Methodenartikel

Een preklinisch gecontroleerd corticaal impactmodel voor traumatische bloedingen, kneuzingen en neuro-inflammatie

DOI:

10.3791/61393

⸱

10 juni 2020

 ,  , 
1Department of Neurosurgery, Cheng Hsin General Hospital, 2Graduate Institute of Physiology, College of Medicine, National Taiwan University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Intraparenchymale bloeding en neuro-inflammatie vergezeld van hersenkneuzing kunnen ernstig secundair hersenletsel veroorzaken. Dit protocol beschrijft een muisgecontroleerd corticaal impactmodel (CCI), waarmee onderzoekers bloedingen, kneuzingen en posttraumatische immuunresponsen kunnen bestuderen en mogelijke therapieën kunnen onderzoeken.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hersenkneuzing is een ernstig medisch probleem dat jaarlijks miljoenen mensen wereldwijd treft. Er is een dringende behoefte om het pathofysiologische mechanisme te begrijpen en een effectieve therapeutische strategie te ontwikkelen voor deze verwoestende neurologische aandoening. Intraparenchymale bloeding en posttraumatische ontstekingsreactie veroorzaakt door initiële fysieke impact kunnen de activering van microglia/macrofagen en neuro-inflammatie verergeren, die vervolgens de hersenpathologie verergeren. We bieden hier een protocol voor gecontroleerde corticale impact (CCI) dat experimentele corticale kneuzingen bij muizen kan reproduceren door een pneumatisch impactorsysteem te gebruiken om mechanische kracht met controleerbare grootte en snelheid op het durale oppervlak af te geven. Dit preklinische model stelt onderzoekers in staat om matig ernstige focale hersenkneuzing bij muizen te induceren en een breed scala aan posttraumatische pathologische progressies te onderzoeken, waaronder bloedingskneuzing, microglia/macrofaagactivering, ijzertoxiciteit, axonaal letsel, evenals neurologische gedragsstoornissen op korte en lange termijn. Het huidige protocol kan nuttig zijn voor het onderzoeken van de langetermijneffecten van en mogelijke interventies voor hersenkneuzingen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cerebrale kneuzing is een vorm van traumatisch hersenletsel die hoog scoort onder de dodelijkste gezondheidsproblemen in de moderne samenleving1. Het wordt voornamelijk veroorzaakt door toevallige gebeurtenissen zoals een verkeersongeval dat resulteert in externe krachten die mechanische energie op het hoofd uitoefenen. Traumatisch hersenletsel treft ongeveer 3,5 miljoen mensen en is verantwoordelijk voor 30% van alle acute letselgerelateerde sterfgevallen in de VS elk jaar2. Patiënten die een hersenkneuzing overleven, hebben vaak last van gevolgen op de lange termijn, waaronder focale motorische zwakte, sensorische disfunctie en psychische aandoeningen1.

De primaire verwonding van de hersenkneuzing wordt veroorzaakt door mechanische factoren, waaronder rek- en scheurkrachten, wat leidt tot onmiddellijke vervorming van de parenchymale structuur en focale celdoodvan het CZS 3. Bloeding kneuzing is een algemene term voor hersenbloedingen als gevolg van vasculaire scheur op de plaats van hoofdtrauma4. In het bijzonder treedt intraparenchymale bloeding op onmiddellijk na een hersenkneuzing die leidt tot vertraagde hematoomvorming. In het hematoom kunnen hemoglobine en vrij ijzer dat vrijkomt uit de gelyseerde rode bloedcellen verder bloedgerelateerde toxiciteit veroorzaken 5,6 die hernia, hersenoedeem en intracraniële drukverhoging veroorzaakt 5,6. De samenwerkingsfuncties van neuronen (axonen), glia, bloedvaten en ondersteunend weefsel worden ook aangetast door het massa-effect van hematoom7. Bovendien houden aanhoudende en diffuse neuro-inflammatie met progressieve neurodegeneratie maanden aan en veroorzaken ze secundaire schade in de hersenen8.

Microglia-activering is een van de vele belangrijke pathologische kenmerken van hersenkneuzing 9,10. Na het detecteren van de schade-geassocieerde moleculaire patronen (DAMP's) en gelekt bloed in het beschadigde weefsel, veroorzaken geactiveerde microglia neuro-inflammatie die secundaire hersenbeschadiging bevordert11. Bovendien bevordert chemo-lokstof die vrijkomt uit microglia de infiltratie van perifere immuuncellen in het traumatische gebied, wat resulteert in de productie van reactieve zuurstofsoorten en pro-inflammatoire cytokines. Dit creëert een zichzelf in stand houdende pro-inflammatoire omgeving die progressief hersenletsel veroorzaakt 9,12. Ondertussen kunnen microglia met een alternatief geactiveerd fenotype bijdragen aan homeostatisch herstel van weefsel en hersenherstel door puin van het beschadigde weefsel op te ruimen13. Het is aangetoond dat preventie van secundaire neuro-inflammatie door het verminderen van schadelijke microgliale immuunresponsen bijzonder nuttig is voor het bevorderen van hersenherstel van hersenkneuzing 3,9,10,12.

Er zijn verschillende preklinische modellen ontwikkeld voor het bestuderen van traumatisch hersenletsel, waaronder het weight-drop-model, lateral fluid percussion injury en blast wave-model14,15. Deze modellen hebben echter elk hun zwakke punten, waaronder een hoog sterftecijfer tijdens de procedure, een lage reproduceerbaarheid van histologische resultaten en een grote variabiliteit van toegebracht letsel tussen laboratoria16,17. Ter vergelijking: het model met gecontroleerde corticale impact (CCI) is geschikter voor het bestuderen van focale hersenkneuzingen vanwege de nauwkeurige controle en hoge reproduceerbaarheid 14,15,18,19.

Bovendien kan, door het manipuleren van de biomechanische vervormingsparameters zoals snelheid en diepte van de impact, de ernst van de geïnduceerde schade worden gecontroleerd om een breed scala aan letselgroottes te produceren, waardoor onderzoekers verschillende niveaus van stoornissen kunnen nabootsen die vaak worden gezien bij patiënten17. Het preklinische model van CCI werd voor het eerst ontwikkeld in 189620. Sindsdien is CCI het breedst toepasbare model dat moet worden aangepast voor gebruik bij primaten21, varkens22, schapen23, ratten24 en muizen25. Samen maken deze kenmerken CCI tot een van de meest geschikte experimentele modellen voor hersenkneuzingen26.

Ons laboratorium maakt gebruik van een in de handel verkrijgbaar pneumatisch CCI-impactsysteem en geteste biomechanische vervormingsparameters om matig ernstige focale hersenkneuzingen te produceren die de primaire sensorische en motorische corticale gebieden territorialiseert zonder de hippocampus te beschadigen27,28. Wij en anderen hebben aangetoond dat deze CCI-procedure kan worden gebruikt om klinische kenmerken van menselijke hersenkneuzingen te bestuderen, waaronder verlies van hersenweefsel, neuronaal letsel, intraparenchymale bloeding, neuro-inflammatie en sensomotorische deficiëntie 24,25,27,28,29,30 . Hier beschrijven we een standaardprotocol om CCI bij muizen uit te voeren, waarmee men vragen kan stellen over CCI-geïnduceerd myelineverlies, ijzerafzetting, CZS-ontsteking, hemorragische toxiciteit en de reacties van microglia/macrofagen in de nasleep van focale hersenkneuzing.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle procedures die in dit protocol worden beschreven, zijn uitgevoerd onder goedkeuring van het Institutional Animal Care and Use Committee van het Cheng Hsin General Hospital en het National Taiwan University College of Medicine. In dit protocol werden acht- tot tien weken oude mannelijke C57BL/6 wildtype muizen gebruikt.

1. Anesthesie inductie

  1. Verdoof de muis met ~4% isofluraan gemengd met kamerlucht van ~0,2 l/min in een inductiekamer die is aangesloten op de isofluraanverdamper.
  2. Zorg ervoor dat het ademhalingspatroon soepel is. Controleer de diepte van de anesthesie door een gebrek aan teenknijpreflex bij het dier te bevestigen.

2. Pre-operatieve voorbereiding

  1. Scheer het hoofd van de muis met een elektrische tondeuse in caudale tot rostrale richting. Knip de snorharen van de muis niet bij.
    OPMERKING: Verlies van snorharen kan de nauwkeurigheid van de daaropvolgende gedragstestresultaten beïnvloeden.
  2. Plaats de muis op het stereotactische frame. Steek de oorbeugels voorzichtig in de gehoorgangen. Zorg ervoor dat het hoofd van de muis gelijkmatig wordt gestabiliseerd door beide oorstangen.
  3. Breng de neuskegel binnen en houd de anesthesie op 1% - 2% isofluraan voor de duur van de operatie.
  4. Breng oogzalf aan op beide ogen om uitdroging tijdens de operatie te voorkomen. Houd het dier op een verwarmingskussen om een lichaamstemperatuur van 37 °C te behouden.
  5. Desinfecteer het geschoren hoofd met betadine gevolgd door 70% alcohol met steriele wattenstaafjes. Herhaal drie keer.

3. CCI-operatie

  1. Dien 100 μL Bupivacaïne (0,25%) subcutaan toe met behulp van een insulinenaald van 31 G voorafgaand aan de incisie. Masseer de injectieplaats zachtjes voor een betere opname.
    OPMERKING: Deze plaatselijke verdoving zorgt voor pijnverlichting direct op de plaats van de operatie.
  2. Maak een longitudinale incisie (~1,5 cm) langs de middellijn op de hoofdhuid met een scalpel of schaar. Gebruik een hemostaat om de huid naar de rechterkant af te houden en laat de blootgestelde schedel 1 minuut drogen. Gebruik een steriel wattenstaafje om eventueel achtergebleven bloed en weefsels op de schedel te verwijderen.
  3. Controleer of de muiskop zich horizontaal in het horizontale vlak bevindt.
    1. Identificeer anatomische oriëntatiepunten Bregma en Lambda en markeer beide locaties met een steriele chirurgische stift/potlood.
    2. Zorg ervoor dat de kop van het dier horizontaal staat in de rostrale-caudale richting. Doe dit door de Z-coördinaten van zowel Bregma als Lambda te meten met behulp van een insulinenaald van 31 G die aan het stereotactische frame is bevestigd.
      NOTITIE: Stel de oorstang indien nodig verticaal af.
    3. Voer de horizontale positionering van de kop van het dier uit door dezelfde procedure te volgen voor het controleren van de Z-coördinaten op de middellijn samen met twee overeenkomstige locaties aan de linker- en rechterkant van de middellijn en pas de oorstangen indien nodig aan.
      OPMERKING: Een vlakke en stabiele plaatsing van de kop van het dier is cruciaal voor de reproduceerbaarheid en betrouwbaarheid van het CCI-model.
  4. Gebruik dezelfde insulinenaald van 31 G om de plaats van de craniëctomie te identificeren. Stel de XY-oorsprong in op Bregma en beweeg de naald zijdelings 3 mm naar rechts. Markeer deze positie als de plaats van craniectomie en teken een cirkel met een diameter van 4 mm op de schedel met een steriele chirurgische stift/potlood.
  5. Gebruik een high-speed microboor met een trephine (diameter 4 mm) om langs de met potlood omlijnde cirkel te snijden om een open gat met een diameter van 4 mm te creëren. Gebruik een toerentalinstelling van 20.000 tpm. Vermijd het uitoefenen van overmatige druk.
    OPMERKING: Voer deze stap snel uit (meestal binnen 30 s tot 1 minuut) om thermische schade aan de hersenen te voorkomen. Het uitoefenen van overmatige druk tijdens het boren kan leiden tot onbedoelde penetratie die het hersenoppervlak kan samendrukken en verwonden.
  6. Verwijder de botflap voorzichtig met een pincet en bewaar deze tijdelijk in een ijskoude normale zoutoplossing. Spoel het gat voorzichtig af met een normale zoutoplossing voordat u met het wattenstaafje druk uitoefent op het hersenoppervlak om het bloeden te stoppen.
  7. Stel de afgeronde impactorpunt met een diameter van 2.5 mm op het CCI-apparaat in op een hoek van 22.5°. Zet de impactpunt op het durale oppervlak op nul. Stel de impactparameters op de schakelkast in op een snelheid van 4 m/s en een vervormingsdiepte van 2 mm. Trek de metalen punt in.
    OPMERKING: Door de punt op nul te zetten terwijl deze statisch en lichtjes tegen het durale oppervlak wordt gedrukt in de volledige slagpositie, wordt de nauwkeurigheid van het nulpunt en de reproduceerbaarheid van het letselniveau verbeterd.
  8. Ontlaad de zuiger om impactie op de hersenen te genereren. Plaats een steriel wattenstaafje op het geblesseerde gebied om het bloeden te stoppen.
  9. Plaats de botflap terug naar de hersenen van de muis en zet deze vast met tandcement. Sluit de hoofdhuid af met weefsellijm (bijv. 3M Vetbond).

4. Postoperatief herstel

  1. Plaats de muis in een schone herstelkooi met beddengoed onder de warmtelamp tot hij volledig hersteld is.
  2. Geef bevochtigd voer en dien ketoprofen (5 mg/kg) subcutaan toe gedurende twee opeenvolgende dagen na de operatie.
  3. Voer de bovenstaande procedures uit, met uitzondering van de stappen 3.7 en 3.8 voor schijncontroledieren.

5. Euthanasie bij muizen

  1. Euthanaseer muizen op de dag van de studie door een overdosis isofluraan en vervolgens onthoofding.
    OPMERKING: Er kunnen verschillende strategieën worden gebruikt om de proefdieren te euthanaseren voorafgaand aan de monsterafname.
  2. Verzamel hersenmonsters voor histologische analyse.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Illustratie van stereotactische plaatsing en craniotomieprocedure.

Het CCI-model staat bekend om zijn stabiliteit en reproduceerbaarheid bij het veroorzaken van letsel variërend van mild tot ernstig18. De juiste stereotactische techniek en craniotomieprocedure zijn belangrijke determinanten bij het produceren van stabiel en reproduceerbaar CCI-geïnduceerd hersenletsel (Figuur 1A,B)....

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het CCI-protocol produceert zeer reproduceerbaar mechanisch letsel aan de hersenen voor onderzoek naar hersenkneuzingen. De volgende stappen zijn cruciaal voor het genereren van consistent hersenletsel bij dieren met behulp van dit CCI-protocol.

Ten eerste moet het hoofd van de muis stabiel op het stereotactische frame worden gemonteerd en moeten de anatomische oriëntatiepunten Bregma en Lambda altijd in hetzelfde horizontale vlak liggen. Een onstabiele of ong...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We danken Danye Jiang voor het bewerken van het manuscript en de inzichtelijke input. We danken Jhih Syuan Lin voor zijn hulp bij de voorbereiding van het manuscript. Dit werk werd ondersteund door het Ministerie van Wetenschap en Technologie van Taiwan (MOST 107-2320-B-002-063-MY2) aan CFC.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
4mm Short Trephine DrillSalvin Dental Specialties, Inc.TREPH-SHORT-4
anti-Iba1 antilichaamWako chemicaliën#019-19741
anti-Ly76 antilichaamabcamab91113
carboxylaat cement3M70201136010
cortical contusiebeschadigingsimpactorCustom Design & Fabricatie, Inc.S/N 49-2004-C, eCCI Model 6.3CCI-apparaat (S/N 49-2004-C, eCCI Model 6.3)
cresylviolet acetaatSigma-AldrichC5042
DAB-kleuringskitVectorSK-4105
geit anti-konijn IgG secundair antilichaam, Alexa Fluor 488InvitrogenA11034
geit anti-rat IgG secundair antilichaam, Alexa Fluor 594InvitrogenA11007
Mayer's HematoxylineScyTekHMM500
pincetfine science tools11252-20 NO. 5
isofluraanPanion & BF Biotech Inc.
Bupivacaïne 0,25%Hospira
lithiumcarbonaatSigma-Aldrich62470
steriotexische frameStoelting
schaarfine science tools14068-12
solvent blauw 38Sigma-AldrichS3382
```

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Maas, A. I. R., et al. Traumatic brain injury: integrated approaches to improve prevention, clinical care, and research. The Lancet Neurology. 16 (12), 987-1048 (2017).
  2. Taylor, C. A., Bell, J. M., Breiding, M. J., Xu, L. Traumatic Brain Injury-Related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths - United States, 2007 and 2013. Morbidity and Mortality Weekly Report Surveillance Summaries. 66 (9), 1-16 (2007).
  3. Pearn, M. L., et al. Pathophysiology Associated with Traumatic Brain Injury: Current Treatments and Potential Novel Therapeutics. Cellular and Molecular Neurobiology. 37 (4), 571-585 (2017).
  4. Nyanzu, M., et al. Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results. International Journal of Medical Sciences. 14 (5), 494-505 (2017).
  5. Zhao, M., et al. Iron-induced neuronal damage in a rat model of post-traumatic stress disorder. Neuroscience. 330, 90-99 (2016).
  6. Cepeda, S., et al. Contrecoup Traumatic Intracerebral Hemorrhage: A Geometric Study of the Impact Site and Association with Hemorrhagic Progression. Journal of Neurotrauma. 33 (11), 1034-1046 (2016).
  7. Robicsek, S. A., Bhattacharya, A., Rabai, F., Shukla, K., Dore, S. Blood-Related Toxicity after Traumatic Brain Injury: Potential Targets for Neuroprotection. Molecular Neurobiology. 57 (1), 159-178 (2020).
  8. Morganti-Kossmann, M. C., Semple, B. D., Hellewell, S. C., Bye, N., Ziebell, J. M. The complexity of neuroinflammation consequent to traumatic brain injury: from research evidence to potential treatments. Acta Neuropathologica. 137 (5), 731-755 (2019).
  9. Ramlackhansingh, A. F., et al. Inflammation after trauma: microglial activation and traumatic brain injury. Annals of Neurology. 70 (3), 374-383 (2011).
  10. Wang, G. H., et al. Microglia/macrophage polarization dynamics in white matter after traumatic brain injury. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 33 (12), 1864-1874 (2013).
  11. Karve, I. P., Taylor, J. M., Crack, P. J. The contribution of astrocytes and microglia to traumatic brain injury. British Journal of Pharmacology. 173 (4), 692-702 (2016).
  12. Huber-Lang, M., Lambris, J. D., Ward, P. A. Innate immune responses to trauma. Nature Immunology. 19 (4), 327-341 (2018).
  13. Russo, M. V., McGavern, D. B. Inflammatory neuroprotection following traumatic brain injury. Science. 353 (6301), 783-785 (2016).
  14. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  15. Johnson, V. E., Meaney, D. F., Cullen, D. K., Smith, D. H. Animal models of traumatic brain injury. Handbook of Clinical Neurology. 127, 115-128 (2015).
  16. Albert-Weissenberger, C., Siren, A. L. Experimental traumatic brain injury. Experimental & Translational Stroke Medicine. 2 (1), 16(2010).
  17. Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal Models of Traumatic Brain Injury and Assessment of Injury Severity. Molecular Neurobiology. 56 (8), 5332-5345 (2019).
  18. Osier, N. D., Korpon, J. R., Dixon, C. E. Brain Neurotrauma: Molecular, Neuropsychological, and Rehabilitation Aspects. Frontiers in Neuroengineering. Kobeissy, F. H. , (2015).
  19. Osier, N. D., Dixon, C. E. The Controlled Cortical Impact Model: Applications, Considerations for Researchers, and Future Directions. Frontiers in Neurology. 7, 134(2016).
  20. Kramer, S. P. A Contribution to the Theory of Cerebral Concussion. Annals of Surgery. 23 (2), 163-173 (1896).
  21. King, C., et al. Brain temperature profiles during epidural cooling with the ChillerPad in a monkey model of traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 27 (10), 1895-1903 (2010).
  22. Costine, B. A., et al. Neuron-specific enolase, but not S100B or myelin basic protein, increases in peripheral blood corresponding to lesion volume after cortical impact in piglets. Journal of Neurotrauma. 29 (17), 2689-2695 (2012).
  23. Anderson, R. W., Brown, C. J., Blumbergs, P. C., McLean, A. J., Jones, N. R. Impact mechanics and axonal injury in a sheep model. Journal of Neurotrauma. 20 (10), 961-974 (2003).
  24. Chen, S., Pickard, J. D., Harris, N. G. Time course of cellular pathology after controlled cortical impact injury. Experimental Neurology. 182 (1), 87-102 (2003).
  25. Lee, H. F., Lin, J. S., Chang, C. F. Acute Kahweol Treatment Attenuates Traumatic Brain Injury Neuroinflammation and Functional Deficits. Nutrients. 11 (10), 2301(2019).
  26. Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).
  27. Hung, T. H., et al. Deletion or inhibition of soluble epoxide hydrolase protects against brain damage and reduces microglia-mediated neuroinflammation in traumatic brain injury. Oncotarget. 8 (61), 103236-103260 (2017).
  28. Wu, C. H., et al. Post-injury treatment with 7,8-dihydroxyflavone, a TrkB receptor agonist, protects against experimental traumatic brain injury via PI3K/Akt signaling. PLoS One. 9 (11), 113397(2014).
  29. Chen, S. F., Su, W. S., Wu, C. H., Lan, T. H., Yang, F. Y. Transcranial Ultrasound Stimulation Improves Long-Term Functional Outcomes and Protects Against Brain Damage in Traumatic Brain Injury. Molecular Neurobiology. 55 (8), 7079-7089 (2018).
  30. Su, W. S., Wu, C. H., Chen, S. F., Yang, F. Y. Low-intensity pulsed ultrasound improves behavioral and histological outcomes after experimental traumatic brain injury. Scientific Reports. 7 (1), 15524(2017).
  31. Chen, S. F., et al. Salidroside improves behavioral and histological outcomes and reduces apoptosis via PI3K/Akt signaling after experimental traumatic brain injury. PLoS One. 7 (9), 45763(2012).
  32. Chen, C. C., et al. Berberine protects against neuronal damage via suppression of glia-mediated inflammation in traumatic brain injury. PLoS One. 9 (12), 115694(2014).
  33. Furmanski, O., Nieves, M. D., Doughty, M. L. Controlled Cortical Impact Model of Mouse Brain Injury with Therapeutic Transplantation of Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Neural Cells. Journal of Visualized experiments. (149), e59561(2019).
  34. Romine, J., Gao, X., Chen, J. Controlled cortical impact model for traumatic brain injury. Journal of Visualized experiments. (90), e51781(2014).
  35. Saatman, K. E., Feeko, K. J., Pape, R. L., Raghupathi, R. Differential behavioral and histopathological responses to graded cortical impact injury in mice. Journal of Neurotrauma. 23 (8), 1241-1253 (2006).
  36. Robertson, C. L., et al. Cerebral glucose metabolism in an immature rat model of pediatric traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 30 (24), 2066-2072 (2013).
  37. Adelson, P. D., Fellows-Mayle, W., Kochanek, P. M., Dixon, C. E. Morris water maze function and histologic characterization of two age-at-injury experimental models of controlled cortical impact in the immature rat. Child's Nervous System. 29 (1), 43-53 (2013).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Traumatisch hersenletselcerebrale contusiestereotactische techniekcraniotomieproceduremicroglia activatieintracraniale bloedingijzertoxiciteitaxonale beschadiging

Gerelateerde artikelen