Method Article

Super-Resolution Imaging to Study Co-Localization of Proteins and Synaptic Markers in Primary Neurons

DOI:

10.3791/61434

⸱

October 31st, 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Molecular Biochemistry and Pharmacology, Istituto di Ricerche Farmacologiche Mario Negri IRCCS, 2Department of Neuroscience, Istituto di Ricerche Farmacologiche Mario Negri IRCCS, 3Dulbecco Telethon Institute, Istituto di Ricerche Farmacologiche Mario Negri IRCCS

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol laat zien hoe je microscopie met superresolutie gebruiken om eiwitcolokalisatie te bestuderen in primaire neuronale culturen.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Synapsen zijn de functionele elementen van neuronen en hun gebreken of verliezen zijn aan de basis van verschillende neurodegeneratieve en neurologische aandoeningen. Beeldvormingsstudies worden veel gebruikt om hun functie en plasticiteit in fysiologische en pathologische omstandigheden te onderzoeken. Vanwege hun grootte en structuur vereisen lokalisatiestudies van eiwitten beeldvormingstechnieken met hoge resolutie. In dit protocol beschrijven we een procedure om in primaire neuronen de colokalisatie van doelproteïnen met synaptische markers op een superresolutieniveau te bestuderen met behulp van gestructureerde verlichtingsmicroscopie (SIM). SIM is een patroon-licht verlichting techniek die de ruimtelijke resolutie van breed-veld microscopie verdubbelt, het bereiken van een detail van ongeveer 100 nm. Het protocol geeft de vereiste besturingselementen en instellingen aan voor robuuste colokalisatiestudies en een overzicht van de statistische methoden om de beeldgegevens goed te analyseren.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het begrip en de mening van de synaps is enorm veranderd sinds de eerste beschrijving door Foster en Sherrington in 18971. Sindsdien is onze kennis van neuronale communicatie en de moleculaire processen erachter exponentieel gegroeid2. Het is duidelijk geworden dat synapsen kunnen worden gezien als een systeem met twee compartimenten: een pre-synaptisch compartiment met vesikels voor het vrijkomen van neurotransmitters en een post-synaptisch compartiment met receptoren3. Deze simplistische visie, in de afgelopen twintig jaar, is uitgegroeid tot een complex netwerk van de eiwitten die nodig zijn om zenderbinding om te zetten in signalering4.

De winst in het begrip zijn deels te wijten aan super-resolutie technieken die de diffractie limiet van conventionele licht microscopie om de dimensie van synapsen beter aan te passen5,6,7,8,9,10. Vanwege de diffractielimiet kan een optische microscoop geen resolutie bereiken van meer dan 200 nm lateraal11,12. Om deze limiet te omzeilen, werden superresolutietechnieken gemaakt, met behulp van verschillende benaderingen en het bereiken van verschillende subdiffractielimietresoluties: SIM, STED (Stimulated Emission Depletion Microscopy), PALM (PhotoActivated Localization Microscopy) en STORM (Stochastic Optical Reconstruction Microscopy)13,14. SIM verdubbelt de ruimtelijke resolutie van lasergebaseerde microscopiesystemen op basis van laservelden door een diffractierooster in het excitatiestraalpad15in te voegen. De beweegbare rooster diffracts de laserstralen om een bekende verlichting patroon, meestal strepen te creëren. Dit doelbewust gestructureerde lichtpatroon wordt bovenop de onbekende ruimtelijke verdeling van de fluorescerende kleurstof (van het monster) geplaatst. De interferentie franjes gevormd door de twee patronen coderen voor anders niet te onderscheiden fijne details met normale breedveld microscopie. De uiteindelijke super-resolved beeld wordt verkregen door het combineren en decoderen met wiskundige methoden verschillende ruwe beelden van hetzelfde monster verkregen door de vertalingen en rotaties van de diffractie rooster. De resolutie van de super-opgeloste beelden bereikt 100 nm in de laterale en 500 nm in de axiale richtingen voor 2D-SIM15 of 100 nm in de laterale en 250 nm in de axiale richtingen voor 3D-SIM16.

Het nieuwe begrip van de synaps is nog belangrijker in het licht van de vele neurologische aandoeningen waarbij synaptische disfunctie een belangrijke rol speelt bij het begin en progressie17,18. De ziekte van Alzheimer, Het syndroom van Down, de ziekte van Parkinson, prionziekten, epilepsie, autismespectrumstoornissen en fragiel x-syndroom zijn onder andere gekoppeld aan afwijkingen in synaptische samenstelling, morfologie en functie19,20,21,22.

Onlangs, met behulp van een set van SUMO-specifieke antilichamen, gebruikten we SIM om co-lokalisatie te tonen in primaire hippocampal neuronen van de SUMO eiwitten met de pre- en post-synaptische markers synaptophysine en PSD95 op super-resolutie niveau23. Dit stelde ons in staat om biochemische en confocale microscopie bewijs van SUMO lokalisatie in neuronen te bevestigen.

Hier beschrijven we een protocol om de lokalisatie van eiwitten in muis hippocampal primaire neuronen te bestuderen. Tegelijkertijd kan dit protocol worden aangepast aan verschillende soorten primaire neuronale culturen.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Primaire culturen

  1. Cultuur muis hippocampal primaire neuronen in chambered coverslips (zoals Ibidi μ-Slide 8 Well of Nunc Lab-Tek Chambered Coverglass) die overeenkomen met de objectieve eis voor #1,5 (0,17 mm) coverslip dikte.
  2. Coat chambered coverslips met 100 μL poly-L-lysine (100 μg/mL).
  3. De volgende dag was je de chambered coverslips twee maal met steriele fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS).
  4. Om muis primaire neuronen te verkrijgen, isoleren hippocampi van P1-P4 pups23.
  5. Plaats ontleed hippocampi in 10 mL dissectie media (Tabel 1) en laat ze storten aan de onderkant van de buis.
  6. Verwijder met behulp van een steriele pipet voorzichtig de Dissection Media, waardoor de hippocampi ongestoord aan de onderkant van de buis blijft.
  7. Voeg 10 mL Media 1(Tabel 1)toe aan de hippocampi en broed gedurende 30 minuten bij 37 °C.
  8. Verwijder media 1 voorzichtig met behulp van een steriele pipet, waardoor de hippocampi ongestoord aan de onderkant van de buis blijft.
  9. Voeg 10 mL Media 2(tabel 1)toe en laat de (afgetopte) centrifugebuis gedurende 45 minuten horizontaal onder de motorkap liggen.
  10. Laat de centrifugebuis verticaal staan zodat het weefsel zich aan de onderkant van de buis kan nestelen.
  11. Verwijder media 2 voorzichtig met behulp van een steriele pipet, waardoor de hippocampi ongestoord op de bodem van de centrifugebuis blijft.
  12. Voeg 2 mL Media 3(tabel 1) toe.
  13. Met behulp van een p1000 pipet met een gefilterde punt, mechanisch scheiden cellen van het weefsel.
  14. Breng de supernatant, waarin zich de geïsoleerde neuronen, op een 15 mL centrifuge buis.
  15. Centrifugeren de celsuspensie gedurende 2 min bij 300 x g bij kamertemperatuur (RT).
  16. Na centrifugatie bevinden zich cellen aan de onderkant van de centrifugebuis. Met behulp van een steriele pipet gooi de supernatant.
  17. Resuspend cellen in 1 mL van Media 4.
  18. Gebruik een filter van 70 μm om niet-gedissocieerde cellen te elimineren.
  19. Tel levensvatbare cellen in een Bürker-kamer door 1 μL van 0,4 % Trypan-blauwe oplossing toe te voegen aan 19 μL van de celsuspensie.
  20. Plaatcellen bij 70.000 cellen/put in een volume van 200 μL per put.
  21. Laat de cellen 2 uur in een bevochtigde couveuse hechten bij 37 °C en 5% CO2.
  22. Haal de chambered covers uit de couveuse en vervang het medium zorgvuldig door 200 μL cultuurmedia.
  23. Laat de chambered coverslips achter in een bevochtigde couveuse bij 37 °C en 5% CO2.
  24. Vervang elke 5-7 dagen een derde van het medium door verse cultuurmedia.
  25. Wacht tot hippocampal primaire neuronen zijn volledig gerijpt (12-14 dagen na beplating) om co-lokalisatie studies uit te voeren.

2. Kleuring van immunofluorescentie

  1. Neem de chambered covers uit de couveuse.
  2. Verwijder het medium.
  3. Was de putten snel met 200 μL PBS.
  4. Voeg 4% paraformaldehyde (PFA) toe in PBS (200 μL/well) aan neuronen om ze snel te repareren.
  5. Incubeer de cellen gedurende 15 minuten bij RT.
  6. Verwijder de PFA-oplossing.
  7. Permeabiliseren van de cellen door het toevoegen van PBS met 0,2% Triton X-100 (200 μL/well).
  8. Incubeer voor 1 min bij RT.
  9. Verwijder de oplossing en ontcubeer de monsters met 1% runderserumalbumine (BSA) in PBS (200 μL/well) voor 1 uur bij RT om passief alle vrije bindingsoppervlakken van de plaat te bedekken met een irrelevant eiwit voor de analyse. Een op BSA gebaseerde blokkeringsbuffer zonder Triton X-100 vermindert de achtergrond van antilichamen efficiënter dan dezelfde buffer met 0,2% Triton X-100.
  10. Verwijder de oplossing.
  11. Voeg het primaire antilichaam naar keuze verdund toe in een PBS-oplossing die 1% BSA en 0,2% Triton X-100 bevat (120-200 μL/well, afhankelijk van de verdunning en beschikbaarheid van antilichamen). De monsters 2 uur uitbroeden.
    1. Voeg als negatieve controle geen primair antilichaam toe aan een van de putten. Meerdere antilichamen van verschillende soorten tegen verschillende doelen kunnen tegelijkertijd worden gebruikt. Gebruik een antilichaam tegen MAP2 (een neuronale marker) verhoogd in kip, een antilichaam tegen PSD95 of synaptophysine verhoogd in de muis, en een antilichaam tegen een doeleiwit verhoogd in konijn. Dit maakt sim-analyses met drie kleuren mogelijk.
  12. Was de putten snel drie keer met PBS (200 μL/well).
  13. Voeg secundaire antilichamen (dyLight en Alexa secundaire antilichamen kunnen beide worden gebruikt) verdund in een PBS-oplossing met 1% BSA en 0,2% Triton X-100 (200 μL/well). Incubeer de monsters voor 1 uur bij RT.
  14. Was de putten snel drie keer met PBS (200 μL/well).
  15. Voeg Hoechst-kleurstof toe met een concentratie van 1 μg/mL verdund in PBS (200 μL/well) om kernen te bevlekken. Incubeer de monsters gedurende 10 minuten bij RT.
  16. Was de putten snel twee keer met PBS.
  17. Zet cellen met behulp van een SIM-compatibele mountant. Gebruik 10 μL/put van ProLong Glass Antifade Mountant.
  18. Dek af en bescherm de cellen met een afdekglas (bijvoorbeeld een rond afdekglas met een diameter van 8 mm). Vierkante kunnen ook worden gebruikt.
  19. Bewaar de chambered coverslips bij RT en wacht minstens 48 uur voordat u afbeeldingen verwerft. Diamond Glass vereist ten minste twee dagen van het genezen voor super-resolutie overnames.

3. Antilichaam specificiteitscontrole

OPMERKING: Gebruik twee strategieën om de specificiteit van antilichamen te verzekeren. De eerste strategie is het gebruik van ten minste twee verschillende antilichamen gericht op hetzelfde substraat. De tweede strategie is antilichaamneutralisatie door incubatie met het gezuiverde eiwitdoel of de epitoop die wordt gebruikt om het antilichaam op te wekken.

  1. Incubeer het antilichaam naar keuze met vijf keer overmaat van het recombinant doel of epitoop voor 1 uur bij RT in 1% BSA in PBS.
  2. Gebruik na de incubatie het geneutraliseerde antilichaam bij de gebruikelijke concentratie voor kleuring zoals hierboven beschreven vanaf 2.11.

4. Microscoopkalibratie

OPMERKING: We gebruiken routinematig een N-SIM Super-Resolution Microscope System vervaardigd door Nikon voor de super-resolutie studies. Echter, verschillende andere bedrijven bieden ook super-resolutie microscopen in hun catalogi. Hoewel specifieke indicaties voor Nikon's N-SIM systeem worden beschreven, kunnen de instructies die volgen worden gegeneraliseerd naar andere systemen. Voor de aankoop van SIM-beelden vereist het systeem een goede kalibratie met specifieke subresolutiegrootte fluorescerende kralen. Een voorbeeld is de TetraSpeck microsferen. Deze kralen zijn gekleurd met verschillende fluorescerende kleurstoffen om de kalibratie van verschillende lasers met een monster mogelijk te maken.

  1. In een waterbad sonicate ongeveer 1,8 x 108 fluorescerende microsferen gedurende 10 minuten. Nikon's N-SIM systeem vereist een dunbevolkte veelkleurige kralen monster voor de kalibratie. Dit kan verschillen voor andere systemen die een dichte enkele laag van subresolutie grootte fluorescerende kralen vereisen. Pas het aantal tl-deeltjes dienovereenkomstig aan.
  2. Verdun de fluorescerende microsferen 1:500 in dubbel gedestilleerd water.
  3. Sonicate een tweede keer voor een extra 10 minuten.
  4. Pipet 15 μL van de verdunde kralen in een put van een chambered coverslip.
  5. Laat de oplossing 5 minuten drogen bij RT.
  6. Voeg 10 μL van de montageoplossing toe en plaats er een afdekkenlip van 8 mm op.
  7. Wacht minstens 48 uur om een goede genezing mogelijk te maken.
  8. Zet de microscoop en lasers aan.
  9. Laat het systeem opwarmen om het thermische evenwicht van alle microscoopcomponenten te bereiken. N-SIM Super-Resolution Microscope System vereist minstens 3 uur.
  10. Selecteer de doelstelling 100x.
  11. Start de kalibratie door de lasers uit te lijnen naar het midden van het diffractie rooster blok. In het N-SIM-systeem maken een micrometerknop en een speciale camera het mogelijk om de lichtstralen naar het doel te centreren.
  12. Plaats de chambered coverslip in de microscoop voor het bekijken. Stel het systeem in op de chambered coverslip dikte door de objectieve correctiekraag aan te passen. NIS software, de propriëtaire software voorzien van N-SIM Super-Resolution Microscope systemen, heeft een automatische functie om correctiekragen te regelen.
  13. Pas de roosterblokfocus voor elk kanaal aan om te zorgen voor gerichte gestructureerde patroonverlichting op het monster. NIS-software biedt een automatische functie voor deze taak.
  14. Vervolgens krijgen ruwe 3D-SIM beelden van de multicolor microsferen. Reconstrueren van de ruwe beelden om een super-resolved beeld te verkrijgen met behulp van de microscoop software of de open-source software platform voor de analyse van biologische beelden ImageJ24 en de plugin fairSIM25.
  15. Bereken voor elke gescheiden golflengte de Fourier-transformatie van het super-opgeloste beeld verkregen in 4,14. Als de getransformeerde afbeelding geen correct bloemachtig patroon krijgt, start u de kalibratie van 4.11 opnieuw op omdat de superresolutie niet is bereikt.
  16. Selecteer in de superopte afbeelding één microsfeer en bereken het intensiteitsprofiel voor elk kanaal om de bereikte resolutie te meten. Het moet nu dicht bij 100 nm lateraal.
  17. Voer vervolgens kanaalregistratie uit door een multichannel-acquisitie van de microsferen te overlayen. Het doel is om alle kanaalsignalen lateraal en axiaal te verzamelen. Dit elimineert chromatische aberraties als gevolg van de verkeerde uitlijning van de verschillende kanalen en helpen de co-lokalisatie analyse.
  18. Bevestig de kwaliteit van de kalibratie met behulp van de functies "Illumination Phase Steps" en "Illumination Pattern Focus" van SIMcheck26, een suite van plugins voor de open-source applicatie ImageJ. Maak hiervoor een chambered coverslip om een dichte enkele laag TetraSpeck-microsferen te verkrijgen en een 3D-SIM-beeld van het monster te verkrijgen. Analyseer de afbeelding in ImageJ en start, als er afwijkingen worden gedetecteerd, de kalibratie van de microscoop vanaf stap 4.11 opnieuw op.

5. Acquisitie

  1. Begin met het analyseren van het monster met behulp van een 40x doelstelling in confocale of widefield-modus. Dit maakt navigatie naar het monster, met behoud van goede details en een groot gezichtsveld.
  2. Gebruik MAP2-signaal om een gebied te identificeren dat neuronale processen weergeeft.
  3. Verwerf afbeeldingen van het monster in confocale modus om de kwaliteit van de kleuring te bepalen. Slechte confocale kwaliteit zal weerspiegelen in slechte SIM-kwaliteit, dus waarbij de monsters worden weggegooid.
  4. Als het gebied en de kwaliteit van de beelden bevredigend zijn, schakelt u de doelstelling over op 100x.
  5. Breng olie aan op de 100x doelstelling.
  6. Verwerf een breedveld of confocale afbeelding die later zal worden gebruikt om de kwaliteit van de super-opgeloste afbeelding te beoordelen(figuur 1A,B).
  7. Schakel over naar de 3D-simmodus.
  8. Selecteer met dialoogvenstervensters om parameters voor acquisitie in te stellen de hoogste instelling voor bitdiepte die beschikbaar is om kleurinformatie te maximaliseren. Typisch, 16-bits is de standaard keuze. Om de signaal-ruisverhouding te verbeteren, selecteert u bovendien een lage frequentiewaarde voor acquisitie, zoals 1 MHz.
  9. Met behulp van histogram vensters, stel lasers macht om een lineaire reactie van het signaal te verkrijgen. Om verlies van informatie te voorkomen, beperkt u verzadigde pixels in de afbeeldingen. Het N-SIM systeem maakt gebruik van een Andor iXon3 camera. Wanneer u op 16-bits werkt, kiest u een doelintensiteit van 16.000 om de lineaire respons van de camera te garanderen. U ook kiezen voor een bereik tussen 30.000-45.000 om het dynamisch bereik van de acquisitie te maximaliseren.
  10. Stel laservermogen in tussen 0,1% en 50% bij het beeldvorming van de monsters en blootstellingstijden tussen 50 ms en 2 s. Laserkrachten boven de 50% kunnen leiden tot snelle fotobleaching van de fluoroforen in gebruik.
  11. Begin met het verwerven van de afbeeldingen in de 3D-SIM-modus.
  12. Gebruik SIMcheck, een suite van gratis plug-ins voor ImageJ, om de kwaliteit van de verwerving van de ruwe afbeeldingen te beoordelen.
  13. Als SIMCheck geen artefacten of kwaliteitsproblemen detecteert, verwerft u minimaal 10 afbeeldingen van 4 technische replica's om statistische analyse mogelijk te maken.

6. Na de productie: beeldreconstructie

OPMERKING: 3D-SIM verworven afbeeldingen zijn ruwe afbeeldingen die moeten worden verwerkt om gereconstrueerde super-resolved beelden te verkrijgen. Onjuiste reconstructie van ruwe afbeeldingen kan leiden tot artefacten die de analyse van de monsters zouden beïnvloeden. Daarom moet er veel aandacht worden besteed aan het goed kiezen van reconstructieparameters.

  1. Verwerk de ruwe beelden met behulp van de microscoop reconstructie analyse software om een super-resolved beeld te verkrijgen (Figuur 1C). U ook de vrij beschikbare ImageJ plugin fairSIM gebruiken om ruwe beelden te reconstrueren.
  2. Bereken de Fourier-transformatie van de super-opgeloste beelden met behulp van de microscoop reconstructie software of ImageJ plugin SIMCheck. Een goed gereconstrueerd beeld moet voor elk kanaal een bloemachtig beeld terugbrengen. Als de gereconstrueerde afbeeldingen een bloemachtige vorm niet opnieuw maken, start u de ruwe afbeeldingen opnieuw op en reconstrueert u deze door de reconstructieparameters zoals Wienerfiltering, apodisatie en zero-orderonderdrukking27te wijzigen. In NIS-software, met behulp van de preview om te controleren hoe het wijzigen van de parameters van invloed op de uiteindelijke opgeloste afbeelding, wijzigen van de parameters i) Verlichting Modulatie Contrast, ii) Hoge resolutie ruisonderdrukking en iii) Out of Focus Suppression.
  3. Analyseer vervolgens de gereconstrueerde afbeelding om artefacten onbevooroordeeld te detecteren met Behulp van NanoJ-SQUIRREL28, een Op ImageJ gebaseerde plug-in om de kwaliteit van superbe loste beelden te beoordelen.
  4. Als NanoJ-SQUIRREL artefacten detecteert, start u opnieuw op van de ruwe afbeeldingen en reconstrueren deze door de reconstructieparameters zoals Wiener-filtering, apodisatie en zero-order onderdrukking te wijzigen. In NIS-software, met behulp van de preview om te controleren hoe het wijzigen van de parameters van invloed op de uiteindelijke opgeloste afbeelding, wijzigen van de parameters Verlichting Modulatie Contrast, Hoge resolutie ruisonderdrukking en Out of Focus Suppression.
  5. Gebruik de super-opgeloste afbeeldingen om het colokalisatieprofiel en/of pearson's en Mander's coëfficiënten te berekenen.

7. Co-lokalisatie met profielanalyse

OPMERKING: Als een eerste stap om co-lokalisatie te bestuderen tussen synaptische markers en een eiwit van belang, neem een super-opgelost beeld en analyseer een enkele locus om signaal overlap te bepalen.

  1. Identificeer een enkele locus op de super-opgeloste afbeelding.
  2. Verkrijg de intensiteitsprofielen van de fluorescerende signalen van de locus van belang.
  3. Exporteer de gegevens.
  4. Gebruik GraphPad Prism, of een vergelijkbare analysesoftware, om alle signaalpieken te normaliseren en vergelijkbare signaalintensiteiten voor elk kanaal te verkrijgen met als uiteindelijk doel het bepalen van locusspecifieke colokalisatie.

8. Kwantificering van de coëfficiënten van Pearson en Mander

OPMERKING: Als profielanalyse heeft gesuggereerd enkele locus co-lokalisatie, een meer algemene analyse van het hele beeld kan worden uitgevoerd door het berekenen van Pearson's en Mander coëfficiënten29,30.

  1. Gebruik JACoP31, een ImageJ plug-in, om de twee parameters van co-lokalisatie te bepalen: Pearson's en Mander's.

9. Statistische analyse

  1. Gebruik GraphPad Prism, of een vergelijkbare analyse- en grafieksoftware, om gegevens te verwerken die zijn verzameld met JACoP.
  2. Gebruik ten minste 40 SIM-afbeeldingen voor elke geanalyseerde aandoening om grafieken te verkrijgen en voor statistische relevantie.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We presenteren hier de standaard workflow om neuronale eiwitten co-lokalisatie te bestuderen. We kalibreerden eerst de microscoop en vervolgens voerden we SIM-analyse van de monsters uit. Om het systeem te kalibreren, gebruikten we fluorescerende microsferen met een diameter van 0,1 μm. Bij het verkrijgen van super-opgeloste 3D-SIM beelden van de kralen, de onderliggende beeldgegevens zijn Fourier-getransformeerd om ze opnieuw om te zetten in een ruimtelijke frequentie representatie. In figuur 2A

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het ophelderen van de structuur en samenstelling van de synaps is cruciaal voor het begrijpen van de fysiologische en pathologische processen die geheugen en cognitie reguleren. Terwijl in de normale staat, synapsen zijn de bouwstenen van het geheugen, ze ook ten grondslag liggen aan complexe neurologische aandoeningen zoals de ziekte van Alzheimer32. Het hier beschreven protocol dient om de colokalisatie van neuronale eiwitten te bestuderen met een microscopietechniek met superresolutie genaamd S...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs willen Edoardo Micotti bedanken voor de opbouwende kritiek op het manuscript. Deze studie werd ondersteund door BrightFocus A2019296F, door Fondo di Beneficenza - Gruppo Intesa Sanpaolo (LC), door Fondazione Regionale per la Ricerca Biomedica (Care4NeuroRare CP_20/2018) (CN) en door het Marie Skłodowska-Curie Innovative Training Network (JK).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
0.4% Trypan blue oplossing Thermo Fisher Scientific15250061Chemisch
70 µm filter Corning352350Uitgeruste
AlexaThermo Fisher Scientific-Antilichaam
Antibody SENP1Santa Cruzsc-271360Antilichaam
B27 SupplementLife Technologies17504044Chemisch
Bovine serum albumin Merck5470Chemisch
CaCl2Merck Life Science21115Chemisch
Chambered coverslipsIbidi80826Uitgeruste
DyLightThermo Fisher Scientific-Antilichaam
FBS (Hyclone)GIBCOSH3007002 (CHA1111L)Serum
FluoSpheres carboxylaat-gemodificeerde microspheres, 0.1 μm, geel-groen fluorescentThermo Fisher ScientificF8803Uitgeruste
GlucoseMerck Life ScienceG8769Chemisch
GlutamaxGIBCO35050061Chemisch
HEPESMerck Life ScienceH3537Chemisch
L-Cystein Merck Life Science C6852-25gChemisch
MAP2MerckAB15452Antilichaam
MEM Life Technologies21575022Medium
MgClMerck Life ScienceM8266Chemisch
NaOHVWR International1,091,371,000Chemisch
Neurobasal ALife Technologies10888022Medium
N-SIM Super Resolutie MicroscoopNikon-Instrument
PapainMerck Life Science P-3125Chemisch
paraformaldehyde Thermo Fisher Scientific28908Chemisch
Pen/Strep 10xLife Technologies15140122Chemisch
fosfaat-gebufferde saline Gibco10010023Chemisch
Poly-L lysineSigmaP2636Chemisch
ProLong Diamond Glass Antifade MountantThermo Fisher ScientificP36970Chemisch
PSD95 NeuroMabK28/43Antilichaam
Ronde dekglasThermo12052712Uitgeruste
SUMO1Abcamab32058Antilichaam
Synaptophysine MerckS5768 Antilichaam
Triton X-100 MerckT8787Chemisch
Trypsine-inhibitor Merck Life Science T9003-500MGChemisch

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Foster, M., Sherrington, C. S. A textbook of physiology, part three: The central nervous system (7th ed.). , MacMillan & Co Ltd. London. (1897).
  2. Choquet, D., Triller, A. The Dynamic Synapse. Neuron. 80 (3), 691-703 (2013).
  3. McAllister, A. K. Dynamic Aspects of CNS Synapse Formation. Annual Review of Neuroscience. 30 (1), 425-450 (2007).
  4. Yuzaki, M. Two Classes of Secreted Synaptic Organizers in the Central Nervous System. Annual Review of Physiology. 80 (1), 243-262 (2018).
  5. Baddeley, D., Bewersdorf, J. Biological Insight from Super-Resolution Microscopy: What We Can Learn from Localization-Based Images. Annual Review of Biochemistry. 87 (1), 965-989 (2018).
  6. Sigal, Y. M., Zhou, R., Zhuang, X. Visualizing and discovering cellular structures with super-resolution microscopy. Science. 361 (6405), 880-887 (2018).
  7. Vangindertael, J., et al. An introduction to optical super-resolution microscopy for the adventurous biologist. Methods and Applications in Fluorescence. 6 (2), 022003(2018).
  8. Badawi, Y., Nishimune, H. Super-resolution microscopy for analyzing neuromuscular junctions and synapses. Neuroscience Letters. 715, 134644(2020).
  9. Scalisi, S., Barberis, A., Petrini, E. M., Zanacchi, F. C., Diaspro, A. Unveiling the Inhibitory Synapse Organization Using Superresolution Microscopy. Biophysical Journal. 116 (3), 133(2019).
  10. Yang, X., Specht, C. G. Subsynaptic Domains in Super-Resolution Microscopy: The Treachery of Images. Frontiers in Molecular Neuroscience. 12, (2019).
  11. Monro, T. Beyond the diffraction limit. Nature Photonics. 3 (7), 361(2009).
  12. Won, R. Eyes on super-resolution. Nature Photonics. 3 (7), 368-369 (2009).
  13. Wegel, E., et al. Imaging cellular structures in super-resolution with SIM, STED and Localisation Microscopy: A practical comparison. Scientific Reports. 6 (1), 27290(2016).
  14. Galbraith, C. G., Galbraith, J. A. Super-resolution microscopy at a glance. Journal of Cell Science. 124 (10), 1607-1611 (2011).
  15. Gustafsson, M. G. L. Surpassing the lateral resolution limit by a factor of two using structured illumination microscopy. Journal of Microscopy. 198 (2), 82-87 (2000).
  16. Gustafsson, M. G. L., et al. Three-Dimensional Resolution Doubling in Wide-Field Fluorescence Microscopy by Structured Illumination. Biophysical Journal. 94 (12), 4957-4970 (2008).
  17. Brose, N., O'Connor, V., Skehel, P. Synaptopathy: dysfunction of synaptic function. Biochemical Society Transactions. 38 (2), 443-444 (2010).
  18. Tyebji, S., Hannan, A. J. Synaptopathic mechanisms of neurodegeneration and dementia: Insights from Huntington's disease. Progress in Neurobiology. 153, 18-45 (2017).
  19. Won, H., Mah, W., Kim, E. Autism spectrum disorder causes, mechanisms, and treatments: focus on neuronal synapses. Frontiers in Molecular Neuroscience. 6, (2013).
  20. Pfeiffer, B. E., Huber, K. M. The State of Synapses in Fragile X Syndrome. The Neuroscientist. 15 (5), 549-567 (2009).
  21. Pavlowsky, A., Chelly, J., Billuart, P. Emerging major synaptic signaling pathways involved in intellectual disability. Molecular Psychiatry. 17 (7), 682-693 (2012).
  22. Senatore, A., Restelli, E., Chiesa, R. Synaptic dysfunction in prion diseases: a trafficking problem. International Journal of Cell Biology. 2013, 543803(2013).
  23. Colnaghi, L., et al. Super Resolution Microscopy of SUMO Proteins in Neurons. Frontiers in Cellular Neuroscience. 13, (2019).
  24. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  25. Müller, M., Mönkemöller, V., Hennig, S., Hübner, W., Huser, T. Open-source image reconstruction of super-resolution structured illumination microscopy data in ImageJ. Nature Communications. 7 (1), 10980(2016).
  26. Ball, G., et al. SIMcheck: a Toolbox for Successful Super-resolution Structured Illumination Microscopy. Scientific Reports. 5 (1), 15915(2015).
  27. Schaefer, L. H., Schuster, D., Schaffer, J. Structured illumination microscopy: artefact analysis and reduction utilizing a parameter optimization approach. Journal of Microscopy. 216 (2), 165-174 (2004).
  28. Culley, S., et al. NanoJ-SQUIRREL: quantitative mapping and minimisation of super-resolution optical imaging artefacts. Nature Methods. 15 (4), 263-266 (2018).
  29. Manders, E. M. M., Verbeek, F. J., Aten, J. A. Measurement of co-localization of objects in dual-colour confocal images. Journal of Microscopy. 169 (3), 375-382 (1993).
  30. Adler, J., Parmryd, I. Quantifying colocalization by correlation: the Pearson correlation coefficient is superior to the Mander’s overlap coefficient. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 77 (8), 733-742 (2010).
  31. Bolte, S., Cordelières, F. P. A guided tour into subcellular colocalization analysis in light microscopy. Journal of Microscopy. 224, Pt 3 213-232 (2006).
  32. Bae, J. R., Kim, S. H. Synapses in neurodegenerative diseases. BMB Reports. 50 (5), 237-246 (2017).
  33. Godin, A. G., Lounis, B., Cognet, L. Super-resolution Microscopy Approaches for Live Cell Imaging. Biophysical Journal. 107 (8), 1777-1784 (2014).
  34. Dempsey, G. T., Vaughan, J. C., Chen, K. H., Bates, M., Zhuang, X. Evaluation of fluorophores for optimal performance in localization-based super-resolution imaging. Nature Methods. 8 (12), 1027-1036 (2011).
  35. Karras, C., et al. Successful optimization of reconstruction parameters in structured illumination microscopy - A practical guide. Optics Communications. 436, 69-75 (2019).
  36. Bereczki, E., et al. Synaptic markers of cognitive decline in neurodegenerative diseases: a proteomic approach. Brain: A Journal of Neurology. 141 (2), 582-595 (2018).
  37. Gilestro, G. F., Tononi, G., Cirelli, C. Widespread Changes in Synaptic Markers as a Function of Sleep and Wakefulness in Drosophila. Science. 324 (5923), 109-112 (2009).
  38. Adler, J., Parmryd, I. Quantifying colocalization by correlation: the Pearson correlation coefficient is superior to the Mander's overlap coefficient. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 77 (8), 733-742 (2010).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Super Resolution ImagingProtein Co LocalizationSynaptic MarkersPrimary NeuronsStructured Illumination MicroscopySIM ImagingConfocal MicroscopyMAP2 AntibodySynaptophysin PSD 95Image Analysis

Related Articles