Methodenartikel

Inductie van diffuus axonal hersenletsel bij ratten op basis van rotatieversnelling

DOI:

10.3791/61198

⸱

9 mei 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Anesthesia and Critical Care, Soroka University Medical Center and the Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 2Department of Neurosurgery, Soroka University Medical Center and the Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 3Department of Anesthesiology, Yale University School of Medicine, 4Recanati School for Community Health Professions, Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 5Department of microbiology and immunology, Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol valideert een betrouwbaar, gemakkelijk uit te voeren en reproduceerbaar knaagdiermodel van diffuus axonaal letsel (DAI) dat wijdverspreide schade aan witte stof veroorzaakt zonder schedelbreuken of kneuzingen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Traumatisch hersenletsel (TBI) is een belangrijke oorzaak van overlijden en invaliditeit. Diffuus axonal letsel (DAI) is het overheersende letselmechanisme bij een groot percentage TBI-patiënten die ziekenhuisopname nodig hebben. DAI gaat wijdverbreide axonale schade door schudden, rotatie of blast letsel, wat leidt tot snelle axonale stretch letsel en secundaire axonale veranderingen die worden geassocieerd met een langdurige impact op functioneel herstel. Historisch gezien zijn experimentele modellen van DAI zonder brandpuntsletsel moeilijk te ontwerpen. Hier valideren we een eenvoudig, reproduceerbaar en betrouwbaar knaagdiermodel van DAI dat wijdverspreide witte stofschade veroorzaakt zonder schedelbreuken of kneuzingen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Traumatisch hersenletsel (TBI) is een belangrijke oorzaak van overlijden en invaliditeit in de Verenigde Staten. Tberose dragen bij tot ongeveer 30% van alle schadegerelateerde sterfgevallen1,2. De belangrijkste oorzaken van TBI verschillen tussen leeftijdsgroepen en omvatten valpartijen, hoge snelheid botsingen tijdens sport, opzettelijke zelfbeschadiging, motorvoertuig crashes en aanvallen1,2,3.

Brain diffuse axonale letsel (DAI) is een specifiek type TBI veroorzaakt door rotatieversnelling, schudden of ontploffing letsel van de hersenen als gevolg van onbeperkte hoofdbeweging in het moment na letsel4,5,6,7,8. Dai gaat gepaard met wijdverbreide axonale schade die leidt tot langdurige neurologische stoornissen die gepaard gaan met een slechte afloop, omslachtige kosten voor gezondheidszorg en een sterftecijfer van 33-64%1,2,4,5,9,10,11. Ondanks een belangrijk recent onderzoek naar de pathogenese van DAI, is er geen consensus over de beste behandelingsopties11,12,13,14.

In de afgelopen decennia hebben talrijke experimentele modellen geprobeerd om verschillende aspecten van DAI11,12,15,16nauwkeurig te repliceren . Echter, deze modellen hebben beperkingen gezien de unieke presentatie van DAI in vergelijking met andere focale verwondingen. Deze eerdere modellen veroorzaken niet alleen axonale letsel in witte stof regio's, maar ook resulteren in focale hersenletsel. Klinisch gaat DAI gepaard met microbloedingen, die een belangrijke oorzaak van schade aan witte stof kunnen vormen.

Slechts twee diermodellen zijn aangetoond dat de belangrijkste klinische kenmerken van DAI repliceren. Gennarelli en collega's produceerden de eerste laterale hoofd rotatie apparaat in 1982, met behulp van non-impact hoofd rotatie versnelling coma te induceren met DAI in een niet-menselijke primaten model15. Dit primatenmodel gebruikte gecontroleerde enkele rotatie voor versnelling en vertraging om het hoofd door 60° binnen 10-20 ms te verplaatsen. Primatenmodellen zijn echter erg duur4,11,16. Deels gebaseerd op het vorige model, een varken model van rotatie versnelling hersenletsel werd ontworpen in 1994 (Ross et al.) met vergelijkbare resultaten14.

Deze twee diermodellen, hoewel ze verschillende presentaties van typische pathologie produceerden, hebben sterk bijgedragen aan de concepten van DAI pathogenese. Snelle hoofdrotatie wordt algemeen aanvaard als de beste methode voor het induceren van DAI, en knaagdieren bieden een minder duur model voor de snelle hoofdrotatie studies11,16. Hier valideren we een eenvoudig, reproduceerbaar en betrouwbaar knaagdiermodel van DAI dat wijdverspreide witte stofschade veroorzaakt zonder schedelbreuken of kneuzingen. Dit huidige model zal een beter begrip van de pathofysiologie van DAI en de ontwikkeling van meer effectieve behandelingen mogelijk maken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De experimenten werden uitgevoerd naar aanleiding van de aanbevelingen van de verklaringen van Helsinki en Tokio en de richtsnoeren voor het gebruik van proefdieren van de Europese Gemeenschap. De experimenten werden goedgekeurd door het Comité dierverzorging van ben-Gurion Universiteit van negev.

1. Ratten voorbereiden op de experimentele procedure

LET OP: Selecteer volwassen mannelijke Sprague-Dawley ratten met een gewicht van 300-350 g.

  1. Verkrijg goedkeuring voor het uitvoeren van deze experimenten van het Institutioneel Comité voor dierverzorging en -gebruik.
  2. Houd ratten op een kamertemperatuur van 22 ± 1 °C, met 12 uur licht en 12 uur donkere cycli. Zorg voor rat chow en water ad libitum.
  3. Voer alle experimenten uit tussen 6:00 en 12:00 uur.
  4. Gebruik een continu isoflurane toedieningssysteem om anesthesie te induceren. Zorg ervoor dat het vaporizersysteem gevuld is met isofluraan.
    1. Verdoof de ratten met 2% isofluraan.
    2. Bevestig dat de rat volledig verdoofd is door een gebrek aan beweging of pedaalreflex te observeren in reactie op een externe stimuli.

2. Inductie van diffuus axonaal letsel

OPMERKING: De inrichting bestaat uit de volgende componenten: 1) transparante plastic cilinder, 2) ijzergewicht (1308 g), 3) rotatiemechanisme bestaande uit een cilindrische buis, twee lagers waarop de as draait en een hoofdfixatie (voor oorpennen); 4) horizontaal platform waarop twee lagers zijn bevestigd.

  1. Plaats het apparaat op een zware, stabiele laboratoriumtafel.
  2. Bevestig het gewicht aan een touw tik die is verhoogd tot een hoogte van 120 cm.
  3. Laat het vrij vallende gewicht de bout raken, waardoor het rotatiemechanisme wordt geactiveerd. Met behulp van de laterale hoofdrotatie-inrichting wordt het hoofd van het knaagdier snel gedraaid van 0 tot 90°.
  4. Na inductie van diffuus axonal hersenletsel, breng de rat naar een herstelkamer.

3. Meting van roterende Kinematica/Biomechanische parameters.

  1. Meten rotatiekinematica/biomechanische parameters als volgt:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    figure-protocol-3
    wanneer Fo - kracht die op het hoofd van dieren (kg) wordt uitgeoefend; M – moment van kracht; K – kinetische energie; m – massa van het dalende gewicht; g - gravitatieversnelling; h – hoogte (cm); D – afstand tussen de oorpennen (cm).
    OPMERKING: Voor het berekenen van de kracht die op het hoofd van het dier wordt uitgeoefend (Fo),is het noodzakelijk om de massa van het vallende gewicht, de hoogte waarop het gewicht valt en de afstand tussen de oorpinnen te kennen. De andere parameters blijven ongewijzigd.

4. Evaluatie van neurologische ernstscore na 48 uur

OPMERKING: Neurologische tekorten werden beoordeeld en beoordeeld met behulp van een neurologische ernstscore, zoals eerder beschreven17,18,19. Veranderingen in motorische functie en gedrag worden beoordeeld door een punt-systeem zodanig dat een maximale score van 24 ernstige neurologische disfunctie vertegenwoordigt. Een score van 0 geeft een intacte neurologische status aan. De volgende gedragsfuncties worden beoordeeld.

  1. Beoordeel het onvermogen van de rat om uit een cirkel (50 cm in diameter) te stappen wanneer deze in het midden wordt achtergelaten. Voer dit uit voor drie individuele sessies van 30 min, 60 min en meer dan 60 min.
  2. Test de rat op een verlies van rechtsreflex in drie sessies van 20 min, 40 min en meer dan 60 min.
  3. Voer de test voor hemiplegie, het onvermogen van de rat om gedwongen veranderingen in positie te weerstaan.
  4. Hef de rat bij zijn staart om de flexie van de achterpoot te testen.
  5. Plaats de rat op de grond om te testen zijn vermogen om rechtdoor te lopen.
  6. Test op drie afzonderlijke reflexen: de pinnareflex, de hoornvliesreflex en de schrikreflex.
  7. Beoordeel de rat met een klinische graad op basis van verlies van zoekgedrag en prostratie.
  8. Test ledematen reflexen voor plaatsing. Voer de test uit op de linker- en rechtervoorpoten en vervolgens de linker- en rechterachterpoten.
  9. Voer een functionele test uit via de bundelbalanceringstaak. De balk moet 1,5 cm breed zijn. Voer de test uit voor sessies van 20 s, 40 s en meer dan 60 s.
  10. Voer een balklooptest uit op de rat met balken van drie verschillende breedtes: 8,5 cm breed, 5 cm breed en 2,5 cm breed.

5. Hersenverzameling voor histologisch onderzoek na 48 uur

  1. Na 48 uur na het letsel euthanaseer de ratten door hun geïnspireerde gasmengsel te vervangen door 20% O2/80% CO2. Zorg ervoor dat CO2 wordt geleverd tegen een vooraf bepaald tarief in overeenstemming met de richtlijnen van het Institutional Animal Care and Use Committee.
    1. Zorg voor de bevestiging van de dood in overeenstemming met de richtlijnen van het Institutional Animal Care and Use Committee.
  2. Transcardiale perfuse de rat met 0,9% gehepariniseerde zoutoplossing bij temperatuur 4 °C, gevolgd door 500 mL van 4% paraformaldehyde in 0,1 M fosfaatbuffer zoutoplossing (pH 7,4).
  3. Na perfusie, uitvoeren onthoofding met een guillotine.
  4. Voer de hersenen collectie door het verwijderen van de calvarias met botsnijdende tangen om beschadiging van hersenweefsel te voorkomen.
  5. Verwijder de hersenen onmiddellijk en fix in een 4% gebufferde formaldehyde oplossing voor 48 uur bij 4 °C.
  6. Blokkeer hersenen in 5 mm coronale secties van de olfactorische bol gezicht naar de visuele cortex en bisect cerebellums en hersenstams.
  7. Na paraffine inbedding, gesneden coronale en sagittale secties (5 μm) uit de buurt van de thalamus door microtome sectie.

6. Immunochemische kleuring en onderzoek

  1. Leg de plakjes voorzichtig op glazen platen met een zachte borstel, 1 plakje per dia.
  2. Produceren immunochemische kleuring van βAPP.
    1. Deparaffineschijfjes met xyleen (3 keer voor 5 min per stuk) en hydrateren met geleidelijk gereduceerde concentraties ethanol bij kamertemperatuur: 3 min in 100% ethanol tweemaal, 3 min in 95% ethanol tweemaal, 3 min in 90% ethanol, 3 min in 70% ethanol en 3 min in DDW.
    2. Behandel gedeparaffineeerde en gehydrateerde hersensecties met 3% H2O2 gedurende 15 min bij kamertemperatuur om endogene peroxidaseactiviteit te blokkeren.
    3. Incubeersecties met 0,01 M natriumcontraat (pH 6.0) bij 98 °C gedurende 5 min voor het ophalen van antigenen.
    4. Houd de glijbanen 20 min in de buffer bij kamertemperatuur om af te koelen.
    5. Was secties met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) tweemaal gedurende 5 min.
    6. Blokkeer de secties met 2,5% normaal paardenserum gedurende 1 uur bij kamertemperatuur en incubeer 's nachts bij 4 °C in primaire konijnenanti-APP (1:4000) verdund in het blokkerende serum.
    7. Na incubatie in primair antilichaam, was secties in PBS bij kamertemperatuur.
    8. Incubeer secties in de juiste verdunde biotinylated secundair e.d. gedurende 15 min en was met PBS gedurende 3 min tweemaal bij kamertemperatuur.
    9. Incubeer in streptavidin-peroxidase gedurende 15 min en was opnieuw in PBS gedurende 3 min tweemaal bij kamertemperatuur.
    10. Incubeer secties met gebufferde substraatoplossing (pH 7.5) met waterstofperoxide en 3,3-diaminobenzidine chromogen oplossing en beschermen tegen licht totdat de kleur is ontwikkeld.
    11. Incubeer de dia's met DDW bij kamertemperatuur gedurende 5 min om de reactie te stoppen.
    12. Tegenvleksecties met Hematoxylin gedurende 3 min bij kamertemperatuur en was gedurende 5 min met stromend leidingwater.
    13. Dehydrateer de dia's met geleidelijk toenemende concentraties ethanol bij kamertemperatuur: 2 min in DDW, 2 min in 70% ethanol, 2 min in 90% ethanol, 2 min in ethanol 95%, 2 min in 100% ethanol en 3 min in xyleen drie keer.
    14. Droog en monteer met montagemedium.
  3. Bestudeer de plakjes onder microscoopvergroting van 200x met een 20 mm objectieve lens met behulp van een microscoop.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tabel 1 illustreert de protocoltijdlijn. Het sterftecijfer in dit model van DAI was 0%. Een Mann-Whitney-test wees uit dat het neurologischtekort aanzienlijk groter was voor de 15 DAI-ratten in vergelijking met de 15 sham ratten op 48 uur na interventie (Mdn = 1 vs. 0), U = 22,5, p < 0,001, r = 0,78 (zie tabel 2). De gegevens worden gemeten in tellingen en worden gepresenteerd als mediaan en 25-75 percentiel bereik.

Representatieve fotomicrografen van thalamis...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol beschrijft een knaagdiermodel van DAI. In DAI veroorzaakt rotatieversnelling op de hersenen een afschuifeffect dat axonale en biochemische veranderingen teweegbrengt die leiden tot verlies van axonale functie in een progressief proces. Secundaire axonale veranderingen worden veroorzaakt door een snelle axonale stretch letsel en zijn variabel in hun omvang en ernst4,5,10. Binnen enkele uren tot dagen na het primaire ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs erkennen dankbaar Dr Nathan Kleeorin (Afdeling Werktuigbouwkunde, Ben-Gurion Universiteit van de Negev) voor zijn hulp bij de biomechanische metingen. Ook danken we professor Olena Severynovska, Maryna Kuscheriava, Maksym Kryvonosov, Daryna Yakumenko en Evgenia Goncharyk van de afdeling Fysiologie, Faculteit Biologie, Ecologie en Geneeskunde, Oles Honchar Dnipro University, Dnipro, Oekraïne voor haar steun en behulpzame bijdragen aan onze discussies.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.01 M natriumcitraatSIGMA - ALDRICH
2,5% normaal paardenserumSIGMA - ALDRICHH0146Vloeistof
4% gebufferde formaldehydeoplossing
Anti-amyloïde precursor proteïne, C - terminaal antilichaamgeproduceerd in konijnSIGMA - ALDRICHLot 056M4867V
gebiotinileerd secundair antilichaamVectorBA-1000-1.510 mM natriumfosfaat, pH 7,8, 0,15 M NaCl, 0,08% natriumazid, 3 mg/ml bovien serumalbumine
botdoorsnijdende pincet
DAB Peroxidase (HRP) Substraatkit (met Nikkel), 3,3'-diaminobenzidinevector laboratory
inbeddingscassettes
ethanol 99,9%ROMICALOntvlambare vloeistof
guillotijn
HemotoxylinSIGMA - ALDRICHH3136-25G
WaterstofperoxideoplossingMillipore88597-100ML-F
Isofluraan, USP 100%Piramamal Critical Care, Inc
Olympus BX 40 microscoopOlympus
paraffineparaplast plus leica biosystemMedium voor weefselinbedding
fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS)SIGMA - ALDRICHP5368-10PAKInhoud van één zakje, wanneer opgelost in één liter gedistilleerd of gedeïoniseerd water, geeft 0,01 M fosfaatgebufferde zoutoplossing (NaCl 0,138 M; KCl - 0,0027 M); pH 7,4, bij 25 °C.
Streptavidine HRPABCAMab64269Streptavidine-HRP voor gebruik met gebiotinileerde secundaire antilichamen tijdens IHC / immunohistologie.
xyleen

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Faul, M., Wald, M. M., Xu, L., Coronado, V. G. Traumatic brain injury in the United States; emergency department visits, hospitalizations, and deaths, 2002-2006. US Government. , (2010).
  2. Taylor, C. A., Bell, J. M., Breiding, M. J., Xu, L. Traumatic Brain Injury-Related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths - United States, 2007 and 2013. MMWR Surveillance Summaries. 66, 1-16 (2017).
  3. Peterson, A. B., Xu, L., Daugherty, J., Breiding, M. J. Surveillance report of traumatic brain injury-related emergency department visits, hospitalizations, and deaths, United States, 2014. US Government. , (2014).
  4. Su, E., Bell, M. Diffuse axonal injury. Translational Research in Traumatic Brain Injury. 57, 41(2016).
  5. Hammoud, D. A., Wasserman, B. A. Diffuse axonal injuries: pathophysiology and imaging. Neuroimaging Clinics. 12, 205-216 (2002).
  6. Adams, J. H., Graham, D. I., Gennarelli, T. A., Maxwell, W. L. Diffuse axonal injury in non-missile head injury. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 54, 481-483 (1991).
  7. Slazinski, T., Johnson, M. C. Severe diffuse axonal injury in adults and children. Journal of Neuroscience Nursing. 26, 151-154 (1994).
  8. Gentleman, S. M., et al. Axonal injury: a universal consequence of fatal closed head injury. Acta Neuropathologica. 89, 537-543 (1995).
  9. Marehbian, J., Muehlschlegel, S., Edlow, B. L., Hinson, H. E., Hwang, D. Y. Medical Management of the Severe Traumatic Brain Injury Patient. Neurocritical Care. 27, 430-446 (2017).
  10. Adams, J. H., et al. Diffuse axonal injury in head injury: definition, diagnosis and grading. Histopathology. 15, 49-59 (1989).
  11. Xiao-Sheng, H., Sheng-Yu, Y., Xiang, Z., Zhou, F., Jian-ning, Z. Diffuse axonal injury due to lateral head rotation in a rat model. Journal of Neurosurgery. 93, 626-633 (2000).
  12. Ross, D. T., Meaney, D. F., Sabol, M. K., Smith, D. H., Gennarelli, T. A. Distribution of forebrain diffuse axonal injury following inertial closed head injury in miniature swine. Experimental Neurology. 126, 291-299 (1994).
  13. Bullock, R. Opportunities for neuroprotective drugs in clinical management of head injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 23-30 (1993).
  14. Gennarelli, T. A. Mechanisms of brain injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 5-11 (1993).
  15. Gennarelli, T. A., et al. Diffuse axonal injury and traumatic coma in the primate. Annals of Neurology. 12, 564-574 (1982).
  16. Xiaoshengi, H., Guitao, Y., Xiang, Z., Zhou, F. A morphological study of diffuse axonal injury in a rat model by lateral head rotation trauma. Acta Neurologica Belgica. 110, 49-56 (2010).
  17. Zlotnik, A., et al. beta2 adrenergic-mediated reduction of blood glutamate levels and improved neurological outcome after traumatic brain injury in rats. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 24, 30-38 (2012).
  18. Boyko, M., et al. An Alternative Model of Laser-Induced Stroke in the Motor Cortex of Rats. Biological Procedures Online. 21, 9(2019).
  19. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  20. Ma, J., Zhang, K., Wang, Z., Chen, G. Progress of Research on Diffuse Axonal Injury after Traumatic Brain Injury. Neural Plasticity. 2016, 9746313(2016).
  21. Medana, I. M., Esiri, M. M. Axonal damage: a key predictor of outcome in human CNS diseases. Brain. 126, 515-530 (2003).
  22. Tang-Schomer, M. D., Johnson, V. E., Baas, P. W., Stewart, W., Smith, D. H. Partial interruption of axonal transport due to microtubule breakage accounts for the formation of periodic varicosities after traumatic axonal injury. Experimental Neurology. 233, 364-372 (2012).
  23. Johnson, V. E., Stewart, W., Smith, D. H. Traumatic brain injury and amyloid-beta pathology: a link to Alzheimer's disease. Nature Reviews Neuroscience. 11, 361-370 (2010).
  24. Sherriff, F. E., Bridges, L. R., Sivaloganathan, S. Early detection of axonal injury after human head trauma using immunocytochemistry for beta-amyloid precursor protein. Acta Neuropathologica. 87, 55-62 (1994).
  25. Reichard, R. R., White, C. L., Hladik, C. L., Dolinak, D. Beta-amyloid precursor protein staining of nonaccidental central nervous system injury in pediatric autopsies. Journal of Neurotrauma. 20, 347-355 (2003).
  26. Gentleman, S. M., Nash, M. J., Sweeting, C. J., Graham, D. I., Roberts, G. W. Beta-amyloid precursor protein (beta APP) as a marker for axonal injury after head injury. Neuroscience Letters. 160, 139-144 (1993).
  27. Smith, D. H., Hicks, R., Povlishock, J. T. Therapy development for diffuse axonal injury. Journal of Neurotrauma. 30, 307-323 (2013).
  28. McKenzie, K. J., et al. Is beta-APP a marker of axonal damage in short-surviving head injury. Acta Neuropathologica. 92, 608-613 (1996).
  29. Wilkinson, A., Bridges, L., Sivaloganathan, S. Correlation of survival time with size of axonal swellings in diffuse axonal injury. Acta Neuropathologicaogica. 98, 197-202 (1999).
  30. Thompson, H. J., et al. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. Journal of Neurotrauma. 22, 42-75 (2005).
  31. Alder, J., Fujioka, W., Lifshitz, J., Crockett, D. P., Thakker-Varia, S. Lateral fluid percussion: model of traumatic brain injury in mice. Journal of Visualized Experiments. , e3063(2011).
  32. Povlishock, J., Marmarou, A., McIntosh, T., Trojanowski, J., Moroi, J. Impact acceleration injury in the rat: evidence for focal axolemmal change and related neurofilament sidearm alteration. Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 56, 347-359 (1997).
  33. Heath, D. L., Vink, R. Impact acceleration-induced severe diffuse axonal injury in rats: characterization of phosphate metabolism and neurologic outcome. Journal of Neurotrauma. 12, 1027-1034 (1995).
  34. Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: a new experimental brain injury model. Journal of Neurotrauma. 5, 1-15 (1988).
  35. Palmer, A. M., et al. Traumatic brain injury-induced excitotoxicity assessed in a controlled cortical impact model. Journal of Neurochemistry. 61, 2015-2024 (1993).
  36. Hamm, R. J., et al. Cognitive deficits following traumatic brain injury produced by controlled cortical impact. Journal of Neurotrauma. 9, 11-20 (1992).
  37. Nyanzu, M., et al. Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results. International Journal of Medical Sciences. 14, 494-505 (2017).
  38. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).
  39. Lighthall, J. W., Dixon, C. E., Anderson, T. E. Experimental models of brain injury. Journal of Neurotrauma. 6, 83-97 (1989).
  40. Meaney, D. F., et al. Modification of the cortical impact model to produce axonal injury in the rat cerebral cortex. Journal of Neurotrauma. 11, 599-612 (1994).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Diffuse axonale beschadigingratmodelneurologische ernstscorebeta APP kleuringbeam walking taakhoofdfixatieparaffine inbeddingimmunochemische kleuringSprague Dawley ratten

Gerelateerde artikelen