Methodenartikel

Gebruik van een geïntegreerd low-flow verdovende middelen, ventilator en fysiologisch bewakingssysteem voor knaagdieren

6.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61311

⸱

9 juli 2020

 ,  ,  ,  , 
1Pre-Clinical Research and Development, Kent Scientific Corporation, 2Weldon School of Biomedical Engineering, Purdue University, 3Marketing Research and Development, Kent Scientific Corporation

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol om veilig en effectief verdovingsgas toe te dienen aan muizen met behulp van een digitaal anesthesiesysteem met lage stroom met geïntegreerde beademings- en fysiologische monitoringmodules.

Samenvatting

Low-flow digitale vaporizers gebruiken vaak een spuitpomp om vluchtige verdovingsmiddelen rechtstreeks toe te dienen in een stroom draaggas. Volgens aanbevelingen voor dierenwelzijn worden dieren opgewarmd en gecontroleerd tijdens procedures die anesthesie vereisen. Gemeenschappelijke anesthesie- en fysiologische bewakingsapparatuur zijn gastanks, verdovende verdampers en standaards, verwarmingsregelaars en pads, mechanische ventilatoren en pulsoximeters. Een computer is ook nodig voor het verzamelen van gegevens en het uitvoeren van apparatuursoftware. In kleinere ruimtes of bij het uitvoeren van veldwerk kan het een uitdaging zijn om al deze apparatuur in beperkte ruimte te configureren.

Het doel van dit protocol is om best practices te demonstreren voor het gebruik van een low-flow digitale vaporizer met behulp van zowel perszuurstof als kamerlucht, samen met een geïntegreerde mechanische ventilator, pulsoximeter en ver infraroodverwarming als een all-inclusive anesthesie- en fysiologische bewakingssuite die ideaal is voor knaagdieren.

Inleiding

Voor onderzoek met diermodellen is vaak gespecialiseerde apparatuur voor het verzamelen van gegevens nodig. Er zijn twee veel voorkomende soorten verdovende middelen die vaak worden gebruikt voor kleine dierenchirurgie. Traditionele verdovende middelen vertrouwen op de passieve verdamping van vluchtige anesthetica op basis van atmosferische druk en gasstroom1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Ze zijn ontworpen om te werken met debieten van 0,5 L / min tot 10 L / min, waardoor ze ideaal zijn voor grote diermodellen11.

We hebben onlangs de effecten van een low-flow digitale vaporizer gedemonstreerd in vergelijking met een traditionele vaporizer12,13. Het low-flow digitale anesthesiesysteem kan worden gebruikt om een dier op een neuskegel te houden met een zeer laag debiet van 1,5-2,2 keer het minuutvolume van het dier14,15,16.

Er zijn tal van voordelen aan het gebruik van een digitaal anesthesiesysteem. Het bevat een ingebouwde pomp, die omgevingslucht aanzuigt om als draaggas te gebruiken. Hierdoor kan de gebruiker anesthesie toedienen zonder het gebruik van gecomprimeerd gas. Recente studies17,18 hebben gesuggereerd dat het gebruik van lucht in plaats van zuurstof als draaggas gunstig kan zijn voor veel procedures.

Fysiologische bewakings- en opwarmingsmogelijkheden kunnen ook worden geïnstalleerd in het digitale low-flow anesthesiesysteem. In de meeste instellingen zijn dieropwarming en fysiologische monitoring vereist door institutional animal care and use committees19,20,21,22. Studies waarin de fysiologische effecten van verdovingsmiddelen worden vergeleken, hebben een drastische depressie van de lichaamstemperatuur, de hartfunctie en de ademhalingsfunctie aangetoond23,24,25. Het is vaak nodig om het dier op een verwarmingskussen te plaatsen om een normale lichaamstemperatuur te controleren en te behouden. Er zijn veel methoden voor het verwarmen van dieren beschikbaar, zoals warmwaterverwarmers, elektrische verwarmingskussens en warmtelampen, maar elk van deze heeft aanzienlijke nadelen. In studies die verschillende methoden van dierlijke opwarming vergelijken, is gebleken dat verre infraroodverwarming de meest gunstigeis 26. De digitale vaporizer bevat ingebouwde homeothermische ver infraroodverwarming om een specifieke lichaamstemperatuur van dieren te behouden. Dit elimineert de behoefte aan extra verwarmingskussencontrollers.

Naast het monitoren van de lichaamstemperatuur, is pulsoximetrie een populaire methode om de hartslag en zuurstofverzadiging van het dier te controleren. Deze niet-invasieve methode is eenvoudig, nauwkeurig en biedt een algemene beoordeling van het vermogen van het dier om het zuurstofgehalte in het bloed te reguleren. Een pootsensor voor pulsoximetrie kan worden aangesloten op het anesthesiesysteem, zoals we eerder hebben aangetoond2.

Mechanische ventilatie is vaak nodig wanneer het dier onder langere periodes van anesthesie is, of wanneer het ademhalingspatroon van het dier moet worden gecontroleerd. De low-flow digitale vaporizer heeft de mogelijkheid om gecontroleerde ademhalingen te leveren in druk- of volumeregeling. Een geïntegreerde ventilator elimineert de noodzaak van een externe ventilator en overtollige vereisten voor het instellen van slangen.

Omdat al deze gangbare monitoren en functies worden gecombineerd tot één apparaat, is de buizenopstelling aanzienlijk vereenvoudigd. Het doel van dit protocol is om de installatie en het gebruik van een alles-in-één digitaal anesthesiesysteem aan te tonen.

Protocol

Alle dierstudies zijn goedgekeurd door de Purdue Animal Care and Use Committee.

1. Opstelling van de low-flow vaporizer

  1. Isofluraan of sevofluraan levering
    1. Selecteer een gasbron van de vervoerder. Om de interne luchtpomp te gebruiken, verwijdert u de rode dop van de inlaatpoort aan de achterkant van het systeem, zodat het systeem lucht in de ruimte kan inlaten. Als u gecomprimeerd gas wilt gebruiken, gebruikt u een drukregelaar of drukregelaar die is ingesteld op 15 PSI en sluit u deze aan op de gecomprimeerde gaspoort aan de achterkant van het systeem.
    2. Sluit de houtskoolbus aan op de uitlaatpoort.
    3. Sluit de accessoireconnector aan op de inspiratoire en expiratiepoorten aan de voorkant van het systeem. Sluit de inductiekamer aan op takken met blauwe clips en de neuskegel op takken met witte clips (figuur 1).
  2. Voor mechanische ventilatie
    1. Sluit de intubatieconnectorslang aan op de geelgecodeerde clips (afbeelding 2).
    2. Kalibreer de ventilator door een doderuimtekalibratie uit te voeren. Tik in het scherm Vent Runop Setupen vervolgens op Calib & Tests. Selecteer Deadspace Kalibratie en druk op Dial B.
  3. Voor pulsoximetrie
    1. Sluit de sensor aan op de poort aan de achterkant van het systeem, met het label MouseSTAT.
  4. Voor opwarming
    1. Sluit het verwarmingskussen aan op de 'Pad Power'-poort aan de voorkant van het systeem.
    2. Sluit de ene sensor aan op de poort 'Body Sensor' en de andere op de 'Pad Sensor'-poort. Bevestig de padsensor aan het verwarmingskussen.

2. Configureer de instellingen

  1. Voor anesthesie
    1. Zet het anesthesiesysteem aan. Tik in het scherm Anest Runop Instellen.
    2. Kies het verdovingsmiddel. Tik op Type Anesten draai vervolgens Dial B om Isoflurane of Sevofluranete selecteren.
    3. Stel de grootte van de spuit in. Tik op Spuitgrootteen draai vervolgens Kies B om een maat te selecteren.
    4. Tik op Terug om terug te keren naar het scherm Anest Run.
    5. Vul de spuit met behulp van de flestopadapter met verdoving.
    6. Sluit de spuit aan op het anesthesiesysteem. Tik op Verwijderen om het duwblok indien nodig naar achteren te verplaatsen.
    7. Primeer de spuit. Houd aan Prime om het duwblok naar voren te verplaatsen totdat het duwblok de bovenkant van de zuiger van de spuit raakt. Als u B draait terwijl u de Prime-knop ingedrukt houdt, wordt de snelheid van het pusherblok geregeld.
  2. Voor mechanische ventilatie
    1. Tik op het tabblad Vent Run Screen en vervolgens op Instellen.
    2. Raak lichaamsgewicht aan en voer het gewicht van het dier in.
    3. Raak prioriteit aan om volume- of drukgestuurde ventilatie te kiezen. Met de instelling Lichaamsgewicht worden automatisch de juiste ademhalingsfrequentie en getijdenvolumes ingesteld.
  3. Voor pulsoximetrie
    1. Tik op het tabblad Oxi Run Screen en vervolgens op Instellen.
    2. Raak HR aan en draai Dial B om de minimaal toegestane hartslagmeting in te stellen. Voorinstellingen zijn beschikbaar.
  4. Voor opwarming
    1. Tik inhet scherm Warm uitvoeren op Setup. Kies een opwarmingsmethode en doeltemperatuurinstelling.

3. Begin met de anesthesie

  1. Verdoof de muis
    1. Tik vanuit het scherm Anest Runop Inductie starten om de luchtstroom te starten. Het standaard inductiedebiet is 500 ml/min. Draaischijf A past het debiet naar behoefte aan.
    2. Plaats de muis in de inductiekamer en sluit het deksel goed. Stel de anesthetische agentconcentratieknop in op 3% voor isofluraan.
    3. Controleer totdat de muis het gewenste verdovingsvlak heeft bereikt, bepaald door een afname van de ademhalingssnelheid en een verlies van de rechterreflex wanneer de kamer wordt getipt. Pas indien nodig de anesthetische agentconcentratieknop aan.
    4. Zodra het dier de juiste reflex heeft verloren en voldoende verdoofd is, raak je Stop Induction aan.
    5. Raak indien gewenst de spoelkamer aan om de kamer van het resterende verdovingsgas te legen.
    6. Open de klemmen die naar de neuskegel leiden en sluit de klemmen die naar de kamer leiden.
    7. Tik op Start Nose Cone. De instelling Lichaamsgewicht bepaalt het debiet van de neuskegel, hoewel deze handmatig kan worden aangepast door aan wijzerplaat A te draaien.
    8. Plaats onmiddellijk de neuskegel en centreer het dier op het infraroodopwarmingskussen.
    9. Plaats de dierensensor als rectale sonde.

4. Begin met mechanische ventilatie

  1. Intubeer het dier.
    1. Breng het dier over naar de intubatiefase terwijl het dier verdoofd blijft.
    2. Hang het dier aan zijn bovenste snijtanden met behulp van een draad die op de verticale intubatiefase is bevestigd (figuur 3).
    3. Verplaats de tong van het dier voorzichtig naar de zijkant en visualiseer de luchtpijp met behulp van de lampjes in de intubatiekit.
    4. Plaats zorgvuldig de buis en controleer de juiste plaatsing door een kleine luchtblaas op de buis aan te sluiten en te controleren of de longen opblazen.
  2. Sluit de endotracheale buis aan op de ventilatieslang.
  3. Tik op Stop Nose Coneen raak startventilator aan.
    OPMERKING: De instelling Lichaamsgewicht bepaalt automatisch de juiste ademhalingssnelheid en getijdenvolumes. Om drukgestuurde ventilatie uit te voeren, stelt u de doelinspiratoire druk in tussen 15-18 cm H2O. Breng indien nodig aanpassingen aan de beademingsinstellingen volgens chirurgische protocollen.

5. Begin met fysiologische monitoring

  1. Plaats de sensor over de achterpoot van het dier (afbeelding 4). De Pulse Oximeter begint automatisch met het uitlezen van HR en SpO2. Raak het tabblad Oxi Run Screen aan om pulsoximetriegegevens weer te geven.

Resultaten

Tien weken oude, mannelijke, wilde type C57Bl6j muizen met een gewicht van 25,41 ± 0,8 g werden gebruikt voor deze studie. De muizen werden verdoofd en onderhouden op een neuskegel of geïntubeerd en onderhouden op een geïntegreerde mechanische ventilator met 1,5-2,5% isofluraan terwijl de hartslag en zuurstofverzadiging werden gecontroleerd. De dieren waren gegroepeerd in micro-isolatiekoppen en boden gratis toegang tot standaard knaagdier chow en water per fles.

Hartslag en SpO2 werden tijdens het onderhoud gecontroleerd via pulsoximetrie(figuur 5, figuur 6en figuur 7).). De lichaamstemperatuur werd gehandhaafd op 36,5-37,5 °C via een infrarood verwarmingskussen en warmtelamp. Geventileerde dieren kregen continue levering van isofluraan tijdens de intubatieprocedure via intubatiestandaard met geïntegreerde neuskegel. Elke muis werd gedurende 15 minuten met succes geventileerd of op een neuskegel gehouden bij lage debieten van niet meer dan 141 ml/min kamerlucht (RA) of zuurstof (O2). De hartslag van de dieren en de verzadiging van de zuurstof in het bloed bleven stabiel met weinig significante veranderingen in beide metingen voor alle groepen. SpO2 bleef tussen 82-99% voor alle groepen, terwijl de lichaamstemperatuur tussen 36.5-37.5 °C werd gehandhaafd. We merkten op dat zowel de positie van de pulsoximeter als de lichaamstemperatuur de SpO2-metingen beïnvloedde. Als we een ongeldige meting van de pulsoximeter hebben waargenomen, hebben we de plaatsing van de sensor en het verwarmingsniveau aangepast om de kernlichaamstemperatuur stabiel te houden.

Een tweerichtings-ANOVA met een Bonferroni-correctie werd uitgevoerd om de betekenis van gegevens in figuur 5, figuur 6 en figuur 7te bepalen . Een p-waardevan minder dan 0,05 werd als significant beschouwd.

figure-results-1
Figuur 1: Schema van de buisopstelling voor verdovingsinductie en onderhoud van neuskegels. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Diagram van buizenopstelling voor verdovingsinductie, intubatie en ventilatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Muizen kregen continue levering van isofluraan tijdens de intubatieprocedure via een intubatiestandaard met een geïntegreerde neuskegel. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: Geïntegreerde pulsoximetersensorplaatsing over de achterpoot. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-5
Figuur 5: Gemiddelde hartslag gedurende 15 minuten ± SD met ruimtelucht (RA) of 100% zuurstof (O2) geleverd door neuskegel of geventileerd door luchtpijp (n=5/groep). Er werd geen significant verschil waargenomen tussen groepen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-6
Figuur 6: Hartslagwaarden (bpm) geregistreerd na initiële verdovingsinductie met het low flow anesthesiesysteem. Gemiddelde hartslagwaarden berekend op basis van 30 seconden tijdsintervallen over een periode van 15 minuten. Elk gegevenspunt vertegenwoordigt gemiddelde ± SD van alle dieren in elke groep (n=5). Gedurende de periode van 15 minuten werden in geen enkele groep significante veranderingen in de hartslag waargenomen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-7
Figuur 7: De zuurstofverzadigingsniveaus van het weefsel (%) na initiële verdovingsinductie met het low flow anesthesiesysteem. Gemiddelde SpO2-waarden berekend op basis van tijdsintervallen van 30 seconden over een periode van 15 minuten. Elk gegevenspunt vertegenwoordigt gemiddelde ± SD van alle dieren in elke groep (n=5). Gedurende de periode van 15 minuten in een groep werden geen significante veranderingen in SpO2 waargenomen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

Dit digitale low-flow anesthesiesysteem integreert anesthesie-, ventilatie-, opwarmings- en fysiologische bewakingssystemen in één apparaat. Bovendien bevat het systeem een interne pomp, waardoor het omgevingslucht kan opnemen voor gebruik als draaggas, waardoor er geen bron van gecomprimeerd gas nodig is.

In deze procedure wordt het systeem gebruikt als een enkel apparaat om een verdovende verdamper, mechanische ventilator, pulsoximeter en verwarmingskussen te vervangen. We demonstreerden eerder verdovingsafgifte bij een debiet van 100 ml / min2. De debietinstellingen zijn van cruciaal belang voor deze verdovende afgiftetechniek, omdat het debiet direct het volume van de gebruikte vloeibare verdoving regelt. We hebben eerder ook aangetoond hoe het gebruik van lage debieten verdovende vloeistof1,2bespaart. Wanneer een traditionele vaporizer is aangesloten op een mechanische ventilator, moet de vaporizer continu draaien terwijl de ventilator monsters uit de gasstroom inlaat. In het geval van de digitale vaporizer met geïntegreerde ventilator wordt alleen het gas dat nodig is voor ventilatie door de ventilator uitgevoerd. Dit vermindert de kosten in verband met verdovende vloeistof, dragergassen en koolstoffilters.

Hoewel er veel voordelen zijn aan het gebruik van een low-flow digitale vaporizer, zijn er ook beperkingen. Dit systeem is ontworpen om te werken met lage debieten, ideaal voor knaagdieren en andere kleine zoogdieren, maar levert geen anesthesie boven de stroomsnelheden van 1000 ml / min. Dit specifieke systeem is daarom alleen geschikt voor kleine diersoorten. De geïntegreerde pulsoximeter bevat een sensor alleen voor pootgebruik. De sensor wordt niet aanbevolen voor gebruik op de staart, wat een beperking kan zijn voor bepaalde chirurgische ingrepen. Bovendien, terwijl de ademhalingssnelheid via dit systeem via de pootsensor kan worden gecontroleerd, kan het moeilijk zijn om gedurende een langere periode consistente ademhalingsopnamen te verkrijgen. Tot slot heeft dit digitale systeem, in tegenstelling tot een traditionele vaporizer, elektriciteit nodig. Batterijen zijn beschikbaar voor gebruik in gevallen waarin elektrische stroom niet beschikbaar is of in het geval van een stroomstoring, en kunnen het systeem enkele uren van stroom voorzien.

Deze opstelling en dit protocol tonen een veilig en effectief gebruik van een digitaal anesthesiesysteem met lage stroom met geïntegreerde ventilator- en fysiologische bewakingsmodules. Deze opstelling is handig voor laboratoria met beperkte bankruimtes, of waar het niet haalbaar is om meerdere apparaten en buizen in de buurt van een chirurgisch veld te huisvesten. Er zijn tal van voordelen aan een alles-in-één systeem, waaronder de eliminatie van gecomprimeerde gastanks en afzonderlijke fysiologische bewakingsapparatuur. Over het algemeen kan dit geïntegreerde systeem worden overwogen door groepen waar het gebruik van een traditionele vaporizer niet ideaal is.

Openbaarmakingen

Dit project werd ondersteund met apparatuur en financiering door Kent Scientific Corporation. De auteurs Krista Bigiarelli en Dave FitzMiller zijn werknemers van Kent Scientific Corporation die apparatuur produceert die in dit artikel wordt gebruikt. Open access publicatie van dit artikel wordt gesponsord door Kent Scientific Corporation.

Dankbetuigingen

De auteurs hebben geen erkenningen.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
IntubatiesetKent Scientific CorporationETM-MSEBevat intubatiefase, intubatiebuis, LED-licht
Isofluraannelvloeistof 99,9%Henry Schein, Inc.1182097Glazen fles 250mL
MouseSTAT PulsoximeterKent Scientific CorporationSS-03Geïntegreerd in SomnoSuite
ZuurstoftankIndiana Oxygen Company23-160246Medische kwaliteit O2 99%
RoVent Automatische VentilatorKent Scientific CorporationSS-04Geïntegreerd in SomnoSuite
SomnoSuite Laagdebiet Digitaal AnesthesiesysteemKent Scientific CorporationSS-01Bevat RightTemp Homeothermische Opwarmingscontrole, pad en temperatuursensoren
SomnoSuite Muis StartsetKent Scientific CorporationSOMNO-MSEKITBevat neuskoker, spuiten, inductiekamer en koolstoffilter

Referenties

  1. El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
  2. Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
  3. Lowe, H. J., Cupic, M. Dose-regulated automated anesthesia (Abstract). British Journal of Clinical Pharmacologyl. 12 (2), 281-282 (1971).
  4. Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. Uptake of desflurane during anaesthesia. Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).
  5. Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).
  6. Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
  7. Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
  8. Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).
  9. Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).
  10. Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
  11. Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).
  12. Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).
  13. Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. (115), e54436(2016).
  14. Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
  15. Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).
  16. Chakravarti, S., Basu, S. Modern Anaesthesia Vapourisers. Indian Journal of Anaesthesia. 57 (5), 464-471 (2013).
  17. Mullin, L., et al. Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats. Contrast Media & Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).
  18. Flores, J. E., et al. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192(2008).
  19. Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
  20. Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).
  21. McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
  22. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
  23. Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).
  24. Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn. , The National Academic Press. Washington DC. (2011).
  25. Zarndt, B. S., et al. Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).
  26. Wolforth, J., Dyson, M. C. Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas. Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Low flow verdamperge ntegreerde ventilatorpulsoximeterverwarmen met ver infraroodtoediening van anesthesiemechanische ventilatieanesthesie voor knaagdierenvermindering van gasafvalopstelling voor beperkte ruimte

Gerelateerde artikelen