 hechtingen, oormerken en een oormerkapplicator) die eerder is gesteriliseerd in autoclaven bij hoge temperaturen. Plaats 75% ethanol, povidonjodium, 3% waterstofperoxide, mediumoplossing (0,1% ascorbinezuur in 0,9% zoutoplossing), een wattenstaafje, ofloxacine oogzalf en een muizenherstelkooi op een verwarmingskussen, met behulp van een Hamilton-spuit met een naald van 32 G en een spuit van 1 cc.
  2. h voorafgaand aan de injectie met 5,7-DHT, weeg en registreer het lichaamsgewicht van de muizen en onderwerp ze vervolgens aan intraperitoneale (i.p.) injecties met desipramine (2,5 mg/ml, 10 μl/g gewicht).
    OPMERKING: Het doel van toediening van desipramine 1 uur voorafgaand aan de injectie met 5,7-DHT is het voorkomen van catacholaminerge celverlies18.
  3. Verdoof muizen met behulp van isofluraan inhalatie-anesthesie (3% tijdens inductie, 1,5% tijdens onderhoud, debiet = 2 L/min). Ketoprofen (2 mg/ml, 2,5 μl/g gewicht) toedienen via subcutane (s.c.) injectie. Controleer of de anesthesiediepte voldoende is door de afwezigheid van een reactie op het beknellen van de staart.

4. Stereotactische injectie

  1. Plaats de verdoofde muis op het stereotactische platform en bevestig vervolgens zijn kop met de oorstangen en de snijtand van het stereotactische apparaat.
  2. Scheer het hoofd van de muis en reinig vervolgens de blootgestelde hoofdhuid met een scrub van 75% ethanol, gevolgd door een scrub van povidon-jodium.
  3. Breng lidocaïnezalf aan op de hoofdhuid met behulp van een wattenstaafje om lokale analgesie te verkrijgen. Breng ofloxacine oogzalf aan op de ogen om het hoornvlies te beschermen.
  4. Maak een incisie op de hoofdhuid langs de middellijn met behulp van een scalpel vanaf 1 mm achter de ogen tot aan de interaurale lijn.
  5. Gebruik een met 3% waterstofperoxide doordrenkt wattenstaafje om het botvlies te verwijderen, droog vervolgens de schedel en leg de schedelhechtingen bloot. Markeer de locatie van de bregma en lambda.
  6. Pas de positie van het hoofd aan met behulp van de snijstang totdat de bregma en lambda in hetzelfde horizontale vlak liggen. Pas de naaldpunt aan om de bregma of lambda aan te raken, noteer de mediale/laterale (ML) en dorsale/ventrale (DV) coördinaten en pas de snijtandstang aan zodat de DV- en ML-coördinaten van respectievelijk bregma en lambda gelijk zijn.
  7. Ontgrendel de loodrechte positioneringsknop en de borgschroef en stel vervolgens de manipulatorarm (z-as) in op 30° in de anterieure/posterieure (AP) richting, zoals weergegeven in afbeelding 1A,B. Vergrendel de knop.
  8. Bevestig de Hamilton-spuit gevuld met 2 μl 5,7-DHT (3 μg/μl) op de houder (voor de schijngroep worden muizen geïnjecteerd met 0,9% zoutoplossing die 0,1% ascorbinezuur bevat). Pas de naaldpunt aan om het bregma-oriëntatiepunt aan te raken en zet vervolgens de ML-, AP- en DV-waarden op nul met behulp van de digitale weergavemodule.
    OPMERKING: De 5,7-DHT-oplossing is een bruin gekleurde vloeistof, waardoor het gemakkelijk is om te bepalen of de Hamilton-spuit goed gevuld is. Als er geen toegang is tot een digitale weergavemodule, noteer dan het nummer dat op drie assen wordt weergegeven wanneer de naaldpunt de bregma raakt, en de uiteindelijke coördinaten vertegenwoordigen "het geregistreerde nummer plus de coördinaat die in dit protocol wordt voorzien". Als het geregistreerde getal op de y-as (A/P-richting) manipulatorarm bijvoorbeeld "a" is, dan moet de uiteindelijke coördinaat in de A/P-richting "a - 6,27" zijn.
  9. Beweeg de manipulatorarm om de naaldpunt in te stellen op de injectiepositie (APa = -6,27, ML = 0; formule voor het berekenen van de uiteindelijke coördinaten staat vermeld in Figuur 1B). Markeer de doelpositie met een markeerstift.
  10. Boor het braamgat met behulp van een draagbare hogesnelheidsboor met micromotor en beweeg vervolgens de manipulatorarm om de naaldpunt naar het doel te laten zakken (DVa = -4.04). Injecteer langzaam 2 μL van de oplossing in de hersenen (0,5 μL/3 min), waarbij u de naald nog 5 minuten op zijn plaats houdt om lekkage van de oplossing te voorkomen. Verwijder de naald voorzichtig na de injectie.
  11. Breng onderbroken hechtingen aan op de incisie met behulp van 3-0 hechtingen. Wikkel de gehechte incisie in met een wattenstaafje gedrenkt in povidon-jodium om infectie te voorkomen.
  12. Reinig het rechteroor met een povidon-jodium wattenstaafje en breng vervolgens het gesteriliseerde oormerk aan op de basis van het oor ter identificatie.
  13. Verwijder experimentele muizen uit het stereotactische apparaat en plaats ze in een muizenherstelkooi op een verwarmingskussen totdat volledig herstel van de anesthesie is waargenomen.

5. Postoperatieve zorg voor muizen

  1. Onderwerp muizen aan sc-injecties met ketoprofen 1x/dag tot 2 dagen na de operatie.
  2. Inspecteer muizen dagelijks tot 7 dagen na de operatie.

6. Verhoogde T-doolhoftest

OPMERKING: Voer de test uit zoals eerder beschreven 19,20.

  1. Zorg ervoor dat de verhoogde T-doolhof (ETM)-test bestaat uit twee open armen (30 cm x 5 cm x 0,5 cm) loodrecht op twee gesloten armen (30 cm x 5 cm x 16 cm x 0,5 cm) met een middenplatform (5,0 cm x 5,0 cm x 0,5 cm). Een van de ingesloten armen wordt geblokkeerd door een ondoorzichtige plastic plaat om een T-vorm te vormen (Figuur 2A).
  2. Laat de dieren drie dagen voor de ETM-test wennen door ze dagelijks 5 minuten te hanteren.
  3. Voer op dag 30 na de operatie de ETM-test uit.
  4. Stel muizen op de dag van de gedragstest gedurende 10 minuten bloot aan een van de open armen.
  5. Voor remmende vermijdingstests plaatst u elke muis in het distale uiteinde van de ingesloten arm en registreert u de tijd die nodig is om deze arm met vier poten te verlaten in drie proeven. De eerste proef is basisvermijding, de tweede proef is vermijding 1 en de derde proef is vermijding 2.
  6. Houd muizen 30 s in hun kooi tussen de paden en stel een cutoff-tijd in (hier wordt 300 s gebruikt voor elke proef).

7. Perfusie, fixatie, immunohistochemische kleuring en kwantificering

  1. Aan het einde van het onderzoek (35 dagen na de operatie, na de gedragstest) voer je perfusie en fixatie van het hele lichaam uit zodra de muis onder algehele narcose is.
    1. Verdoof de muis zoals beschreven in stap 3.3. Plaats de diep verdoofde muis in dorsale lighouding.
    2. Maak de vacht nat met 75% alcohol over het hele buikgebied.
    3. Maak een snee onder het borstbeen, gevolgd door een V-vormige incisie in de ribbenkast. Pak de ribbenkast vast met behulp van de klem om het hart bloot te leggen.
    4. Steek de veneuze infuusnaald in de linkerventrikel en knip vervolgens het atriumaanhangsel onmiddellijk door met een schaar om het bloed naar buiten te laten stromen.
    5. Zet de peristaltische pomp aan om zoutoplossing via de bloedsomloop in het hele lichaam te persen. Schakel over van zoutoplossing naar 4% paraformaldehyde (PFA) wanneer vloeistof die het rechter atrium verlaat helder wordt en wanneer de lever verandert van rood naar lichtrood van kleur. Bevochtig nog eens 5 ml 4% PFA wanneer de muisstaart beweegt en het lichaam stijf is.
      OPMERKING: Zwaaien van de muizenstaart is het teken van voldoende perfusie.
  2. Isolatie van de hersenen na intracardiale perfusie met 4% PFA
    1. Onthoofd de muis met een grote schaar en knip vervolgens de huid af om de schedel bloot te leggen.
    2. Maak twee sneden aan de basis van de schedel (verbonden met de nek), maak een snede langs de lijn die de ogen verbindt en snijd vervolgens de schedel langs de sagittale hechting. Pak de schedel van elk halfrond vast en pel deze naar buiten om de hersenen bloot te leggen met een tang.
      OPMERKING: Het snijden van de schedel langs de sagittale hechting moet voorzichtig worden uitgevoerd, anders kunnen de hersenen beschadigd raken en in delen uiteenvallen.
    3. Verwijder de hersenen en plaats ze een nacht in 4% PFA bij 4 °C voor postfixatie, en breng de hersenen vervolgens over op 30% sucrose totdat ze naar de bodem zinken.
      OPMERKING: Uitdroging met 30% sucrose is niet nodig als secties worden gesneden met een vibratome.
  3. Absorbeer overtollige vloeistof rond het weefsel met behulp van een papieren handdoek voordat u het inbedt. Veranker het hersenweefsel in OCT met het rostrale vlak op de klauwplaat.
    OPMERKING: De oriëntatie van het monster is belangrijk. Het rostrale vlak van de hersenen moet aan de klauwplaat worden bevestigd om er zeker van te zijn dat de snijkant het caudale gedeelte is.
  4. Snijd een coronale doorsnede van de DRN (4,0-4,8 mm posterieur van bregma) met een dikte van 30 μm (intervallen van vier secties) met behulp van een cryostaat en verzamel de secties in PBS. Bewaren in de hersensectie cryopreservatieoplossing (SCS) bij -20 °C.
    OPMERKING: Identificatie van de DRN is erg belangrijk. De opeenvolgende anatomische structuren worden weergegeven als Figuur 3A-H. De karakteristieke structuren zijn als volgt: laterale uitsparing van het vierde ventrikel (LR4V, rode stippellijn in Figuur 3A,E), vierde ventrikel (4V, rode streepjesdriehoek in Figuur 3B,F), tweede cerebellaire lobulus (2Cb, rode streepjesruitvormige structuur in Figuur 3C/G) en aquaduct (Aq, rood streepjesgat in Figuur 3D,H). Begin met het verzamelen van de weefsels wanneer structuren worden waargenomen zoals weergegeven in figuur 3D,H, en snijd vervolgens in 30 μm dikke secties (intervallen van vier secties) om in totaal 24 coronale secties te verkrijgen. H&E-kleuring van de secties is te zien in (Figuur 3E-H). De vierde sectie van elk van de vier secties zal worden geselecteerd om immunofluorescerende kleuring uit te voeren. De overige secties worden opgeslagen in de SCS. Als het moeilijk is om de structuren te herkennen, is het handig om een stuk van de secties op de slede te monteren.
  5. Voer een immunohistochemische test uit zoals eerder beschreven 21,22.
  6. Tel 5-HT-positieve cellen op verschillende sectieniveaus in de gehele DRN met behulp van ImageJ.

8. Statistische analyse

  1. Gebruik statistische software voor data-analyse. Druk de resultaten uit als middel ± SEM.
  2. Verwerk de waarden voor statistische analyse door middel van tweerichtings-ANOVA of ongepaarde t-toets en beschouw de verschillen als significant bij **p < 0,01.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

In een coronale doorsnede ligt de locatie van de DRN net onder de SSS en het aquaduct (Figuur 1B,C); het richten op de DRN met behulp van standaardprocedures kan dus leiden tot massale bloedingen en hoge mortaliteit bij muizen16. Daarom werden hier stereotactische injecties uitgevoerd met behulp van een schuine benadering in plaats van de standaard verticale benadering om schade aan de SSS te voorkomen (

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit protocol beschrijft met succes de productie van een betrouwbaar DRN serotonerge neuron-laesie muismodel met een hoge reproduceerbaarheid van de laesie en een laag sterftecijfer. Het richten op de DRN is een complexe taak, omdat het de SSS net boven de DRN16 kan beschadigen en kan leiden tot overmatig bloeden en zelfs de dood14. Daarom werden stereotactische injecties uitgevoerd door de manipulatie-arm op 30° in de AP-richting te zetten ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het National Key Research and Development Program van China [Subsidienummers 2017YFA0104100]; de National Natural Science Foundation of China [subsidienummers 31771644, 81801331 en 31930068]; en de Fondsen voor Fundamenteel Onderzoek voor de Centrale Universiteiten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.22micron spuitfilterMilliporeSLGPRB
3% waterstofperoxideCaoshanhu Co.,Ltd, Jiangxi, China
5,7-DihydroxytryptamineSigma-AldrichSML20583ug/ul, 2ul
Compact kleine dierdier-anesthesiemachineRWD Life Science Co., LtdR500-serie
CryostatLeica Biosystems, Wetzlar, DuitslandCM1950
Cy 3 AffiniPure Ezel Anti-Geit IgG (H+L)Jackson ImmunoResearch705-165-0031:2.000
dapiSigma-AldrichD8417
desipraminehydrochlorideSigma-AldrichPHR172325mg/kg
EppendorfbuisjeQuality Scientific Plastics509-GRD-Q
geit anti-5-HT antilichaamAbcamab660471:800
GraphPad PrismGraphpad Software Inc, CA, VS
Hamilton Microliter spuitHamilton87943
KetoprofenSigma-AldrichK1751-1G5mg/kg
L-ascorbinezuurBBI Life SciencesA610021-05000,10%
lidocaïne-zalfTsinghua Tongfang Pharmaceutical Co. LtdH20063466
ofloxacine oogzalfShenyang Xingqi Pharmaceutical Co.Ltd, ChinaH10940177
peristaltische pompHuxi Analytical Instrument Factory Co., Ltd, Shanghai, ChinaHL-1D
stereotactisch apparaatRWD Life Science Co., Ltd68018
ultra-lage temperatuurvriezerHaierDW-86L388
VortexKylin-bellVORTEX-5

Referenties

  1. Goridis, C., Rohrer, H. Specification of catecholaminergic and serotonergic neurons. Nature Review Neurosciences. 3 (7), 531-541 (2002).
  2. Zmudzka, E., Salaciak, K., Sapa, J., Pytka, K. Serotonin receptors in depression and anxiety: Insights from animal studies. Life Science. 210, 106-124 (2018).
  3. Sanchez, C., Asin, K. E., Artigas, F. Vortioxetine, a novel antidepressant with multimodal activity: review of preclinical and clinical data. Pharmacology and Therapeutics. 145, 43-57 (2015).
  4. Pae, C. U., et al. Vortioxetine, a multimodal antidepressant for generalized anxiety disorder: a systematic review and meta-analysis. Journal of Psychiatric Research. 64, 88-98 (2015).
  5. Howerton, A. R., Roland, A. V., Bale, T. L. Dorsal raphe neuroinflammation promotes dramatic behavioral stress dysregulation. Journal of Neuroscience. 34 (21), 7113-7123 (2014).
  6. Matthews, P. R., Harrison, P. J. A morphometric, immunohistochemical, and in situ hybridization study of the dorsal raphe nucleus in major depression, bipolar disorder, schizophrenia, and suicide. Journal of Affective Disorders. 137 (1-3), 125-134 (2012).
  7. Dai, J. X., et al. Enhanced contextual fear memory in central serotonin-deficient mice. Proceedings of the National Academy of Science USA. 105 (33), 11981-11986 (2008).
  8. Song, N. N., et al. Reducing central serotonin in adulthood promotes hippocampal neurogenesis. Science Reports. 6, 20338(2016).
  9. Nishitani, N., et al. Manipulation of dorsal raphe serotonergic neurons modulates active coping to inescapable stress and anxiety-related behaviors in mice and rats. Neuropsychopharmacology. 44 (4), 721-732 (2019).
  10. Long, M. A., Fee, M. S. Using temperature to analyse temporal dynamics in the songbird motor pathway. Nature. 456 (7219), 189-194 (2008).
  11. Sena, L. M., et al. The dorsal raphe nucleus exerts opposed control on generalized anxiety and panic-related defensive responses in rats. Behavioral Brain Research. 142 (1-2), 125-133 (2003).
  12. Hall, F. S., Devries, A. C., Fong, G. W., Huang, S., Pert, A. Effects of 5,7-dihydroxytryptamine depletion of tissue serotonin levels on extracellular serotonin in the striatum assessed with in vivo microdialysis: relationship to behavior. Synapse. 33 (1), 16-25 (1999).
  13. Lieben, C. K., Steinbusch, H. W., Blokland, A. 5,7-DHT lesion of the dorsal raphe nuclei impairs object recognition but not affective behavior and corticosterone response to stressor in the rat. Behavioral Brain Research. 168 (2), 197-207 (2006).
  14. Martin, S., van den Buuse, M. Phencyclidine-induced locomotor hyperactivity is enhanced in mice after stereotaxic brain serotonin depletion. Behavioral Brain Research. 191 (2), 289-293 (2008).
  15. Yalcin, I., Coubard, S., Bodard, S., Chalon, S., Belzung, C. Effects of 5,7-dihydroxytryptamine lesion of the dorsal raphe nucleus on the antidepressant-like action of tramadol in the unpredictable chronic mild stress in mice. Psychopharmacology (Berlin). 200 (4), 497-507 (2008).
  16. Xiong, B., et al. Precise Cerebral Vascular Atlas in Stereotaxic Coordinates of Whole Mouse Brain. Frontiers in Neuroanatomy. 11, 128(2017).
  17. Spofford, C. M., et al. Ketoprofen produces modality-specific inhibition of pain behaviors in rats after plantar incision. Anesthesia and Analgesia. 109 (6), 1992-1999 (2009).
  18. Baumgarten, H. G., Klemm, H. P., Sievers, J., Schlossberger, H. G. Dihydroxytryptamines as tools to study the neurobiology of serotonin. Brain Research Bulletin. 9 (1-6), 131-150 (1982).
  19. Graeff, F. G., Netto, C. F., Zangrossi, H. The elevated T-maze as an experimental model of anxiety. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 23 (2), 237-246 (1998).
  20. Lister, R. G. The use of a plus-maze to measure anxiety in the mouse. Psychopharmacology (Berlin). 92 (2), 180-185 (1987).
  21. Lu, J., et al. Generation of integration-free and region-specific neural progenitors from primate fibroblasts. Cell Reports. 3 (5), 1580-1591 (2013).
  22. Cao, L., et al. Characterization of Induced Pluripotent Stem Cell-derived Human Serotonergic Neurons. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 131(2017).
  23. Sinhababu, A. K., Borchardt, R. T. Molecular mechanism of biological action of the serotonergic neurotoxin 5,7-dihydroxytryptamine. Neurochemistry International. 12 (3), 273-284 (1988).
  24. Jia, Y. F., et al. Abnormal anxiety- and depression-like behaviors in mice lacking both central serotonergic neurons and pancreatic islet cells. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 8, 325(2014).
  25. Marcinkiewcz, C. A., et al. Serotonin engages an anxiety and fear-promoting circuit in the extended amygdala. Nature. 537 (7618), 97-101 (2016).
  26. Ohmura, Y., Tanaka, K. F., Tsunematsu, T., Yamanaka, A., Yoshioka, M. Optogenetic activation of serotonergic neurons enhances anxiety-like behaviour in mice. International Journal of Neuropsychopharmacology. 17 (11), 1777-1783 (2014).
  27. Correia, P. A., et al. Transient inhibition and long-term facilitation of locomotion by phasic optogenetic activation of serotonin neurons. eLife. 6, (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Nucleus dorsalis raphehoekbenaderingmuismodelangstgedragherseninjectieneurotoxische laesiepsychiatrische stoornissen
Video binnenkort beschikbaar
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.