Karakterisering van Amyloïde Structuren in Aging C. Elegans met behulp van Fluorescentie Lifetime Imaging

Summary

Fluorescentie levenslange beeldvorming monitoren, kwantificeert en onderscheidt de aggregatie tendensen van eiwitten in het leven, veroudering, en benadrukt C. elegans ziekte modellen.

Abstract

Amyloïde fibrils worden geassocieerd met een aantal neurodegeneratieve ziekten zoals de ZvH, Parkinson of de ziekte van Alzheimer. Deze amyloïde fibrils kunnen endogene metastabiele eiwitten en componenten van het proteostasenetwerk (PN) afzonderen en daardoor eiwitmisvouwen in de cel verergeren. Er zijn een beperkt aantal instrumenten beschikbaar om het aggregatieproces van amyloïde eiwitten binnen een dier te beoordelen. We presenteren een protocol voor fluorescentie levensduur microscopie (FLIM) dat monitoring en kwantificering van de amyloïde fibrilisatie in specifieke cellen, zoals neuronen, op een niet-invasieve manier en met de progressie van veroudering en bij verstoring van de PN. FLIM is onafhankelijk van de expressieniveaus van de fluoropforen en maakt een analyse van het aggregatieproces mogelijk zonder verdere vlekken of bleken. Fluorophoren worden gedoofd wanneer ze zich in de nabijheid van amyloïde structuren bevinden, wat resulteert in een afname van de fluorescentielevensduur. Het blussen correleert direct met de aggregatie van het amyloïde eiwit. FLIM is een veelzijdige techniek die kan worden toegepast om het fibrilisatieproces van verschillende amyloïde eiwitten, omgevingsstimuli of genetische achtergronden in vivo op een niet-invasieve manier te vergelijken.

Introduction

Eiwitaggregatie komt zowel bij veroudering als bij ziekte voor. De paden die leiden tot de vorming en afzetting van grote amyloïden of amorfe insluitsels zijn moeilijk te volgen en hun kinetiek zijn eveneens uitdagend om te ontrafelen. Eiwitten kunnen verkeerd worden gevouwen als gevolg van intrinsieke mutaties binnen hun coderingssequenties, zoals in het geval van genetische ziekten. Eiwitten ook verkeerd vouwen omdat de proteostase netwerk (PN) dat houdt ze oplosbaar en goed gevouwen is aangetast, zoals gebeurt tijdens het ouder worden. De PN omvat moleculaire chaperonne en afbraakmachines en is verantwoordelijk voor de biogenese, vouwen, handel en afbraak van eiwitten¹.

C. elegans is ontstaan als een model om veroudering en ziekte te bestuderen als gevolg van de korte levensduur, isogene aard, en het gemak van genetische manipulatie. Verschillende C. elegans transgene stammen die menselijke ziekte-veroorzakende eiwitten uitdrukken in kwetsbare weefsels zijn gemaakt. Belangrijk is dat veel van de stammen die aggregatiegevoelige eiwitten bevatten, het kenmerk van amyloïdeaandoeningen, de vorming van grote insluitsels, samenvatten. Dankzij het transparante lichaam van C. elegans kunnen deze aggregaten in vivo, niet-invasief en niet-destructief worden gevisualiseerd². Het genereren van eiwit van belang (POI) in fusie met een fluorophore maakt het mogelijk om de locaties, mensenhandel, interactie netwerk, en het algemene lot te onderzoeken.

We presenteren een protocol om de aggregatie van ziekteveroorzakende eiwitten in levende en verouderende C. elegans via fluorescentie lifetime imaging microscopie (FLIM) te monitoren. FLIM is een krachtige techniek gebaseerd op de levensduur van een fluorophore, in plaats van de emissiespectra. De levensduur (tau, τ) wordt gedefinieerd als de gemiddelde tijd die een foton nodig heeft om te vergaan van zijn opgewonden toestand terug naar zijn grondstaat. De levensduur van een bepaald molecuul wordt berekend met de tijd-domein techniek van tijd-gecorreleerde enkele foton tellen (TCSPC). In TCSPC-FLIM wordt de fluorescerende vervalfunctie verkregen door de fluorophore op te winden met korte, hoogfrequente laserpulsen en de aankomsttijden van het uitgezonden foton te meten aan een detector met betrekking tot de pulsen. Bij het scannen van een voorbeeld wordt voor elke pixel een driedimensionale gegevensarray gemaakt: de array bevat informatie over de verdeling van de fotonen in hun x,y ruimtelijke coördinaten en hun temporele vervalcurve. Een bepaald monster wordt daarom een kaart van levens die informatie onthult over de structuur van het eiwit, binding en omgeving^3,4. Elk fluorescerend eiwit heeft een intrinsieke en nauwkeurig gedefinieerde levensduur, meestal van een paar nanoseconden (ns), afhankelijk van de fysiochemische eigenschappen. Belangrijk is dat de levensduur van een fluorophore onafhankelijk is van zijn concentratie, fluorescerende intensiteit en van de beeldvormingsmethode. Binnen een biologisch systeem kan het echter worden beïnvloed door omgevingsfactoren zoals pH, temperatuur, ionenconcentraties, zuurstofverzadiging en zijn interactiepartners. Levens zijn ook gevoelig voor interne structurele veranderingen en oriëntatie. Het smelten van een fluorophore aan een POI resulteert in een verandering in zijn levensduur en dus informatie over het gedrag van het gesmolten eiwit. Wanneer een fluorophore is omgeven of ingekapseld in een strak gebonden omgeving, zoals de antiparallelle bètabladen van een amyloïde structuur, verliest het energie niet-radiatief, een proces dat bekend staat als het blussen⁵. Het blussen van de fluoropforen resulteert in een verkorting van de schijnbare levensduur. Wanneer oplosbaar, zal de levensduur van een eiwit dichter bij zijn oorspronkelijke, hogere waarde blijven. Wanneer een eiwit zich daarentegen begint op te saggregeren, zal de levensduur ervan onvermijdelijk verschuiven naar een lagere waarde^6,7. Daarom wordt het mogelijk om de aggregatieneiging van amyloïde-vormende eiwitten op verschillende leeftijden in levende C. eleganste controleren.

Hier beschrijven we een protocol om de aggregatie te analyseren van een fusie-eiwit bestaande uit verschillende polyglutamine (CAG, Q) (Q40, Q44 en Q85). We illustreren hoe de techniek ook kan worden toegepast op verschillende fluorophoren, zoals cyaan fluorescerend eiwit (GVB), geel fluorescerend eiwit (YFP) en monomeric rood fluorescerend eiwit (mRFP); en in alle weefsels van C. elegans,met inbegrip van de neuronen, spieren, en de darm. Bovendien is FLIM in de context van proteostase een zeer nuttig instrument om veranderingen bij uitputting van moleculaire chaperononen waar te nemen. Het neerhalen van een van de belangrijkste moleculaire chaperononen, hitteshock eiwit 1 (hsp-1), via RNA interferentie produceert voortijdige misfolding van eiwitten. De toename van de aggregatiebelasting als gevolg van veroudering, ziekte of gebrekkige chaperonen, wordt vervolgens gemeten als een afname van de levensduur van de fluorescentie.

Protocol

1. Synchronisatie van C. elegans

1. Synchroniseer C. elegans via alkalische hypochlorietoplossingsbehandeling of via eenvoudige eieren die 4 uur bij 20 °C^{8 leggen}.
2. Groeien en onderhouden van aaltjes op nematoden groeimedium (NGM) platen die zijn ingezaaid met OP50 E. coli volgens standaardprocedures⁹. Verouder de nematoden tot de gewenste ontwikkelingsfase of dag.
   OPMERKING: In dit protocol worden jongvolwassenen afgebeeld op dag 4 en worden oude aaltjes afgebeeld op dag 8 van het leven.

2. RNAi-gemedieerde knockdown van chaperonnemachines via voeding

OPMERKING: Voer knockdown van hitteshock-eiwit 1 (hsp-1) chaperonne uit door de overeenkomstige RNAi-vector aan de aaltjes¹⁰te voeren . De hsp-1 RNAi plasmid werd verkregen uit de Ahringer bibliotheek (kloon ID: F26D10.3).

1. Kweek de HT115 (DE3) E. coli die de hsp-1 RNAi plasmide 6 uur tot 's nachts uitdrukt in Luria Bertani (LB) medium met 50 μg/mL ampicillin.
2. Bereid verse NGM-agarplaten met isopropyl β-D-1-thiogalactopyranoside (IPTG; 1 mM) en ampicilline (25 μg/mL) en zaad met de hsp-1 RNAi-bacteriën. Laat platen drogen en induceren bij kamertemperatuur gedurende 1-3 dagen.
3. Plaats gesynchroniseerde eieren op een siRNA-plaat en laat uitkomen, of plaats gravid aaltjes en laat eieren leggen voor 4 uur bij 20 °C voordat u het verwijdert. Laat de aaltjes groeien tot de gewenste leeftijd of stadium.
   OPMERKING: De tweede generatie aaltjes kan een sterker fenotype van de knockdown opleveren. Het siRNA protocol en de hier beschreven voorwaarden zijn algemeen en aangepast aan hsp1. RNA interferentie via siRNA van een specifieke kloon/gen moet door de eindgebruiker worden vastgesteld en geoptimaliseerd. Het is belangrijk op te merken dat niet alle siRNA dezelfde efficiëntie hebben, en het wordt daarom aanbevolen om de werkzaamheid van de knockdown te testen door kwantificering door kwantitatieve omgekeerde transcriptie polymerase kettingreactie (RT-qPCR) of westerse vlek.

3. Voorbereiding van microscopiedia's

1. Op de dag van beeldvorming, beginnen met het voorbereiden van de beeldvorming dia's. Smelt agarose in ddH₂O bij een concentratie van 3% (w/v) en laat iets afkoelen.
2. Snijd de punt van een pipettip van 1 mL door en neem ongeveer 200 μL gesmolten agarose. Pipetteer de agarose op een schone glazen glijbaan en plaats onmiddellijk een tweede op de top, het vermijden van de vorming van eventuele bubbels. Laat drogen en verwijder voorzichtig de bovenste glazen schuif. Het resultaat is een glazen glijbaan met een gelijkmatig agarose oppervlak waar de aaltjes zullen worden geplaatst.
   LET OP: Elke dia wordt gebruikt om tussen de 5-10 aaltjes weer te geven. Dia's kunnen worden voorbereid en opgeslagen voor een paar uur in een gemeterde doos om te voorkomen dat de agarose uitdrogen.

4. Bevestiging van aaltjes op microscopieplaten

LET OP: FLIM vereist dat de aaltjes worden geïmmobiliseerd. Voer deze stap uit zodra de imaging setup (bijvoorbeeld microscopen, lasers, detectoren) klaar is voor gebruik.

1. Plaats met behulp van een platina draadpickneming aaltjes van de gewenste leeftijd op een verse ongeplaatste plaat en laat ze kruipen om de overtollige OP50-bacteriën uit hun lichaam te verwijderen.
2. Bereid de verdovingsstof (natriumazide of levamisole) voor om de nematode te immobiliseren. Houd een 500 mM NaN₃ voorraad in het donker bij 4 °C en verdun in verse ddH₂O tot een uiteindelijke concentratie van 250 mM. Bij gebruik van levamisole, verdun een 20 mM voorraad tot 2 mM werkoplossing in ddH₂O.
   LET OP: Natriumazide (NaN₃₎is zeer giftig. Gebruik handschoenen en beschermende brillen en werk onder een geventileerde kap.
3. Werk onder een stereomicroscoop, plaats een 10 μL druppel verdovingsstof op een agarosepad en breng er voorzichtig 5-10 aaltjes in. Gebruik een wimperpunt om de aaltjes te scheiden. Houd ze dicht bij elkaar, maar niet aanraken om gemakkelijker lokalisatie van de aaltjes tijdens het verwerven van afbeeldingen mogelijk te maken.
4. Bedek de aaltjes voorzichtig met een coverslip. Neem metingen binnen 1 uur na montage.
   LET OP: Beide verdovingen zullen uiteindelijk C. elegansdoden. De aaltjes moeten volledig onbeweeglijk zijn tijdens beeldvorming, omdat de kaart van de levensduur wordt vastgelegd vanaf elke pixel. Elke beweging van de x,y parameters voorkomt het lezen van de levensduur in dezelfde opgewonden pixel.

5. Verwerving van FLIM-gegevens

OPMERKING: In dit protocol wordt de levensduur van de fluorophore verkregen via de time-domain TCSPC-methode. FLIM vereist een lichtpuls die door de laser wordt gegenereerd met een vaste en constante herhalingssnelheid. De herhalingssnelheid is afhankelijk van het lasertype en moet bekend zijn bij de gebruiker. Levenslange metingen worden uitgevoerd door detectoren en elektronische apparatuur geïnstalleerd naast een conventionele microscoop. In dit protocol worden metingen uitgevoerd op drie verschillende laserscanningconfocale microscopen met detectoren en software die door twee verschillende bedrijven (Table of Materials) worden geleverd voor de verwerving van respectievelijk mRFP-, GVB- en YFP-levensduur. Controleer of de juiste filters van emissie/excitatie aanwezig zijn en minimaliseer eventuele achtergrond- of monitorachtergrondverlichting voordat u begint. Voordat u met een experiment begint, stelt u de fotostabiliteit van de gekozen fluorophore vast. Als de fluoroftoforen binnen een korte tijd in de nematodeweefsels bleken, is het niet geschikt voor FLIM-metingen in C. elegans.

1. Open de FLIM-acquisitiesoftware. De FLIM-software maakt het ook mogelijk om de confocale microscoop te bedienen. Zoek het tabblad/de knop om de uitvoer van de detector in te schakelen en druk op Uitvoer inschakelen.
2. Verwerf de instrumentresponsfunctie (IRF), die de timingprecisie van de instrumentale setup beschrijft.
   LET OP: Deze stap moet bij voorkeur worden uitgevoerd voordat de aaltjes worden gemonteerd.
   1. Verwijder indien beschikbaar de excitatie-/emissiefilters.
   2. Plaats een leeg uitglijder boven het doel en vind het oppervlak. Noteer het strooisignaal verkregen van de coverslip voor een minimum van 30 s.
      OPMERKING: Voor levens van meerdere nanoseconden kan de acquisitiesoftware automatisch de IRF-verschuiving schatten. Het verkrijgen van een IRF wordt altijd aanbevolen.
3. Plaats de schuif met de gemonteerde C. elegans op het podium. Met behulp van een 10x vergroting lens in transmissie-modus en lokaliseren van de positie van de aaltjes op de dia.
4. Verwijder de dia, schakel het doel om op een 63x vergrotingslens en breng het vereiste onderdompelingsmedium (bijvoorbeeld olie) aan. Vervang de glijbaan op het podium en lokaliseer de aaltjes.
5. Zoek de Pinhole Manager op de acquisitie software en open deze voor de maximale. Begin met het scannen van het voorbeeld, selecteer een gebied van belang (bijvoorbeeld hoofd, bovenlichaam) en richt u op het maximale projectievlak.
6. Monitor de laserpulssnelheid en de drie andere waarden die aanwezig zijn op de interface van de software: The Constant Fraction Discriminator (CFD), de Time-to-Amplitude (TAC) en de Analogue-to-Digital Converter (ADC).
   LET OP: De laser moet een maximale poort van 1 x 10⁸ enkele foton telt. Dit aantal vertegenwoordigt het maximum aantal fotonen geleverd door de laser. De CFD geeft informatie over de ontvangst van de enkele fotonpuls met betrekking tot de laserpuls door de detector. Deze waarde moet ongeveer 1 x 10^{5 zijn}. De TAC discrimineert tussen de tijd dat een foton werd gedetecteerd en de volgende laserpuls. Ten slotte zet de ADC de TAC-spanning om in een storable memory signaal¹¹. De CFD, TAC en ADC moeten allemaal vergelijkbare waarden hebben om ervoor te zorgen dat fotonen die door de fluoropforen worden uitgestoten, niet verloren gaan. Een correcte evaluatie van deze parameters zorgt ervoor dat er voldoende fotonen worden verzameld om een nauwkeurige levensduurkaart te maken.
7. Bekijk op de interface van de FLIM-software een voorbeeld van het aantal gedetecteerde fotonen: de ADC-waarde moet tussen 1 x 10⁴ en 1 x 10^{5 liggen.} Verplaats indien nodig de focus op een ander vlak of verhoog de laserkracht om meer fotonen te verzamelen.
   OPMERKING: Over het algemeen mag het aantal opgenomen fotonen per seconde niet hoger zijn dan 1% van de herhalingssnelheid van de laser.
8. Selecteer op de menubalk het tabblad om de acquisitieparameters in te stellen. Selecteer scansynchronisatie om één fotondetectie mogelijk te maken.
9. Stel de overname in op een vaste tijd of een vast aantal fotonen. Krijg bijvoorbeeld een levenslange vervalcurve voor 2 minuten of totdat een enkele pixel een fotontelling van 2.000 enkele gebeurtenissen bereikt. Druk op Start om de acquisitie te starten.
   OPMERKING: Voor verschillende fluorophores zijn verschillende excitatie- en emissielasers en -filters vereist. Afhankelijk van de helderheid van het monster kan het laservermogen ook worden aangepast, wat de levensduur niet verstoort. Deze protocollen maken gebruik van de volgende excitatie/emissie-instellingen: YFP ex500/em520-50 nm, mRFP ex561/em580-620 nm. Voor GVB-metingen werd een gepulseerde twee fotonlaser gebruikt met ex800/em440 nm. De hoeveelheid tijd en fotontelling die nodig is voor de aanschaf van een FLIM-kaart moet empirisch worden vastgesteld voor elke installatie en elk experimenteel doel.

6. Analyse van FLIM-gegevens met FLIMfit-software

OPMERKING: Voer data-analyse uit met behulp van de FLIMfit-softwaretool ontwikkeld aan het Imperial College London¹² (zie figuur 1).

1. Open de software en importeer FLIM-gegevensbestanden via bestand | FLIM-gegevens laden. Laad alle monsters uit één voorwaarde, zelfs als ze in verschillende sessies en uit verschillende biologische herhalingen worden verkregen.
2. Segmenteer indien nodig één nematode van elke FLIM-afbeelding via segmentatie | Segmentatiemanager. Sleep het bijsnijdgereedschap rond het interessegebied totdat het is gemarkeerd. Eenmaal voltooid, drukt u op OK.
   OPMERKING: Segmentatie moet worden gedaan voor alle afbeeldingen.
3. Selecteer een klein gebied waar de afbeelding op basis van intensiteit van een C. elegans wordt weergegeven (figuur 1, Pijlen 1). De vervalcurve van dat gebied wordt weergegeven in het grote vervalvenster aan de rechterkant van de interface(figuur 1, pijl 2).
   LET OP: Het verval kan lineair of logatisch worden weergegeven.
4. Stel de juiste parameters in om de levensduur te extrapoleren via het algoritme van de software zoals beschreven in stappen 6.5-6.8.
5. Ga op het tabblad Gegevens (figuur 1, pijl 3):
   1. Stel een willekeurige geïntegreerde minimumwaarde in om pixels uit te sluiten die te zwak zijn om een goede pasvorm te produceren. Afhankelijk van het C. elegans monster varieert deze waarde van 40-300. Voer verschillende waarden in totdat een bevredigend voorbeeld is bereikt.
   2. Selecteer een Time Min en een Time Max-nummer om het FLIM-signaal te beperken tot deze waarden. Alle gebeurtenissen die voor en na deze drempel worden weergegeven, worden uitgesloten.
      OPMERKING: Voor de analyse van mRFP werden bijvoorbeeld de gebeurtenissen vóór 800 pk en na 4.000 pk uitgesloten. Deze waarden zijn afhankelijk van de levensduur van de fluoropfore en moeten door de eindgebruiker worden bepaald.
   3. Wijzig de vooraf ingestelde tellingen/foton van 1 niet.
   4. Voer de herhalingssnelheid, in MHz, van de laser gebruikt tijdens de overname.
      OPMERKING: Voor het huidige protocol, verschillende lasers werden gebruikt met verschillende herhaling tarieven. De twee fotonlaser die wordt gebruikt voor de aanschaf van GVB-levens heeft een herhalingssnelheid van 80 MHz, voor YFP wordt de laser herhaald op 40 MHz en voor mRFP is de waarde 78,01 MHz. Deze waarden werden ingevoerd in FLIMfit volgens de geanalyseerde steekproef.
   5. Voer een Gate Max-waarde in om alle verzadigde pixels uit te sluiten.
      OPMERKING: Voor levensduurmetingen in C. elegansis deze waarde ingesteld op een groot aantal (bijvoorbeeld 1 x 10⁸).
6. Selecteer op het tabblad Levensduur een globale fitting die moet worden gebruikt (bijvoorbeeld een pixel-wise fitting). Zie figuur 1, Pijl 4.
   OPMERKING: Een Pixel-wise fitting produceert een verval dat op elke afzonderlijke pixel is gemonteerd. Een afbeeldingsgerichte fitting produceert een globale aanpassing van elke afzonderlijke afbeelding en geeft één levenslange waarde per afbeelding weer. Een Global-wise fitting zal één fitting produceren in de hele dataset. Voor alle afbeeldingen is één levenslange waarde beschikbaar.
7. Wijzig geen andere parameter, behalve de nr. Exp selectie als bekend is dat de gekozen fluorescentie verval is multiexponentieel en vertoont meer dan een enkele levensduur.
   OPMERKING: In het huidige protocol werd deze functie gebruikt om de levensduur van het biexponentiële GVB-fluoropforen te berekenen.
8. Upload de IRF via het IRF-menu: IRF | IRF laden. Als u de IRF-verschuiving wilt schatten, selecteert u IRF | Schatting IRF Shift. Er wordt automatisch een set waarden weergegeven op het tabblad IRF. Zodra dit is vastgesteld, wijzig dan geen andere parameters van dit tabblad.
9. Zodra alle parameters zijn ingesteld, drukt u op Fit-gegevensset (figuur 1, Pijl 5). Het algoritme produceert een pasvorm voor de vervalcurve en stelt een levenslange waarde vast voor elke afbeelding.
   OPMERKING: De resulterende pasvorm, gemarkeerd in een blauwe lijn, moet overlappen met alle gebeurtenissen. Een goede pasvorm wordt verkregen wanneer alle gebeurtenissen langs de pasvorm worden gericht.
10. Klik op het tabblad Parameters (figuur 1,Pijl 6), in de rechterbovenhoek van de interface van de software, en selecteer Statistiek: w_mean (gewogen gemiddelde) en controleer of de chi2-waarde zo dicht mogelijk bij 1 ligt.
    LET OP: Een chi2 dicht bij een zorgt voor de nauwkeurigheid van de pasvorm. De levensduurwaarde van de geselecteerde afbeelding wordt dus als tau_1weergegeven .
11. Alle informatie van belang uitvoeren: Dossier | Export Intensiteit beelden / Fit Resultaat Tabel / Afbeeldingen / Histogrammen. Sla de gegevensinstellingen op die worden gebruikt om de levensduur te berekenen: Bestand | Gegevensinstellingen opslaan.
    OPMERKING: De gebruikte parameters worden opgeslagen voor toekomstige analyse van de geselecteerde monsters.

7. Grafische voorstellingen van FLIM-gegevens

OPMERKING: De levens verzameld uit verschillende monsters kunnen visueel worden weergegeven op verschillende manieren. Selecteer om de levensduurwaarden aan te duiden in nanoseconden of picoseconden.

1. Toon de kwaliteit van de pasvorm en de nauwkeurigheid van de curve door de vervalcurve rechtstreeks van FLIMfit te exporteren.
2. Vertegenwoordigen de verdeling van de fotonen door het plotten van de frequentie van het foton en tellen ten opzichte van de levensduur waarde in een histogram.
3. Ten slotte, voor statistische vergelijking, als het vergelijken van twee of meer monsters, plaats levensduur waarden plus standaarddeviatie van het gemiddelde in een scatter plot bar grafiek. Voer elke gewenste statistische analyse uit.

Results

Het protocol laat zien hoe nauwkeurig de vorming van geaggregeerde soorten in levende C. eleganste controleren , zowel tijdens de natuurlijke veroudering en wanneer onderworpen aan stress. We selecteerden vier verschillende stammen van transgene aaltjes die polyglutamine-eiwitten uitdrukken van 40Q, 44Q of 85Q herhalingen. Deze eiwitten worden gesynthetiseerd in verschillende weefsels en werden gesmolten tot verschillende fluorophoren. De C. elegans stammen ofwel uitgedr...

Discussion

Het hier gepresenteerde protocol beschrijft een op microscopie gebaseerde techniek om geaggregeerde soorten in het C. elegans-modelsysteem te identificeren. FLIM kan de aanwezigheid van zowel geaggregeerde als oplosbare soorten die tot fluorophore zijn gefuseerd nauwkeurig karakteriseren door meting van hun fluorescentielevensduurverval. Wanneer een fusie-eiwit begint te aggregeren zal de geregistreerde gemiddelde levensduur verschuiven van een hogere naar een lagere waarde¹⁶. De neiging ...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Agar-Agar Kobe I	Carl Roth GmbH + Co. KG	5210.2	NGM component
Ahringer Library hsp-1 siRNA	Source BioScience UK Limited	F26D10.3
Ampicillin	Carl Roth GmbH + Co. KG	K029.3	Antibioticum
B&H DCS-120 SPC-150	Becker & Hickl GmbH		FLIM Aanwinstsoftware
B&H SPC830-SPC Image	Becker & Hickl GmbH		FLIM Aanwinstsoftware
BD Bacto Peptone	BD-Bionsciences	211677	NGM component
C. elegans iQ44-YFP	CAENORHABDITIS GENETICS CENTER (CGC)	OG412
C. elegans iQ85-YFP			Vriendelijk geschenk van Morimoto Lab
C. elegans mQ40-RFP			Vriendelijk geschenk van Morimoto Lab
C. elegans nQ40-CFP			Vriendelijk geschenk van Morimoto Lab
Deckgläser-18x18mm	Carl Roth GmbH + Co. KG	0657.2	Dekglasjes
Isopropyl-β-D-thiogalactopyranosid (IPTG)	Carl Roth GmbH + Co. KG	2316.4
Leica M165 FC	Leica Camera AG		Stereomicroscoopmontage
Leica TCS SP5	Leica Camera AG		Confocale microscoop
Levamisol Hydrochloride	AppliChem GmbH	A4341	Verdoving
OP50 Escherichia coli	CAENORHABDITIS GENETICS CENTER (CGC)	OP50
PicoQuant PicoHarp300	PicoQuant GmbH		FLIM Aanwinstsoftware
Natriumazid	Carl Roth GmbH + Co. KG	K305.1	Verdoving
Natriumchloride	Carl Roth GmbH + Co. KG	3957.2	NGM component
Standard-Objektträger	Carl Roth GmbH + Co. KG	0656.1	Glijschuiven
Universal Agarose	Bio & Sell GmbH	BS20.46.500
Zeiss AxioObserver.Z1	Carl Zeiss AG		Confocale microscoop
Zeiss LSM510-Meta NLO	Carl Zeiss AG		Confocale microscoop