Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Het meten van post-beroerte cerebraal oedeem, infarctzone en bloed-hersenbarrière-afbraak in een enkele set knaagdierhersenmonsters

7.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61309

⸱

23 oktober 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology and Critical Care, Soroka Medical Center, Ben-Gurion University of the Negev, 2Department of Anesthesiology, Yale University School of Medicine, 3Department of Neurosurgery, Soroka University Medical Center and the Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 4Department of Physiology, Faculty of Biology, Ecology and Medicine, Dnepropetrovsk State University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een nieuwe techniek om de drie belangrijkste parameters van ischemisch hersenletsel te meten op dezelfde set knaagdierhersenmonsters. Het gebruik van slechts één hersenmonster is zeer voordelig in termen van ethische en economische kosten.

Samenvatting

Een van de meest voorkomende oorzaken van morbiditeit en mortaliteit wereldwijd is ischemische beroerte. Historisch gezien omvat een diermodel dat wordt gebruikt om ischemische beroerte te stimuleren midden-cerebrale slagader occlusie (MCAO). Infarctzone, hersenoedeem en afbraak van de bloed-hersenbarrière (BBB) worden gemeten als parameters die de omvang van hersenletsel na MCAO weerspiegelen. Een belangrijke beperking van deze methode is dat deze metingen normaal gesproken worden verkregen in verschillende monsters van rattenhersenen, wat leidt tot ethische en financiële lasten vanwege het grote aantal ratten dat moet worden geëuthanaseerd voor een geschikte steekproefgrootte. Hier presenteren we een methode om hersenletsel na MCAO nauwkeurig te beoordelen door infarctzone, hersenoedeem en BBB-permeabiliteit in dezelfde set rattenhersenen te meten. Deze nieuwe techniek biedt een efficiëntere manier om de pathofysiologie van beroerte te evalueren.

Inleiding

Een van de meest voorkomende oorzaken van morbiditeit en mortaliteit wereldwijd is beroerte. Wereldwijd vertegenwoordigt ischemische beroerte 68% van alle beroertegevallen, terwijl in de Verenigde Staten ischemische beroerte 87% van de beroertegevallenvertegenwoordigt 1,2. Geschat wordt dat de economische last van beroerte in de Verenigde Staten2 en 45 miljard EUR in de Europese Unie3bedraagt . Diermodellen van beroerte zijn nodig om de pathofysiologie te bestuderen, nieuwe methoden voor evaluatie te ontwikkelen en nieuwe therapeutische opties voor te stellen4.

Ischemische beroerte treedt op met occlusie van een belangrijke hersenslagader, meestal de middelste hersenslagader of een van de takken5. Zo hebben modellen van ischemische beroerte van oudsher betrekking gehad op midden-cerebrale slagader occlusie (MCAO)6,7,8,9,10,11,12. In navolging van MCAO, neurologisch letsel wordt meestal beoordeeld door infarctzone (IZ) te meten met behulp van een 2,3,5-triphenyltetrazoliumchloride (TTC) kleuringsmethode13, hersenoedeem (BE) met behulp van of het berekenen van hemisferische volumes14,15,16, en bloed hersenbarrière (BBB) permeabiliteit door middel van een spectrometrie techniek met behulp van Evans blauwe kleuring17,18,19.

De traditionele MCAO-methode maakt gebruik van afzonderlijke sets hersenen voor elk van de drie hersenmetingen. Voor een grote steekproefgrootte resulteert dit in een aanzienlijk aantal geëuthanaseerde dieren, met extra ethische en financiële overwegingen. Een alternatieve methode om deze kosten te verlichten zou metingen van alle drie parameters in één set post-MCAO knaagdierhersenen omvatten.

Eerdere pogingen zijn gedaan om combinaties van parameters in hetzelfde hersenmonster te meten. Gelijktijdige immunofluorescente kleuringsmethoden20 evenals andere moleculaire en biochemische analyses21 zijn beschreven na TTC-kleuring in hetzelfde hersenmonster. We hebben eerder de volumes van de hersenhelft berekend om hersenoedeem te beoordelen en TTC-vlekken uitgevoerd om de infarctzone in dezelfde hersenset15te berekenen.

In dit protocol presenteren we een aangepaste MCAO-techniek die ischemisch hersenletsel meet door de permeabiliteit van IZ, BE en BBB in dezelfde set knaagdierhersenen te bepalen. IZ wordt gemeten door TTC-kleuring, BE wordt bepaald door het hemisferische volume te berekenen en BBB-permeabiliteit wordt verkregen door spectrometriemethoden19. In dit protocol gebruikten we een aangepast MCAO-model, gebaseerd op directe invoeging en fixatie van de monofilamentkatheter in de interne halsslagader (ICA) en verdere blokkering van de bloedtoevoer naar de middelste hersenslagader (MCA)22. Deze gewijzigde methode vertoont een verlaagd sterftecijfer en morbiditeit in vergelijking met de traditionele MCAO-methode16,22.

Deze nieuwe aanpak biedt een financieel verantwoord en ethisch model voor het meten van neurologisch letsel na MCAO. Deze beoordeling van de belangrijkste parameters van ischemisch hersenletsel zal helpen om de pathofysiologie uitgebreid te onderzoeken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De volgende procedures werden uitgevoerd overeenkomstig de aanbevelingen van de Verklaring van Helsinki en Tokio en de richtsnoeren voor het gebruik van proefdieren van de Europese Gemeenschap. De experimenten werden ook goedgekeurd door de Animal Care Committee van de Ben-Gurion University of the Negev.

1. Ratten voorbereiden op de experimentele procedure

  1. Selecteer volwassen mannelijke Sprague-Dawley ratten zonder openlijke pathologie, elk met een gewicht tussen 300 en 350 g.
  2. Houd alle ratten op kamertemperatuur op 22 °C, met 12 uur lichte en donkere cycli voor het experiment.
  3. Zorg ervoor dat voedsel en water ad libitum beschikbaar zijn.
  4. Voer alle procedures uit tussen 6:00 a.m. en 14:00 uur.m.

2. Ratten voorbereiden op een operatie

  1. Verdoof de ratten gedurende 30 minuten met isofluraan (4% voor inductie en 2% voor onderhoud) en 24% zuurstof (1,5 L/min).
    1. Test het anesthesieniveau bij de ratten door ervoor te zorgen dat ze geen pedaalontwenningsreflex hebben.
  2. Steek de 24-gauge katheter in de staartader.
    OPMERKING: Staartverwarming voor vasodilatatie wordt niet uitgevoerd.
    1. Leg de ratten in een liggende positie op tafel. Gebruik medische tape om alle vier de ledematen van de ratten aan te brengen.
  3. Plaats de sonde voor temperatuurmeting in het rectum van de rat vóór de operatie.
  4. Houd tijdens de procedure een verwarmingsplaat aan om een kernlichaamstemperatuur van 37 °C te ondersteunen.
  5. Voeg zalf toe in de ogen van de rat voor bescherming.
  6. Scheer het operatiegebied en desinfecteer met drie toepassingen van 10% povidonjodium gevolgd door 70% isopropylalcohol.

3. Rechterzijde midden hersenslagader occlusie

OPMERKING: MCAO wordt uitgevoerd met een gewijzigde techniek, zoals eerder beschreven16,22,23, met het gebruik van instrumenten beschreven door McGarry et al.24 en Uluç et al.25.

  1. Ontleed de huid en oppervlakkige fascia aan de ventrale middellijn van de nek met een chirurgisch pincet en een schaar met gebogen messen.
  2. Identificeer de spierdriehoek, bestaande uit de ICA, uitwendige halsslagader (ERK) en gemeenschappelijke halsslagader (CCA).
  3. Scheid voorzichtig de juiste CCA en ICA van de nervus vagus met microforceps voor vasculaire chirurgie.
  4. Ontmasker de juiste CCA en de ICA. Blokkeer de bloedstroom van de CCA naar de ICA met behulp van microclips of speciale tourniquets voor vasculaire chirurgie. Maak een incisie (ongeveer 1 mm) op de ICA met behulp van microscissors voor vasculaire chirurgie.
  5. Plaats een monofilamentkatheter (4-0 nylon) rechtstreeks door de ICA, ongeveer 18,5-19 mm van het bifurcatiepunt van de rechter CCA in de cirkel van Willis tot het bereiken van een milde weerstand, om de MCA26af te sluiten.
  6. Ligate rond ICA boven de splitsing van CCA.
  7. Voer voor de schijngestuurde controlegroep een invoeging van nylondraad uit in plaats van de stappen 3.5 en 3.616,22.
  8. Dien 5 ml 0,9% natriumchloride toe door intraperitoneale injectie.
  9. Sluit de wond met hechting en breng de rat naar een herstelgebied.
    OPMERKING: Een paar minuten na het einde van de anesthesie wordt de rat wakker en beweegt hij zich onafhankelijk rond de kooi.
  10. Na 23 uur na MCAO 2% Evans blauw injecteren in zoutoplossing (4 ml/kg)23,26 in de staartader voor beide geopereerde groepen via een canule27.
    OPMERKING: Dit wordt gebruikt als een bloed-hersendoorlatendheid tracer. Laat 60 minuten circuleren.

4. Bepaling van het infarctgebied

  1. Maatregel IZ om 24 uur na MCAO zoals eerder beschreven9,15,18,19,26.
    OPMERKING: Ratten die meer dan 20% van hun gewicht verloren of aanvallen of hemiplegie ontwikkelden, zijn uitgesloten van het experiment.
  2. Euthanaseer de rat door het geïnspireerde gasmengsel te vervangen door 20% zuurstof en 80% kooldioxide totdat de rat spontaan stopt met ademen.
  3. Open de borstkas met een zijincisie van 5-6 cm door de buikwand onder de ribbenkast met behulp van een schaar en chirurgische tang.
  4. Voer een diafragmatische incisie uit over de gehele lengte van de ribbenkast met een schaar en chirurgische tang.
  5. Voorzichtig verplaatsen van de longen, snijd door de ribbenkast tot aan het sleutelbeen aan de rechter- en linkerkant28.
  6. Perfuse met 200 ml normale zoutoplossing door de linkerventrikel van het hart.
  7. Prik of inciseer het rechter atrium van het hart met een schaar.
  8. Voer onthoofding uit met behulp van een guillotine en verzamel hersenweefsel.
  9. Snijd met behulp van een irisschaar van het foramen magnum naar de distale rand van het achterste schedeloppervlak aan beide zijden.
  10. Scheid de reukbollen, nerveuze verbindingen langs het ventrale oppervlak en het dorsale oppervlak van de schedel van de hersenen.
  11. Haal de hersenen uit het hoofd.
  12. Produceer 6 hersenschijfjes door 2 mm dikke horizontale secties te maken met een .009" roestvrij staal, ongecoat scheermesje met één rand.
  13. Incubeer gedurende 30 min bij 37 °C in 0,05% TTC.
  14. Plaats het hersenweefsel op de microscoopdia's en voer optische scans uit van deze 6 hersensegmenten met een resolutie van 1600x1600 dpi (zie bijvoorbeeld Supplement 1).
  15. Voeg een blauw filter toe met een foto-editor (bijv. Adobe Photoshop CS2) met behulp van de functie Kanaalmixer (Afbeelding > Aanpassingen > Kanaalmixer) en sla de afbeelding op als JPEG-bestandsindeling.
    OPMERKING: Nadat u het blauwe filter hebt aangebracht, wordt de afbeelding grijs weergegeven.
  16. Open de opgeslagen afbeelding in ImageJ 1.37v29,30.
    OPMERKING: Dit computerprogramma gebruikt een drempelfunctie om de pixels zwart of wit te isoleren en te berekenen (zie figuur 1).
  17. Voor elk van de 6 hersensegmenten van de afbeelding selecteert en slaat u elke hersenhelft (rechts gewond ipsilateraal en links ongedeerd contralateral) op als een afzonderlijk afbeeldingsbestand met behulp van het gereedschap "polygoonselectie" in het hoofdmenu.
  18. Stel de cut-off in voor het bepalen van de IZ met behulp van een automatische drempelfunctie in het hoofdmenu van de ImageJ-software door Afbeelding > Aanpassen > Drempelwaardete selecteren en het aantal pixels in elke hersenhelft van één hersenset te meten.
    OPMERKING: Macro's kunnen voor deze stap worden gebruikt in ImageJ-software (zie Supplement 2 voor de code). De cut-off is een kritieke parameter om te bepalen welke pixels naar wit moeten worden geconverteerd en welke naar zwart moeten worden geconverteerd, afhankelijk van de grijstint (zie Supplement 3 en Supplement 4 als voorbeelden). ImageJ vergelijkt vervolgens witte en zwarte pixels om IZ te bepalen. Op basis van het kleuringsprotocol en de scannerinstellingen gebruikten we een constante afkapwaarde van 0,220.
  19. Voer metingen uit van IZ-correctie voor weefselzwelling met behulp van de verhoudingen van ipsilaterale en contralaterale hersenhelften (RICH) methode13,23 (zie voorbeeld in supplement 5).
    figure-protocol-1
    OPMERKING: De grootte van het infarct wordt beoordeeld als een percentage van de contralaterale hemisfeer.

5. Bepaling van hersenoedeem31

OPMERKING: Gebruik ImageJ 1.37v voor het meten van BE32,33.

  1. Meet BE 24 uur na MCAO. Gebruik voor de berekening van BE de gegevens van het volume van de linker- en rechterhersenhelft (in eenheden).
  2. Voer optische scans uit met een resolutie van 1600x1600 dpi (zie bijvoorbeeld Supplement 1).
  3. Selecteer hersenhelften en stel de cut-off in voor het bepalen van BE met ImageJ 1.37v, zoals hierboven beschreven in de paragrafen 4.17-4.19.
  4. Druk het BE-gebied uit als een percentage van de standaardgebieden van de niet-aangetaste contralaterale hemisfeer, berekend door de RICH-methode met behulp van de volgende vergelijking (zie voorbeeld in supplement 5)23,34.
    figure-protocol-2
    OPMERKING: De omvang van BE wordt beoordeeld als een percentage van de contralaterale hemisfeer.

6. Bepaling BBB-storing

  1. Maatregel BBB-storing 24 uur na MCAO.
  2. Verdeel de rechter- en linkerhersenhelft in zes plakjes en doe ze allemaal in een microcentrifugebuis.
  3. Homogeniseer elk deel van het hersenweefsel in trichloorazijnzuur, gebaseerd op de berekening van 1 g hersenweefsel in 4 ml van 50% trichloorazijnzuur.
  4. Centrifugeren bij 10.000 x g gedurende 20 min.
  5. Verdun supernatant vloeistof 1:3 met 96% ethanol.
  6. Voer luminescentiespectrofotometrie uit met behulp van spectrofotometriesoftware, installeer de plaat en voer een monstermeting uit met behulp van de volgende parameters: fluorescentie-intensiteit excitatiegolflengte van 620 nm (bandbreedte 10 nm) en een emissiegolflengte van 680 nm (bandbreedte 10 nm)23,35 ; Mod bovenkant; Nummer Vlees 25; Handleiding 100; Schudden 1 sec, 1 mm.
    OPMERKING: Gebruik een excitatiegolflengte van 620 nm (bandbreedte 10 nm) en een emissiegolflengte van 680 nm (bandbreedte 10 nm). 23,35 jaar

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Infarctzonemeting

Een onafhankelijke t-test gaf aan dat 19 ratten die permanente MCAO ondergingen een significante toename van het infarctvolume van de hersenen vertoonden in vergelijking met de 16 schijnratten (MCAO = 7,49% ± 3,57 vs. Sham = 0,31% ± 1,9, t(28,49) = 7,56, p < 0,01 (zie figuur 2A)). De gegevens worden uitgedrukt als een gemiddeld percentage van de contralaterale hemisfeer ± SD.

...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het belangrijkste doel van dit protocol was om consistente metingen van drie belangrijke parameters van ischemische schade aan te tonen: IZ, BE en BBB permeabiliteit. Eerdere studies op dit gebied hebben de mogelijkheid aangetoond om een of twee van deze parameters samen in dezelfde steekproef uit te voeren. Naast de kostenreductie die deze driedelige methode biedt, biedt het ook een wenselijker bio-ettisch model dat het aantal dieren beperkt dat moet worden geopereerd en vervolgens geëuthanaseerd. Zoals in alle histolog...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

We danken Maryna Kuscheriava, Maksym Kryvonosov, Daryna Yakumenko en Evgenia Goncharyk van de afdeling Fysiologie, Faculteit Biologie, Ecologie en Geneeskunde, Oles Honchar, Dnipro University, Dnipro, Oekraïne voor hun steun en nuttige bijdragen aan onze discussies. De verkregen gegevens maken deel uit van het proefschrift van Ruslan Kuts.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2 mL SyringeBraun4606027V
2% chlorhexidine in 70% alcohol solutionSigma-Aldrich500 ccBiedt algemene antisepsis van de huid in het operatiegebied
27 G Naald met SyringeBraun305620
3-0 Zijde suturenHenry Schein1007842
4-0 Nylon suture4-00
Brain & Tissue MatricesSigma-Aldrich15013
Cannula Venflon 22 GKD-FIX183603985447
Centrifuge Sigma 2-16PSigma-AldrichSigma 2-16P
Compact Analytical BalancesSigma-AldrichHR-AZ/HR-A
Digital weegschaalSigma-AldrichRs 4,000
Dissectie schaarSigma-AldrichZ265969
Eppendorf pipetSigma-AldrichZ683884
Eppendorf buisSigma-AldrichEP0030119460
Fluorescentie detectorTecan, Männedorf ZwitserlandModel: Infinite 200 PRO multimode readerOptioneel.
Fluorescentie detectorMolecular Devices LLCVWR cat. # 10822 512 SpectraMax Paradigm Multi Mode Microplate Reader Base InstrumentOptioneel.
GaasjesFisher22-362-178
Verwarming met thermometerHeatingpad-1Model: HEATINGPAD-1/2
Hemostatic microclipsSigma-Aldrich
Horizon-XLMennen Medical Ltd
Infuus manchetABNIC-500
Micro forcepsSigma-Aldrich
Micro schaarSigma-Aldrich
MultisetTeva Medical998702
Olympus BX 40 microscoopOlympus
Operatie forcepsSigma-Aldrich
Operatie schaarSigma-Aldrich
Optische scannerCanonCano Scan 4200FResolutie 3200 x 6400 dpi
PetrischalenSigma-AldrichP5606
Purina ChowPurina5001Rodent laboratory chow gegeven aan ratten, muizen en hamsters is een levenscyclusvoeding die al meer dan 5 decennia wordt gebruikt in biomedisch onderzoek. Aan ratten ad libitum gegeven in dit experiment.
RattenkooienTechniplast2000PConventionele huisvesting voor knaagdieren. Kooien werden gebruikt voor het huisvesten van ratten gedurende het hele experiment
Scalpel blades #11Sigma-AldrichS2771
Software
Adobe Photoshop CS2 voor WindowsAdobe
ImageJ 1.37vNIHDe broncode is gratis beschikbaar. De auteur, Wayne Rasband (wayne@codon.nih.gov), werkt bij de Research Services Branch, National Institute of Mental Health, Bethesda, Maryland, USA
SPSS Statistics 22IBM
Office 365 ProPlusMicrosoft-Microsoft Office Excel
Windows 10Microsoft
Reagents
2,3,5-TrifenyltetrazolichlorideSigma-Aldrich298-96-4
50% trichloroazijnzuurSigma-Aldrich76-03-9
Ethanol 96 %RomicalOntvlambare vloeistof
Evans blue 2%Sigma-Aldrich314-13-6
Isoflurane, USP 100%Piramamal Critical Care, IncNDC 66794-017

Referenties

  1. Krishnamurthi, R. V., et al. Global and regional burden of first-ever ischaemic and haemorrhagic stroke during 1990-2010: findings from the Global Burden of Disease Study 2010. Lancet Global Health. 1, 259-281 (2013).
  2. Benjamin, E. J., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2017 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 135, 146(2017).
  3. Wilkins, E., et al. European cardiovascular disease statistics 2017. , (2017).
  4. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).
  5. Lloyd-Jones, D., et al. Heart disease and stroke statistics--2009 update: a report from the American Heart Association Statistics Committee and Stroke Statistics Subcommittee. Circulation. 119, 480-486 (2009).
  6. Shigeno, T., McCulloch, J., Graham, D. I., Mendelow, A. D., Teasdale, G. M. Pure cortical ischemia versus striatal ischemia. Circulatory, metabolic, and neuropathologic consequences. Surgical Neurology. 24, 47-51 (1985).
  7. Albanese, V., Tommasino, C., Spadaro, A., Tomasello, F. A transbasisphenoidal approach for selective occlusion of the middle cerebral artery in rats. Experientia. 36, 1302-1304 (1980).
  8. Hudgins, W. R., Garcia, J. H. Transorbital approach to the middle cerebral artery of the squirrel monkey: a technique for experimental cerebral infarction applicable to ultrastructural studies. Stroke. 1, 107-111 (1970).
  9. Waltz, A. G., Sundt, T. M., Owen, C. A. Effect of middle cerebral artery occlusion on cortical blood flow in animals. Neurology. 16, 1185-1190 (1966).
  10. Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 1. Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 1, 53-60 (1981).
  11. Aspey, B. S., Cohen, S., Patel, Y., Terruli, M., Harrison, M. J. Middle cerebral artery occlusion in the rat: consistent protocol for a model of stroke. Neuropathology and Applied Neurobiology. 24, 487-497 (1998).
  12. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20, 84-91 (1989).
  13. O'Brien, M. D., Jordan, M. M., Waltz, A. G. Ischemic cerebral edema and the blood-brain barrier. Distributions of pertechnetate, albumin, sodium, and antipyrine in brains of cats after occlusion of the middle cerebral artery. Archives of Neurology. 30, 461-465 (1974).
  14. Chen, C. H., Toung, T. J., Sapirstein, A., Bhardwaj, A. Effect of duration of osmotherapy on blood-brain barrier disruption and regional cerebral edema after experimental stroke. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 26, 951-958 (2006).
  15. Boyko, M., et al. Establishment of Novel Technical Methods for Evaluating Brain Edema and Lesion Volume in Stroked Rats: a Standardization of Measurement Procedures. Brain Research. , (2019).
  16. Boyko, M., et al. An experimental model of focal ischemia using an internal carotid artery approach. Journal of Neuroscience Methods. 193, 246-253 (2010).
  17. Sifat, A. E., Vaidya, B., Abbruscato, T. J. Blood-Brain Barrier Protection as a Therapeutic Strategy for Acute Ischemic Stroke. AAPS Journal. 19, 957-972 (2017).
  18. Jiang, X., et al. Blood-brain barrier dysfunction and recovery after ischemic stroke. Progress in Neurobiology. 163-164, 144-171 (2018).
  19. Belayev, L., Busto, R., Zhao, W., Ginsberg, M. D. Quantitative evaluation of blood-brain barrier permeability following middle cerebral artery occlusion in rats. Brain Research. 739, 88-96 (1996).
  20. Li, L., Yu, Q., Liang, W. Use of 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride-stained brain tissues for immunofluorescence analyses after focal cerebral ischemia in rats. Pathology - Research and Practice. 214, 174-179 (2018).
  21. Kramer, M., et al. TTC staining of damaged brain areas after MCA occlusion in the rat does not constrict quantitative gene and protein analyses. Journal of Neuroscience Methods. 187, 84-89 (2010).
  22. Kuts, R., et al. A middle cerebral artery occlusion technique for inducing post-stroke depression in rats. Journal of Visualized Experiments. , e58875(2019).
  23. Kuts, R., et al. A Novel Method for Assessing Cerebral Edema, Infarcted Zone and Blood-Brain Barrier Breakdown in a Single Post-stroke Rodent Brain. Frontiers in Neuroscience. 13, 1105(2019).
  24. McGarry, B. L., Jokivarsi, K. T., Knight, M. J., Grohn, O. H. J., Kauppinen, R. A. A Magnetic Resonance Imaging Protocol for Stroke Onset Time Estimation in Permanent Cerebral Ischemia. Journal of Visualized Experiments. , e55277(2017).
  25. Uluc, K., Miranpuri, A., Kujoth, G. C., Akture, E., Baskaya, M. K. Focal cerebral ischemia model by endovascular suture occlusion of the middle cerebral artery in the rat. Journal of Visualized Experiments. , e1978(2011).
  26. Boyko, M., et al. The effect of blood glutamate scavengers oxaloacetate and pyruvate on neurological outcome in a rat model of subarachnoid hemorrhage. Neurotherapeutics. 9, 649-657 (2012).
  27. Kuts, R., et al. A Middle Cerebral Artery Occlusion Technique for Inducing Post-stroke Depression in Rats. Journal of Visualized Experiments. , e58875(2019).
  28. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. , e3564(2012).
  29. Poinsatte, K., et al. Quantification of neurovascular protection following repetitive hypoxic preconditioning and transient middle cerebral artery occlusion in mice. Journal of Visualized Experiments. , e52675(2015).
  30. Rasband, W. S. ImageJ, U. S. National Institutes of Health. , Bethesda, Maryland, USA. Available from: https://imagej.nih.gov/ij (2018).
  31. Boyko, M., et al. Pyruvate's blood glutamate scavenging activity contributes to the spectrum of its neuroprotective mechanisms in a rat model of stroke. European Journal of Neuroscience. 34, 1432-1441 (2011).
  32. Collins, T. J. ImageJ for microscopy. Biotechniques. 43, 25-30 (2007).
  33. Rasband, W. S. ImageJ, U. S. National Institutes of Health. , Bethesda, Maryland, USA. Available from: https://imagej.nih.gov/ij (1997).
  34. Kaplan, B., et al. Temporal thresholds for neocortical infarction in rats subjected to reversible focal cerebral ischemia. Stroke. 22, 1032-1039 (1991).
  35. Kumai, Y., et al. Postischemic gene transfer of soluble Flt-1 protects against brain ischemia with marked attenuation of blood-brain barrier permeability. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 27, 1152-1160 (2007).
  36. Schuleri, K. H., et al. Characterization of peri-infarct zone heterogeneity by contrast-enhanced multidetector computed tomography: a comparison with magnetic resonance imaging. Journal of the American College of Cardiology. 53, 1699-1707 (2009).
  37. Singh, A., Kukreti, R., Saso, L., Kukreti, S. Oxidative Stress: A Key Modulator in Neurodegenerative Diseases. Molecules. 24, (2019).
  38. Di Napoli, M. Caplan's Stroke: A Clinical Approach. Journal of the American Medical Association. 302, 2600-2601 (2009).
  39. Deb, P., Sharma, S., Hassan, K. M. Pathophysiologic mechanisms of acute ischemic stroke: An overview with emphasis on therapeutic significance beyond thrombolysis. Pathophysiology. 17, 197-218 (2010).
  40. Simard, J. M., Kent, T. A., Chen, M., Tarasov, K. V., Gerzanich, V. Brain oedema in focal ischaemia: molecular pathophysiology and theoretical implications. Lancet Neurology. 6, 258-268 (2007).
  41. Klatzo, I. Pathophysiological aspects of brain edema. Acta Neuropathology. 72, 236-239 (1987).
  42. Yang, Y., Rosenberg, G. A. Blood-brain barrier breakdown in acute and chronic cerebrovascular disease. Stroke. 42, 3323-3328 (2011).
  43. Lin, T. N., He, Y. Y., Wu, G., Khan, M., Hsu, C. Y. Effect of brain edema on infarct volume in a focal cerebral ischemia model in rats. Stroke. 24, 117-121 (1993).
  44. Liu, C., et al. Increased blood-brain barrier permeability in contralateral hemisphere predicts worse outcome in acute ischemic stroke after reperfusion therapy. Journal of NeuroInterventional Surgery. 10, 937-941 (2018).
  45. Boyko, M., et al. Establishment of novel technical methods for evaluating brain edema and lesion volume in stroked rats: A standardization of measurement procedures. Brain Research. 1718, 12-21 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Occlusie van de middelste hersenslagadermeting van de infarctzoneanalyse van hersenoedeemTTC-kleuringImageJ-analysehomogenisatie met trichloorazijnzuurluminescentiespectrofotometrieischemisch berotemodel
Het meten van post-beroerte cerebraal oedeem, infarctzone en bloed-hersenbarrière-afbraak in een enkele set knaagdierhersenmonsters
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.