Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Pathologische analyse van longmetastase na laterale staartaderinjectie van tumorcellen

9.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61270

⸱

20 mei 2020

 ,  ,  , 
1Department of Radiation Oncology, Arthur G. James Comprehensive Cancer Center and Richard L. Solove Research Institute, The Ohio State University Medical Center, 2Department of Veterinary Biosciences, Comparative Pathology and Digital Imaging Shared Resource, The Ohio State University

In dit artikel

Erratum-melding

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Samenvatting

Intraveneuze injectie van kankercellen wordt vaak gebruikt in metastaseonderzoek, maar de gemetastaseerde tumorbelasting kan moeilijk te analyseren zijn. Hierin demonstreren we een staartaderinjectiemodel van metastase en nemen we een nieuwe benadering op om de resulterende gemetastaseerde longtumorbelasting te analyseren.

Samenvatting

Metastase, de primaire oorzaak van morbiditeit en mortaliteit voor de meeste kankerpatiënten, kan een uitdaging zijn om preklinisch te modelleren bij muizen. Er zijn weinig spontane uitzaaimodellen beschikbaar. Het experimentele metastasemodel met staartaderinjectie van geschikte cellijnen is dus een steunpilaar van metastaseonderzoek. Wanneer kankercellen in de laterale staartader worden geïnjecteerd, is de long hun voorkeursplaats van kolonisatie. Een mogelijke beperking van deze techniek is de nauwkeurige kwantificering van de gemetastaseerde longtumorbelasting. Terwijl sommige onderzoekers macrometastasen van een vooraf gedefinieerde grootte tellen en / of micrometastasen omvatten na sectie van weefsel, bepalen anderen het gebied van gemetastaseerde laesies ten opzichte van het normale weefselgebied. Beide kwantificeringsmethoden kunnen buitengewoon moeilijk zijn wanneer de metastatische belasting hoog is. Hierin demonstreren we een intraveneus injectiemodel van longmetastase gevolgd door een geavanceerde methode voor het kwantificeren van gemetastaseerde tumorbelasting met behulp van beeldanalysesoftware. Dit proces maakt het mogelijk om meerdere eindpuntparameters te onderzoeken, waaronder de gemiddelde metastasegrootte, het totale aantal metastasen en het totale metastasegebied, om een uitgebreide analyse te bieden. Bovendien is deze methode beoordeeld door een veterinaire patholoog-board-gecertificeerd door het American College of Veterinary Pathologists (SEK) om nauwkeurigheid te garanderen.

Inleiding

Ondanks het feit dat het een zeer complex en inefficiënt proces1 is, levert metastase een belangrijke bijdrage aan de morbiditeit en mortaliteit van kankerpatiënten2. In feite worden de meeste kankergerelateerde sterfgevallen toegeschreven aan gemetastaseerde verspreiding van ziekte3,4. Om tumorcellen met succes te laten metastaseren, moeten ze zich losmaken van de primaire plaats, binnendringen door aangrenzend stroma, intravaseren in de bloedcirculatie of lymfevaten, reizen naar het capillaire bed van een secundaire plaats, extravaseren in het secundaire weefsel en prolifereren of groeien om metastatische laesies te vormen5. Het gebruik van muismodellen is van cruciaal belang geweest voor het bevorderen van het begrip van de moleculaire mechanismen die verantwoordelijk zijn voor gemetastaseerd zaaien en groei6,7. Hierin richten we ons op borstkankermetastase, waarvoor zowel genetisch gemodificeerde muismodellen als transplantatiemethoden vaak worden gebruikt - elk met hun eigen reeks voordelen en beperkingen.

Genetisch gemanipuleerde borsttumormodellen maken gebruik van borstklierspecifieke promotors, waaronder MMTV-LTR (muismamatumorvirus long terminal repeat) en WAP (Whey Acidic Protein), om de expressie van transgenen in het borstepitheel8 te stimuleren. Oncogenen waaronder polyoma midden T-antigeen (PyMT), ErbB2 / Neu, c-Myc, Wnt-1 en simian virus 40 (SV40) zijn op deze manier tot expressie gebracht9,10,11,12,13, en hoewel deze genetische modellen nuttig zijn voor het bestuderen van primaire tumorinitiatie en -progressie, zijn er maar weinig gemakkelijk uitgezaaid naar verre organen. Bovendien zijn deze genetische muismodellen vaak duurder dan spontane of experimentele metastasemodellen. Gezien de beperking van de meeste genetisch gemanipuleerde borsttumormodellen om metastase te bestuderen, zijn transplantatietechnieken aantrekkelijke methoden geworden om dit complexe proces te bestuderen. Dit omvat orthotopische, staartader-, intracardiale en intracraniale injectie van geschikte cellijnen.

Hoewel verschillende borstkankercellijnen gemakkelijk uitzaaien na orthotopische injectie in het borstvetkussen14,15, kan de consistentie en reproduceerbaarheid van gemetastaseerde tumorbelasting een uitdaging zijn en kan de duur van dergelijke onderzoeken enkele maanden zijn. Voor het evalueren van longmetastase, in het bijzonder, is intraveneuze injectie in de staartader vaak een meer reproduceerbare en tijdseffectieve methode met gemetastaseerde verspreiding die meestal binnen een tijdsbestek van enkele weken optreedt. Aangezien het intraveneuze injectiemodel echter de eerste stappen van de metastatische cascade omzeilt, moet voorzichtigheid worden betracht bij het interpreteren van de resultaten van deze onderzoeken. In deze demonstratie tonen we staartaderinjectie van borsttumorcellen samen met een nauwkeurige en uitgebreide analysemethode.

Hoewel de onderzoeksgemeenschap aanzienlijke vooruitgang heeft geboekt bij het begrijpen van het complexe proces van borstkankermetastase, wordt geschat dat meer dan 150.000 vrouwen momenteel gemetastaseerde borstkanker hebben16. Van degenen met stadium IV borstkanker heeft >36% van de patiënten longmetastase17; het plaatsspecifieke patroon en de incidentie van metastasen kunnen echter variëren op basis van moleculair subtype18,19,20,21. Patiënten met borstkanker-geassocieerde longmetastasen hebben een mediane overleving van slechts 21 maanden, wat de noodzaak benadrukt om effectieve behandelingen en nieuwe biomarkers voor deze ziekte te identificeren17. Het gebruik van experimentele metastasemodellen, waaronder de intraveneuze injectie van tumorcellen, zal onze kennis van deze belangrijke klinische uitdaging blijven vergroten. In combinatie met digitale beeldvormingspathologie en de methode van metastatische longtumorbelastingsanalyse die in dit protocol wordt beschreven, zijn staartaderinjecties een waardevol hulpmiddel voor onderzoek naar borstkankermetastase.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het gebruik van dieren volgde de voorschriften van de University Laboratory Animal Resources (ULAR) onder het OSU Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) - goedgekeurd protocol 2007A0120-R4 (PI: Dr. Gina Sizemore).

1. Staartader injectie van borstkankercellen

  1. Bereiding van cellen en spuit voor injectie
    1. Plaats een passend aantal cellen op basis van het aantal muizen en de te gebruiken celconcentratie.
      OPMERKING: Het aantal geïnjecteerde cellen en de tijd tot de ontwikkeling van metastasen zijn afhankelijk van de gebruikte cellijn en moeten worden geoptimaliseerd. In deze demonstratie worden 1 x 106 MDA-MB-231 cellen intraveneus geïnjecteerd in NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) muizen, en macroscopische longlaesies worden uiterlijk 24 dagen na injectie waargenomen. Voor de MVT1 murine borsttumor cellijn17 worden 3 x 106 cellen geïnjecteerd in immuun-competente FVB/N muizen met talrijke longmetastasen waargenomen door 14 dagen22,23.
    2. Aanzuigmedium en spoelcelplaten met 1x PBS. Trypsiniseer cellen in minimaal volume, voeg het juiste volume media toe en tel cellen met behulp van een hematocytometer of een andere voorkeursmethode. Trypan blauw (0,4%) of andere levende / dode cel kleurstoffen kunnen worden gebruikt om levensvatbare cel tellingen te bepalen.
    3. Pelletcellen door gedurende 5 min op 180 x g te draaien.
    4. Resuspend het juiste aantal cellen in steriele 1x PBS, zodat een volume van 100 μL per muis wordt geïnjecteerd. Houd celsuspensie op ijs om de levensvatbaarheid te behouden.
    5. Vóór de injectie moet u de cellen grondig resuspenderen met een pipet van 200 μL of 1 ml om klonteren te voorkomen. Zuig 100 μL op in een insulinespuit van 28 G (zie Materiaaltabel).
    6. Verwijder eventuele luchtbellen door de spuit verticaal te houden, op de spuit te tikken en de zuiger langzaam aan te passen. Injectie van luchtbellen in de ader zal waarschijnlijk een lucht / gasembolie veroorzaken die fataal kan zijn.
  2. Laterale staartader injectie
    OPMERKING: Voor experimentele borstkankermetastasetests worden injecties uitgevoerd op > 6 weken oude vrouwelijke muizen.
    1. Hanteer de muis bij de staart en schuif het dier in een buis met sleuf/bevestigingsinrichting van een geschikte grootte (zie de tabel met materialen voor de gebruikte beveiligingsinrichting).
    2. Plaats het pluggedeelte van het beveiligingssysteem en plaats de muis op zijn kant zodat de laterale staartader gemakkelijk te zien is. De muis heeft een ventrale slagader in lijn met de genitaliën, een dorsale ader en twee laterale caudale aderen.
    3. Reinig het oppervlak van de staart van de muis met een aseptisch doekje. Pak de staart tussen wijsvinger en duim met niet-dominante hand en breng lichte spanning aan.
    4. Begin bij het distale deel van de staart en steek de naald parallel aan de ader in met het uiteinde.
    5. Indien toegestaan, sluit u de naald voorzichtig af en buigt u deze in een hoek van 20-30°. Een eenhandige benadering of naald recapping-apparaat wordt ten zeerste aanbevolen.
      OPMERKING: Het is niet nodig om te aspirateren, omdat dit ertoe kan leiden dat de ader instort. Er kan echter een kleine flits van bloed worden gezien wanneer deze voor het eerst wordt geplaatst. De naald zal soepel in de ader komen met de juiste plaatsing.
    6. Doseer langzaam het volledige volume in de ader. Er mag geen weerstand zijn wanneer de zuiger wordt ingedrukt.
    7. Als er weerstand wordt gevoeld, verwijder dan onmiddellijk de naald van de spuit. Indien nodig, breng de naald opnieuw in (idealiter niet meer dan 3 pogingen) die naar het proximale uiteinde van de staart of de tegengestelde laterale ader beweegt.
    8. Een klein volume bloed zal waarschijnlijk worden verplaatst na injectie. Oefen zachte druk uit met steriel gaas en veeg af met aseptisch doekje.
    9. Gooi de spuit onmiddellijk weg in de juiste naaldencontainer.
    10. Breng de muis terug naar een schone, geventileerde kooi en controleer op tekenen van nood.
    11. Controleer muizen 2-3x / wekelijks op tekenen van metastasevorming (moeizame ademhaling, gebogen houding, gewichtsverlies) en algemene nood. De tijd tot ontwikkeling van metastase zal afhangen van cellijn en muis stam.
    12. Bij gebruik van een in vivo levend dierbeeldvormingsapparaat, beeld muizen onmiddellijk na staartaderinjectie in om succesvolle injectie van cellen te bevestigen en tijd "nul" -gegevens te verkrijgen (specifieke details over in vivo bioluminescentiebeeldvorming zijn hierin niet opgenomen, maar worden beschreven door Yang et al.24).

2. Longweefselfixatie en analyse van gemetastaseerde longtumorbelasting

  1. Longweefselinflatie om het structurele formaat van de longen voor histopathologie te behouden
    1. Nadat goedgekeurde euthanasieprocedures (bijv. koolstofdioxide bij 30 - 70% verplaatsing van het kamervolume / min) worden gevolgd, bevestigt u het muizenkarkas met pinnen aan een ontleedbord. Spray of breng 70% ethanol aan om de vacht van de muis uit de weg te houden tijdens de dissectie.
      OPMERKING: Kooldioxide-verstikking kan pulmonale bloeding veroorzaken als een verwachte achtergrondlaesie, vooral bij langzamere stroomsnelheden.
    2. Open de thorax met een middellijnincisie, verleng de incisie craniaal /caudaal door het peritoneum en snijd het diafragma weg door het xyfusische proces vast te pakken.
    3. Gebruik een aparte schaar om de messen niet te dof te maken, knip de ribben langs elke kant van het borstbeen en verwijder voorzichtig de ribbenkast, zodat er ruimte is voor de longen om uit te zetten.
    4. Isoleer de luchtpijp door submandibulaire speekselklieren en infrahyoïde spieren te verwijderen. Het plaatsen van pinnen aan weerszijden van de luchtpijp kan ongewenste bewegingen tijdens het inbrengen van de naald voorkomen.
    5. Vul een spuit van 26 G met 2-3 ml 10% neutraal gebufferde formaline en breng deze in de luchtpijp.
    6. Injecteer langzaam formaline en kijk uit voor de longen om uit te zetten (vereist meestal ~ 1,5 ml formaline).
    7. Zodra formaline uit de longen begint te lekken (vermijd overinflatie), knijp je de luchtpijp af met een tang, verwijder je de naald van de spuit en maak je het hele ademhalingsapparaat los. Plaats longen, hart, enz. direct in formaline, omdat extra trimmen van weefsel na fixatie kan worden gedaan.
    8. Volledige verwerking, inbedding, sectie van weefsel en hematoxyline en eosine (H & E) kleuring met behulp van standaardmethoden.
  2. Analyse van gemetastaseerde longtumorbelasting
    1. Scan H&E-gekleurde longsecties op een diascanner met hoge resolutie bij een vergroting van 40x (figuur 3).
    2. Importeer afbeeldingen in beeldanalysesoftware (bijv. Visiopharm Image Analysis) voor kwantificering van longmetastasen.
      OPMERKING: We raden nieuwe gebruikers aan om on-site of online training te krijgen om de beeldanalysesoftware te gebruiken. Tal van webinars zijn ook beschikbaar via de commerciële webpagina.
    3. Selecteer de Visiopharm 10118 H&E Lung Metastasis-app in de app-bibliotheek van de software.
      OPMERKING: Het doel van deze app is om longmetastasen op H & E-gekleurde dia's te labelen en te kwantificeren. Als onderdeel van de 10118 H&E Lung Metastasis App segmenteert de eerste beeldverwerkingsstap het longweefsel met de Tissue Detection App. De tweede beeldverwerkingsstap maakt gebruik van de Metastasis Detect App die de metastasen in het longweefsel identificeert. Metastasen worden geïdentificeerd via vorm samen met regio's die ofwel te misvormd, te rood of te schaars zijn om als metastasen te worden geïdentificeerd.
    4. Pas de parameters die vorm en spaarzaamheid definiëren aan om het beste bij representatieve afbeeldingen te passen. Gesegmenteerde gebieden van tumormetastasen en normaal longweefsel kunnen worden weergegeven met behulp van verschillende kleurlabels voor elk weefseltype.
      OPMERKING: In het geval dat de app metastasen niet nauwkeurig kan scheiden van normaal longweefsel, moet mogelijk een aangepaste app met behulp van het Visiopharm Decision Forest-programma worden geschreven zoals werd gedaan voor de experimenten (zie figuur 2 en figuur 3). Details voor het schrijven van een aangepast algoritme volgen hieronder. Ga anders verder met stap 2.2.9.
    5. Open het Decision Forest-programma, dat werkt door meerdere klassen [d.w.z. longweefsel (niet-neoplastisch), metastasen, rode bloedcellen, epitheel en / of witruimte] te trainen op een gewenst beeld. In figuur 2 zijn tumormetastasen blauw, normaal weefsel is groen en bronchiolair epitheel is geel. Ook bevinden rode bloedcellen zich in rode en luchtruimtes in roze.
    6. Volg de gevraagde reeks ja- of nee-vragen om elke klas op de juiste manier te trainen voor een afbeelding. De nauwkeurigheid van het algoritme bepaalt het aantal ja/nee-vragen. Voor de analyse is het aangepaste algoritme /app geschreven met een nauwkeurigheid die is ingesteld op 50 (bereik 0-100).
    7. Pas functies voor elke klasse aan door filters toe te passen om te verscherpen, vervagen, sorteren op vorm, enz. om de nauwkeurigheid van het algoritme / app te verbeteren. Visiopharm bekijkt elke klasse via een of meerdere lenzen die bekend staan als Functies. Functies wijzigen de manier waarop de klasse de afbeelding ziet om bepaalde kleuren of intensiteiten naar voren te brengen.
      OPMERKING: Voor het aangepaste algoritme worden metastasen van 8500 μm2 en hoger gelabeld en gemeten als metastasen. Dit verklaart de groottevariatie en metastasen die te klein zijn om te detecteren. Kleine misvormde gebieden en kleine gemetastaseerde gebieden onder 8500 μm2 werden opgenomen in de normale weefselkwantificering.
    8. Sla de gewijzigde instellingen van de app of het aangepaste algoritme op en pas het algoritme / de app vervolgens toe op een hele set of reeks H & E-gekleurde weefsels.
    9. Exporteer ten slotte alle uitvoervariabelen, waaronder de variabelen die in tabel 1 zijn vermeld. Oppervlakte in micron in het kwadraat (μm2) kan worden gekwantificeerd voor elk weefseltype en percentages worden afgeleid van het totale netto weefseloppervlak van het monster (d.w.z. totaal weefsel minus luchtoppervlak).
    10. Bij het maken van een aangepast algoritme, bekijk weefselmarkeringen in overleg met een veterinaire patholoog-gecertificeerd door het American College of Veterinary Pathologists om nauwkeurige metingen te garanderen en onderscheid te maken tussen weefseltypen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Bij gebruik van niet-gelabelde cellen voor staartaderinjectie kan het moeilijk zijn om longkolonisatie te bevestigen tot (1) het tijdstip van obductie als macrometastasen kunnen worden waargenomen of (2) na histologische analyse als er microscopische metastasen bestaan. Met uitgebreide uitgezaaide longtumorbelasting zullen muizen moeizaam ademhalen. Zoals bij elk tumoronderzoek, moeten muizen zorgvuldig worden gecontroleerd gedurende de hele duur van het onderzoek. Het gebruik van gelabelde cellen is een eenvoudige manie...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Omdat onderzoekers intraveneuze injectie van tumorcellen blijven gebruiken als een experimenteel model voor metastase, ontbreken standaardpraktijken om de resulterende gemetastaseerde tumorbelasting te analyseren. In sommige gevallen kunnen significante verschillen in gemetastaseerde tumorbelasting bij manipulatie van bepaalde cellijnen en/of gebruik van chemische verbindingen macroscopisch worden waargenomen. In andere gevallen kunnen subtiele verschillen in gemetastaseerde zaaiing en groei echter over het hoofd worden ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Representatieve gegevens werden gefinancierd door het National Cancer Institute (K22CA218549 tot S.T.S). Naast hun hulp bij het ontwikkelen van de uitgebreide analysemethode die hierin wordt gerapporteerd, bedanken we de Ohio State University Comprehensive Cancer Center Comparative Pathology and Mouse Phenotyping Shared Resource (Directeur - Krista La Perle, DVM, PhD) voor histologie en immunohistochemiediensten en de Pathology Imaging Core voor de ontwikkeling en analyse van algoritmen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
alcohol prep padsFisher Scientific22-363-750voor het schoonmaken van de staart voorafgaand aan injectie
dissectie schaarFisher Scientific08-951-5voor muis dissectie en longweefsel inflatie
DMEM met L-Glutamine, 4,5g/L Glucose en Sodium PyruvaatFisher ScientificMT10013CVcelkweek medium basis voor MDA-MB-231 en MVT1 cel lijnen
Dulbecco's Phosphate-Buffered Salt Solution 1xFisher ScientificMT21030CVgebruikt voor het opnieuw ophangen van tumorcellen voor injectie
ethanol (70% oplossing)OSUgebruikt om het haar van de muis te minimaliseren tijdens de dissectie; gebruik met voorzichtigheid - brandbaar
Evan's blue kleurstofMillipore SigmaE2129gebruikt op 1% in steriel PBS voor oefening met staart-vene injectiemethode; gebruik met voorzichtigheid - gevaarlijk reagens
Fetal Bovine SerumMillipore SigmaF4135celkweek medium toevoeging; gebruikt op 10% in DMEM
forcepsFisher Scientific10-270voor dissectie en longweefsel inflatie
FVB/NJ muizenThe Jackson Laboratory001800syngene muisstam voor MVT1 cellen
hemacytometer (Bright-Line)Millipore SigmaZ359629voor gebruik in celkweek om celtellingen te verkrijgen
insuline spuit (28 G)Fisher Scientific14-829-1Bvoor staart-vene injecties (BD 329424)
MDA-MB-231 cellenATCCmenselijke borstkanker cel lijn
MVT1 cellenmuis borsttumor cellen
naalden (26 G)Fisher Scientific14-826-15gebruikt om de longen van de muis op te blazen
neutraal gebufferd formaline (10%)Fisher Scientific245685gebruikt als een weefsel fixatief en om longweefsel op te blazen; gebruik met voorzichtigheid - gevaarlijk reagens
NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) muizenThe Jackson Laboratory005557onderhouden door OSUCCC Target Validatie Gedeeld Resource
Penicilline Streptomycine 100xThermoFisher15140163celkweek medium toevoeging
steriele gaasFisher ScientificNC9379092voor het aanbrengen van druk op de staart van de muis als er bloeding optreedt
spuit (5 mL)Fisher Scientific14-955-458gebruikt om muis longweefsel op te blazen
staart-vene fixatorBraintree Scientific, Inc.TV-150 STDgebruikt om de muis te fixeren voor staart-vene injecties
Trypan blauw (0,4%)ThermoFisher15250061gebruikt in celkweek om levensvatbaarheid te beoordelen
Trypsine-EDTA 0,25%ThermoFisher25200-114gebruikt in celkweek om tumorcellen los te maken van de plaat

Referenties

  1. Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews: Cancer. 2 (8), 563-572 (2002).
  2. Steeg, P. S. Targeting metastasis. Nature Reviews: Cancer. 16 (4), 201-218 (2016).
  3. Gupta, G. P., Massague, J. Cancer metastasis: building a framework. Cell. 127 (4), 679-695 (2006).
  4. Steeg, P. S. Tumor metastasis: mechanistic insights and clinical challenges. Nature Medicine. 12 (8), 895-904 (2006).
  5. Chaffer, C. L., Weinberg, R. A. A perspective on cancer cell metastasis. Science. 331 (6024), 1559-1564 (2011).
  6. Eckhardt, B. L., Francis, P. A., Parker, B. S., Anderson, R. L. Strategies for the discovery and development of therapies for metastatic breast cancer. Nature Reviews Drug Discovery. 11 (6), 479-497 (2012).
  7. Gomez-Cuadrado, L., Tracey, N., Ma, R., Qian, B., Brunton, V. G. Mouse models of metastasis: progress and prospects. Disease Models & Mechanisms. 10 (9), 1061-1074 (2017).
  8. Fantozzi, A., Christofori, G. Mouse models of breast cancer metastasis. Breast Cancer Research. 8 (4), 212(2006).
  9. Schoenenberger, C. A., et al. Targeted c-myc gene expression in mammary glands of transgenic mice induces mammary tumours with constitutive milk protein gene transcription. EMBO Journal. 7 (1), 169-175 (1988).
  10. Nusse, R., Varmus, H. E. Many tumors induced by the mouse mammary tumor virus contain a provirus integrated in the same region of the host genome. Cell. 31 (1), 99-109 (1982).
  11. Muller, W. J., Sinn, E., Pattengale, P. K., Wallace, R., Leder, P. Single-step induction of mammary adenocarcinoma in transgenic mice bearing the activated c-neu oncogene. Cell. 54 (1), 105-115 (1988).
  12. Lin, E. Y., et al. Progression to malignancy in the polyoma middle T oncoprotein mouse breast cancer model provides a reliable model for human diseases. American Journal of Pathology. 163 (5), 2113-2126 (2003).
  13. Green, J. E., et al. The C3(1)/SV40 T-antigen transgenic mouse model of mammary cancer: ductal epithelial cell targeting with multistage progression to carcinoma. Oncogene. 19 (1), 1020-1027 (2000).
  14. Iorns, E., et al. A new mouse model for the study of human breast cancer metastasis. PloS One. 7 (10), 47995(2012).
  15. Kim, I. S., Baek, S. H. Mouse models for breast cancer metastasis. Biochemical and Biophysical Research Communications. 394 (3), 443-447 (2010).
  16. Mariotto, A. B., Etzioni, R., Hurlbert, M., Penberthy, L., Mayer, M. Estimation of the Number of Women Living with Metastatic Breast Cancer in the United States. Cancer Epidemiology, Biomarkers and Prevention. 26 (6), 809-815 (2017).
  17. Xiao, W., et al. Risk factors and survival outcomes in patients with breast cancer and lung metastasis: a population-based study. Cancer Medicine. 7 (3), 922-930 (2018).
  18. Smid, M., et al. Subtypes of breast cancer show preferential site of relapse. Cancer Research. 68 (9), 3108-3114 (2008).
  19. Kennecke, H., et al. Metastatic behavior of breast cancer subtypes. Journal of Clinical Oncology. 28 (20), 3271-3277 (2010).
  20. Soni, A., et al. Breast cancer subtypes predispose the site of distant metastases. American Journal of Clinical Pathology. 143 (4), 471-478 (2015).
  21. Leone, B. A., et al. Prognostic impact of metastatic pattern in stage IV breast cancer at initial diagnosis. Breast Cancer Research and Treatment. 161 (3), 537-548 (2017).
  22. Pei, X. F., et al. Explant-cell culture of primary mammary tumors from MMTV-c-Myc transgenic mice. In Vitro Cellular and Developmental Biology: Animal. 40 (1-2), 14-21 (2004).
  23. Mathsyaraja, H., et al. CSF1-ETS2-induced microRNA in myeloid cells promote metastatic tumor growth. Oncogene. 34 (28), 3651-3661 (2015).
  24. Yang, S., Zhang, J. J., Huang, X. Y. Mouse models for tumor metastasis. Methods in Molecular Biology. 928, 221-228 (2012).
  25. La Perle, K. M. D. Comparative Pathologists: Ultimate Control Freaks Seeking Validation. Veterinary Pathology. 56 (1), 19-23 (2019).
  26. Blomberg, O. S., Spagnuolo, L., de Visser, K. E. Immune regulation of metastasis: mechanistic insights and therapeutic opportunities. Disease Models & Mechanisms. 11 (10), (2018).
  27. Gonzalez, H., Hagerling, C., Werb, Z. Roles of the immune system in cancer: from tumor initiation to metastatic progression. Genes and Development. 32 (19-20), 1267-1284 (2018).
  28. Borowsky, A. D., et al. Syngeneic mouse mammary carcinoma cell lines: two closely related cell lines with divergent metastatic behavior. Clinical and Experimental Metastasis. 22 (1), 47-59 (2005).
  29. Yang, Y., et al. Immunocompetent mouse allograft models for development of therapies to target breast cancer metastasis. Oncotarget. 8 (19), 30621-30643 (2017).
  30. Resch, M., Neels, T., Tichy, A., Palme, R., Rulicke, T. Impact assessment of tail-vein injection in mice using a modified anaesthesia induction chamber versus a common restrainer without anaesthesia. Laboratory Animals. 53 (2), 190-201 (2019).
  31. Rashid, O. M., et al. Is tail vein injection a relevant breast cancer lung metastasis model. Journal of Thoracic Disease. 5 (4), 385-392 (2013).
  32. Goodale, D., Phay, C., Postenka, C. O., Keeney, M., Allan, A. L. Characterization of tumor cell dissemination patterns in preclinical models of cancer metastasis using flow cytometry and laser scanning cytometry. Cytometry Part A. 75 (4), 344-355 (2009).
  33. Goddard, E. T., Fischer, J., Schedin, P. A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer. Journal of Visualized Experiments. (118), (2016).
  34. Wright, L. E., et al. Murine models of breast cancer bone metastasis. BoneKEy Reports. 5, 804(2016).
  35. Simmons, J. K., et al. Animal Models of Bone Metastasis. Veterinary Pathology. 52 (5), 827-841 (2015).
  36. Liu, Z., et al. Improving orthotopic mouse models of patient-derived breast cancer brain metastases by a modified intracarotid injection method. Scientific Reports. 9 (1), 622(2019).
  37. Kodack, D. P., Askoxylakis, V., Ferraro, G. B., Fukumura, D., Jain, R. K. Emerging strategies for treating brain metastases from breast cancer. Cancer Cell. 27 (2), 163-175 (2015).
  38. Brown, D. L. Practical Stereology Applications for the Pathologist. Veterinary Pathology. 54 (3), 358-368 (2017).
  39. Aeffner, F., et al. Digital Microscopy, Image Analysis, and Virtual Slide Repository. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 59 (1), 66-79 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Erratum


Formal Correction: Erratum: Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells
Posted by JoVE Editors on 12/02/2020. Citeable Link.

An erratum was issued for: Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells. The author list was updated.

The author list was updated from:

Katie A. Thies1, Sue E. Knoblaugh2, and Steven T. Sizemore1
1Department of Radiation Oncology, Arthur G. James Comprehensive Cancer Center and Richard L. Solove Research Institute, The Ohio State University Medical Center
2Department of Veterinary Biosciences, Comparative Pathology and Digital Imaging Shared Resource, The Ohio State University

to:

Katie A. Thies1, Sarah Steck1, Sue E. Knoblaugh2, and Steven T. Sizemore1
1Department of Radiation Oncology, Arthur G. James Comprehensive Cancer Center and Richard L. Solove Research Institute, The Ohio State University Medical Center
2Department of Veterinary Biosciences, Comparative Pathology and Digital Imaging Shared Resource, The Ohio State University

Trefwoorden

BeeldanalysesoftwareMetastatische tumorlastH E gekleurd weefselDigitale beeldanalyseSegmentatie van longweefselKwantificering van metastasenBioluminescentie imagingVeterinaire pathologie
Pathologische analyse van longmetastase na laterale staartaderinjectie van tumorcellen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.