Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een Ex vivo Assay to Study Candida albicans Hyphal Morphogenesis in het maag-darmkanaal

4.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61488

⸱

1 juli 2020

 ,  , 
1College of Veterinary Medicine, Midwestern University, 2Masters in Biomedical Science Program, College of Graduate Studies, Midwestern University, 3Department of Pathology and Population Medicine, College of Veterinary Medicine, Midwestern University

In dit artikel

Samenvatting

De ex vivo test beschreven in deze studie met behulp van gut homogenaat extracten en immunofluorescentie kleuring vertegenwoordigt een nieuwe methode om de hyphal morfogenese van Candida albicans in de GI-darmkanaal te onderzoeken. Deze methode kan worden gebruikt om de milieusignalen te onderzoeken die morfogenetische overgang in de darm regelen.

Samenvatting

Candida albicans hyphalemorfogenese in het maag-darmkanaal (GI) wordt strak gecontroleerd door verschillende milieusignalen, en speelt een belangrijke rol in de verspreiding en pathogenese van deze opportunistische schimmelpathover. Echter, methoden om schimmelhyphae visualiseren in de GI tract in vivo zijn uitdagend die het begrip van milieusignalen beperkt bij het beheersen van dit morfogenese proces. Het hier beschreven protocol toont een nieuwe ex vivo methode voor visualisatie van hyphal morfogenese in darmhomogenaat extracten. Met behulp van een ex vivo test, deze studie toont aan dat cecal inhoud van antibiotica behandelde muizen, maar niet van onbehandelde controle muizen, bevorderen C. albicans hyphal morfogenese in de darminhoud. Verder, het toevoegen van terug specifieke groepen van darmmetabolieten aan de cecal inhoud van met antibiotica behandelde muizen differentieel reguleert hyphalfogenese ex vivo. Samen vertegenwoordigt dit protocol een nieuwe methode om de milieusignalen te identificeren en te onderzoeken die C. albicans hyphal morfogenese in het GI-kanaal controleren.

Inleiding

Candida albicans is een opportunistische, polymorfe schimmelpathiek die normaal commensal is, maar een morfologische verandering kan ondergaan in een virulente vorm die levensbedreigende infecties kan veroorzaken bij immuungecompromitteerde personen1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13. C. albicans is een belangrijke oorzaak van systemische nosocomiale infecties, met een sterftecijfer van 40\u201260% zelfs met schimmeldodende behandeling2,14,15. Hoewel C. albicans zich in verschillende gastheerniches bevindt, waaronder het vrouwelijke voortplantingssysteem16,17,de mondholte van gezonde individuen18 en het maag-darmkanaal19,20, is het merendeel van de systemische infecties afkomstig van het GI-darmkanaal en bovendien, de bron van systemische infectie wordt vaak bevestigd als het GI-kanaal21,22,23,24,25,26,27,28,29,30,31,32,33,34. C. albicans pathogeniteit in het GI-darmkanaal wordt beïnvloed door een breed scala van factoren; een belangrijk kenmerk dat nodig is voor virulentie is echter de overgang van een gistcelmorfologie naar een virulente hyphaltecelmorfologie35,36,37,38,39,40,41,42,43,44. C. albicans gehechtheid en verspreiding van het GI-darmkanaal tijdens infectie wordt sterk geassocieerd met zijn vermogen om over te stappen van een commensale gist in virulente hyphae, waardoor de schimmels invasieve ziekte44,45,46,47,48,49,50,51,52,53kunnen veroorzaken .

Een verscheidenheid van factoren in de darm, met inbegrip van n-acetylglucosamine, reguleren hyphal vorming door C. albicans. Daarom is het van cruciaal belang om de kloof in kennis over de hyphalemorfose van deze schimmelpathogenese in het GI-kanaal54,55,56teverkleinen . Recent bewijs wijst erop dat verschillende darmmetabolieten de hyphalemorfogenese van C. albicans in vitro57,58,59,60differentieel controleren . Echter, technische beperkingen presenteren problemen bij een poging om C. albicans hyphae vorming studie in in vivo darmmonsters, met name kleuring gist en hyphae cellen en kwantitatieve analyse van hyphal ontwikkeling. Om C. albicans hyphale morfogenese in het GI-kanaal te begrijpen, werd een ex vivo-methode ontwikkeld met behulp van oplosbare extracten van gehomogeniseerd darmgehalte van muizen om het effect van metabolieten op schimmelhyphale morfogenese te bestuderen. Gebruikmakend van darmmonsters van muizen die resistent zijn en gevoelig zijn voor C. albicans GI-infectie, zal deze methode helpen om het effect van metabolieten, antibiotica en xenobiotica op schimmelhyphale morfogenese in het GI-darmkanaal te identificeren en te bestuderen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierprotocollen werden goedgekeurd door midwestern University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) zoals beschreven vóór57. De Institutional Animal Care and Use Committee van de Midwestern University keurde deze studie onder MWU IACUC Protocol #2894. Het MWU-beleid voor dierverzorging volgt het Beleid van de Ggd voor humane zorg en gebruik van proefdieren en het beleid dat is vastgelegd in de Wet dierenwelzijn (AWA).

1. Muizen bestuderen standaardprotocol

  1. Gebruik mannelijke en vrouwelijke C57BL/6J muizen ten minste zes weken oud. Vul ze aan met steriel water met of zonder cefoperazone (0,5 mg/mL).
    1. Co-house muizen in groepen van 5, met elke kooi met alle mannelijke of alle vrouwelijke muizen. Zorg te allen tijde voor de muizen standaard muischow en water (via een fles van 400 mL).
    2. Controleer kooien dagelijks om ervoor te zorgen voedsel en waterstanden zijn genoeg, en om muizen te onderzoeken op tekenen van nood.
  2. Vervang het water om de 48 uur door cefoperazone om ervoor te zorgen dat er vers antibioticum wordt geleverd, ongeacht het resterende water in de kooivoedingsflessen.
  3. Na 5\u20127 dagen van cefoperazone behandeling, euthanaseren muizen via CO2 verstikking observeren vastgesteld gevestigde IACUC protocol. Bevestig de dood via cervicale dislocatie.
  4. Ontleden muizen met behulp van autoclave-gesteriliseerde scherpe eindigde schaar en autoclave-gesteriliseerde tangen.
    1. Na euthanasie, zet het dier vast aan een dissectie oppervlak door het vastzetten van alle ledematen, zodat de buik wordt blootgesteld.
    2. Spray de buikstreek met 70% ethanol om te voorkomen dat bont vastkleeft aan tangen, scharen of darmsecties tijdens dissectie.
    3. Gebruik tangen te knijpen en til een deel van de huid aan de basis van de buik en maak een kleine incisie door de huid en de onderliggende fascia met behulp van een schaar. Neem grote zorg bij het maken van deze incisie om te voorkomen dat puncturing de cecum of darmwand.
    4. Breid deze snede uit tot de ribbenkast, waardoor de buikholte gedeeltelijk wordt blootleggen. Maak een snede vanaf het punt van de eerste incisie aan weerszijden uit te breiden naar boven en lateraal.
    5. Trek deze flappen zijdelings en pin aan het ontledende oppervlak om de buikholte volledig bloot te leggen.
  5. Haal het DARM-darmkanaal uit met tangen, terwijl je een schaar gebruikt om snijwonden superieur te maken aan de maag en in het distale gebied van de dikke darm om de grootste hoeveelheid darminhoud van elke sectie te verzamelen.
  6. Let er bij het verwijderen van het GI-kanaal op dat de afzonderlijke componenten niet meer worden gescheurd. Scheid de maag, dunne darm, cecum, en dikke darm individueel met behulp van een schaar op hun proximale en distale uiteinden.
  7. Voor het verzamelen van elke darminhoud van elke sectie, maak een enkele incisie aan het distale uiteinde van elke sectie met behulp van een schaar, gevolgd door handmatig het verwijderen van de darminhoud in een 1,5 mL microcentrifuge buis met behulp van tangen.
  8. Bewaar de darminhoud op -80 °C voor ex vivo-tests.

2. Bereiding van gist extract-pepton-dextrose (YPD) agar platen

  1. Voeg aan een 1 L glazen fles 25 g gistextract peptone-dextrose bouillonpoeder, 10 g agar en ultrazuiver water toe aan een eindvolume van 500 mL.
  2. Autoclave bij 121 °C gedurende 30 minuten op een vloeibare cyclus om de media te steriliseren.
  3. Onder een laminaire stroomkap, giet ongeveer 20 mL van agar media in een steriele petriplaat. 500 mL agar media moet ongeveer 25 platen opleveren.
  4. Bewaar platen op 4 °C tot klaar voor gebruik.

3. Ex vivo prep voor hyphal morphogenese test

  1. Streep een frisse cultuur van C. albicans SC5314 op een YPD agar plaat en broeden 's nachts op 30 °C.
  2. Kies twee tot drie middelgrote individuele kolonies uit 's nachts geteelde C. albicans SC5314-cultuur en schors opnieuw in 1 mL fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS).
  3. Haal bevroren darminhoud uit de vriezer van -80 °C en ontdooi bij 25 °C.
  4. Weeg ongeveer 150 mg darminhoud af in een nieuwe buis van 1,5 mL.
  5. Stel de darminhoud opnieuw op met 150 μL PBS (darminhoud en PBS met een verhouding van 1:1 gewicht tot volume).
  6. Vortex op hoge snelheid voor 30 s om de darminhoud te homogeniseren en laat zitten op kamertemperatuur voor ongeveer een minuut.
  7. Centrifugeren de homogenaten op 1000 x g gedurende 3 min.
  8. Breng de supernatant over naar een nieuwe 1,5 mL buis.
  9. Herhaal de stappen 3.7 en 3.8 om al het vuil in de supernatant te verwijderen.
  10. Voeg 10 μL van de C. albicans SC5314-entmateriaal toe aan dit supernatant
  11. Meng goed en incubeer op 37 °C gedurende 4 tot 5 uur.

4. Exogene toevoeging van metabolieten aan de gut homogenaatextracten voor de hyphalorfemorogenesetest

  1. Haal bevroren darminhoud uit de -80 °C vriezer en opnieuw opgehangen in PBS bij 1:1 verhouding (gewicht: volume).
  2. Voeg de gewenste concentratie darmmetabolieten toe aan het darmgehalte en het PBS-mengsel.
  3. Vortex op hoge snelheid voor 30 s om de darminhoud met metabolieten homogeniseren en laat zitten op kamertemperatuur voor ongeveer 10 min.
  4. Centrifugeren de homogenaten op 1000 x g gedurende 3 min.
  5. Breng de supernatant over naar een nieuwe 1,5 mL buis. Herhaal de stappen 4.4 en 4.5 om al het vuil in de supernatant te verwijderen.
  6. Voeg 10 μL van de C. albicans SC5314-entmateriaal toe aan dit supernatant. Meng goed en incubeer op 37 °C gedurende 4 tot 5 uur.

5. C. albicans morphogenesetest (immunostaining en beeldvorming)

  1. Centrifugeren de monsters op 1000 x g gedurende 2 min en gooi de supernatant via pipetting.
  2. Bevestig de monsters in 100 μL van 2% paraformaldehyde (PFA) gedurende 15 minuten.
  3. Centrifuge op 1000 x g gedurende 2 min en gooi supernatant via pipetting.
  4. Was de monsters twee maal met 1 mL PBS. Om monsters te wassen, opnieuw op te schorten de pellet in PBS door pipetteren zachtjes. Niet vortex het monster als dit kan hyphal structuren beschadigen. Na herschorting, centrifugeren op 1000 x g gedurende 2 min en gooi de supernatant via pipetting.
  5. Incubeer de monsters bij kamertemperatuur in 100 μL PBS die polyklonale C. albicans antilichaam (1:100 verdunning) gedurende 30 minuten.
  6. Was de monsters drie keer met 1 mL PBS.
    OPMERKING: Bij het gebruik van een fluorescerend antilichaam wordt aanbevolen dat alle verdunnings- en wasstappen bij weinig licht worden uitgevoerd om fotobleken te voorkomen en de levensduur van het monster te verbeteren.
  7. Incubeer de monsters bij kamertemperatuur gedurende 15 minuten in 100 μL PBS met anti-Konijn IgG Alexafluor 488 antilichaam bij 1:500 verdunning. Voer incubatie uit in een donkere lade of kamer om te voorkomen dat foto bleken.
  8. Was de monsters drie keer met 1 mL PBS.
  9. Stel de monsters opnieuw op in 100 μL PBS en breng over op een 96-putplaat voor beeldvorming.
    OPMERKING: Wanneer niet wordt afgebeeld, is het raadzaam dat de 96-well plaat worden verpakt in aluminiumfolie om foto bleken te voorkomen.
  10. Beeld schimmelcellen met behulp van 20x en 40x objectieve lenzen met behulp van een fluorescentie imaging microscoop. Gebruik een groen fluorescerend eiwit (GFP) filter (excitatiegolflengte 470/40 en emissiegolflengte 525/50) om fluorescentie te detecteren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Deze resultaten samen met eerdere bevindingen uit het Thangamani laboratorium60 geven aan dat wanneer C. albicans wordt geteeld ex vivo in gut homogenaat extracten uit de maag, dunne darmen en dikke darmen van onbehandelde controle en antibiotica behandelde muizen, C. albicans ontwikkelt zich over het algemeen met een gist morfologie (Figuur 1B). Echter, wanneer geteeld in het cecal extract van met antibiotica behandelde muizen, C. albicans ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De hier beschreven methode presenteert een nieuwe manier om het effect van antibiotica, dieet, xenobiotische en therapeutische effecten op C. albicans hyphalmorphogenese in het GI-kanaal te onderzoeken. Aangezien de meeste systemische infecties afkomstig zijn van het GI-kanaal21,22,23,24,25,26,

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen concurrerende financiële belangen of andere belangenconflicten.

Dankbetuigingen

De auteurs erkennen middelen en ondersteuning van Midwestern University Cellular and Molecular Core Research faciliteit.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 - 10 µL Pipet TipsFisher Scientific02-707-454Misc
100 - 1000 µL Pipet TipsFisher Scientific02-707-400Misc
20 - 200 µL Pipet TipsFisher Scientific02-707-451Misc
2-methylbutyric acidSigma193070-25Ghyphal-remmende verbinding
488 goat anti-rabbit IgGInvitrogen (Fisher)A11008IF Staining secundaire ab
AgarFisherBP1423-500YPD agar component
Automated Imaging MicroscopeKeyenceBZX700
Candida Albicans AntibodyInvitrogen (Fisher)PA1-27158IF Staining primaire ab
cefoperazoneCayman16113antibioticum
deoxycholic acidSigma30960hyphal-remmende verbinding
D-GlucoseFisherD16-500hyphal-bevorderende verbinding
forcepsFisher08-885
lactic acidAlfa AesarAAAL13242-06hyphal-remmende verbinding
lithocholic acidSigmaL6250-10Ghyphal-remmende verbinding
palmitic acidSigmaP5585-10Ghyphal-remmende verbinding
ParaformaldehydeAlfa AesarA11313IF Staining fixatief
Phosphate-buffered saline (PBS), 10xAlfa AesarJ62692PBS component
p-tolylacetic acidSCBTsc-257959hyphal-remmende verbinding
sebacic acidSigma283258-250Ghyphal-remmende verbinding
sharp ended scissorsFisher28301
sterile Milli-Q waterN/AN/AMisc
YPD BrothBD Biosciences242810YPD agar component

Referenties

  1. Huffnagle, G. B., Noverr, M. C. The emerging world of the fungal microbiome. Trends in Microbiology. 21 (7), 334-341 (2013).
  2. Wisplinghoff, H., et al. Nosocomial bloodstream infections in US hospitals: analysis of 24,179 cases from a prospective nationwide surveillance study. Clinical Infectious Diseases. 39 (3), 309-317 (2004).
  3. Hajjeh, R. A., et al. Incidence of Bloodstream Infections Due to Candida Species and In Vitro Susceptibilities of Isolates Collected from 1998 to 2000 in a Population-based Active Surveillance Program. Journal of Clinical Microbiology. 42 (4), 1519-1527 (2004).
  4. Lockhart, S. R., et al. Species Identification and Antifungal Susceptibility Testing of Candida Bloodstream Isolates from Population-Based Surveillance Studies in Two U.S. Cities from 2008 to 2011. Journal of Clinical Microbiology. 50 (11), 3435-3442 (2012).
  5. Pfaller, M., et al. Epidemiology and outcomes of candidemia in 3648 patients: data from the Prospective Antifungal Therapy (PATH Alliance(R)) registry, 2004-2008. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 74 (4), 323-331 (2012).
  6. Angarone, M. Fungal infections in cancer patients. Cancer Treatment and Research. 161, 129-155 (2014).
  7. Brown, G. D., et al. Hidden killers: human fungal infections. Science Translational Medicine. 4 (165), 113(2012).
  8. Calton, E. A., et al. Invasive bacterial and fungal infections in paediatric patients with cancer: incidence, risk factors, aetiology and outcomes in a UK regional cohort 2009-2011. Pediatric Blood & Cancer. 61 (7), 1239-1245 (2014).
  9. Carter, J. H., et al. Medical management of invasive fungal infections of the central nervous system in pediatric cancer patients. Pediatric Blood & Cancer. 62 (6), 1095-1098 (2015).
  10. Low, C. Y., Rotstein, C. Emerging fungal infections in immunocompromised patients. F1000 Medicine Reports. 3, 14(2011).
  11. Mousset, S., et al. Treatment of invasive fungal infections in cancer patients-updated recommendations of the Infectious Diseases Working Party (AGIHO) of the German Society of Hematology and Oncology (DGHO). Annals of Hematology. 93 (1), 13-32 (2014).
  12. Perfect, J. R., Hachem, R., Wingard, J. R. Update on epidemiology of and preventive strategies for invasive fungal infections in cancer patients. Clinical Infectious Diseases. 59, Suppl 5 352-355 (2014).
  13. Sipsas, N. V., Kontoyiannis, D. P. Invasive fungal infections in patients with cancer in the Intensive Care Unit. International Journal of Antimicrobial Agents. 39 (6), 464-471 (2012).
  14. Falagas, M. E., Apostolou, K. E., Pappas, V. D. Attributable mortality of candidemia: a systematic review of matched cohort and case-control studies. European Journal of Clinical Microbiology and Infectious Diseases. 25 (7), 419-425 (2006).
  15. Chi, H. W., et al. Candida albicans versus non-albicans bloodstream infections: the comparison of risk factors and outcome. Journal of Microbiology, Immunology and Infection. 44 (5), 369-375 (2011).
  16. Drell, T., et al. Characterization of the vaginal micro- and mycobiome in asymptomatic reproductive-age Estonian women. PLoS One. 8 (1), 54379(2013).
  17. Merenstein, D., et al. Colonization by Candida species of the oral and vaginal mucosa in HIV-infected and noninfected women. AIDS Research and Human Retroviruses. 29 (1), 30-34 (2013).
  18. Ghannoum, M. A., et al. Characterization of the oral fungal microbiome (mycobiome) in healthy individuals. PLoS Pathogens. 6 (1), 1000713(2010).
  19. Hoffmann, C., et al. Archaea and fungi of the human gut microbiome: correlations with diet and bacterial residents. PLoS One. 8 (6), 66019(2013).
  20. Noble, S. M., Gianetti, B. A., Witchley, J. N. Candida albicans cell-type switching and functional plasticity in the mammalian host. Nature Reviews Microbiology. 15 (2), 96-108 (2017).
  21. Samonis, G., et al. Prospective evaluation of effects of broad-spectrum antibiotics on gastrointestinal yeast colonization of humans. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 37 (1), 51-53 (1993).
  22. Sahni, V., et al. Candidemia--an under-recognized nosocomial infection in Indian hospitals. The Journal of the Association of Physicians of India. 53, 607-611 (2005).
  23. Meijer-Severs, G. J., Joshi, J. H. The effect of new broad-spectrum antibiotics on faecal flora of cancer patients. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 24 (4), 605-613 (1989).
  24. Kennedy, M. J., Volz, P. A., Edwards, C. A., Yancey, R. J. Mechanisms of association of Candida albicans with intestinal mucosa. Journal of Medical Microbiology. 24 (4), 333-341 (1987).
  25. Miranda, L. N., et al. Candida colonisation as a source for candidaemia. Journal of Hospital Infections. 72 (1), 9-16 (2009).
  26. Nucci, M., Anaissie, E. Revisiting the source of candidemia: skin or gut. Clinical Infectious Diseases. 33 (12), 1959-1967 (2001).
  27. Raponi, G., Visconti, V., Brunetti, G., Ghezzi, M. C. Clostridium difficile infection and Candida colonization of the gut: is there a correlation. Clinical Infectious Diseases. 59 (11), 1648-1649 (2014).
  28. Guastalegname, M., Russo, A., Falcone, M., Giuliano, S., Venditti, M. Candidemia subsequent to severe infection due to Clostridium difficile: is there a link. Clinical Infectious Diseases. 57 (5), 772-774 (2013).
  29. Nerandzic, M. M., Mullane, K., Miller, M. A., Babakhani, F., Donskey, C. J. Reduced acquisition and overgrowth of vancomycin-resistant enterococci and Candida species in patients treated with fidaxomicin versus vancomycin for Clostridium difficile infection. Clinical Infectious Diseases. 55, Suppl 2 121-126 (2012).
  30. Krause, R., Krejs, G. J., Wenisch, C., Reisinger, E. C. Elevated fecal Candida counts in patients with antibiotic-associated diarrhea: role of soluble fecal substances. Clinical and Diagnostic Laboratory Immunology. 10 (1), 167-168 (2003).
  31. Krause, R., et al. Role of Candida in antibiotic-associated diarrhea. The Journal of Infectious Diseases. 184 (8), 1065-1069 (2001).
  32. Zuo, T., et al. Gut fungal dysbiosis correlates with reduced efficacy of fecal microbiota transplantation in Clostridium difficile infection. Nature Communications. 9 (1), 3663(2018).
  33. Delaloye, J., Calandra, T. Invasive candidiasis as a cause of sepsis in the critically ill patient. Virulence. 5 (1), 161-169 (2014).
  34. Cole, G. T., Halawa, A. A., Anaissie, E. J. The role of the gastrointestinal tract in hematogenous candidiasis: from the laboratory to the bedside. Clinical Infectious Diseases. 22, Suppl 2 73-88 (1996).
  35. Lo, H. J., et al. Nonfilamentous C. albicans mutants are avirulent. Cell. 90 (5), 939-949 (1997).
  36. Gale, C. A., et al. Linkage of adhesion, filamentous growth, and virulence in Candida albicans to a single gene, INT1. Science. 279 (5355), 1355-1358 (1998).
  37. Bendel, C. M., et al. Systemic infection following intravenous inoculation of mice with Candida albicans int1 mutant strains. Molecular genetics and metabolism. 67 (4), 343-351 (1999).
  38. Toenjes, K. A., et al. Small-molecule inhibitors of the budded-to-hyphal-form transition in the pathogenic yeast Candida albicans. Antimicrobial agents and chemotherapy. 49 (3), 963-972 (2005).
  39. Carlisle, P. L., et al. Expression levels of a filament-specific transcriptional regulator are sufficient to determine Candida albicans morphology and virulence. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106 (2), 599-604 (2009).
  40. Fazly, A., et al. Chemical screening identifies filastatin, a small molecule inhibitor of Candida albicans adhesion, morphogenesis, and pathogenesis. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (33), 13594-13599 (2013).
  41. Pande, K., Chen, C., Noble, S. M. Passage through the mammalian gut triggers a phenotypic switch that promotes Candida albicans commensalism. Nature genetics. 45 (9), 1088(2013).
  42. Bar-Yosef, H., Gonzalez, N. V., Ben-Aroya, S., Kron, S. J., Kornitzer, D. Chemical inhibitors of Candida albicans hyphal morphogenesis target endocytosis. Scientific reports. 7 (1), 5692(2017).
  43. Mendelsohn, S., Pinsky, M., Weissman, Z., Kornitzer, D. Regulation of the Candida albicans hypha-inducing transcription factor Ume6 by the CDK1 cyclins Cln3 and Hgc1. mSphere. 2 (2), 00248(2017).
  44. Vila, T., et al. Targeting Candida albicans filamentation for antifungal drug development. Virulence. 8 (2), 150-158 (2017).
  45. Pande, K., Chen, C., Noble, S. M. Passage through the mammalian gut triggers a phenotypic switch that promotes Candida albicans commensalism. Nature Genetics. 45 (9), 1088-1091 (2013).
  46. Lo, H. J., et al. Nonfilamentous C. albicans mutants are avirulent. Cell. 90 (5), 939-949 (1997).
  47. Bar-Yosef, H., Vivanco Gonzalez, N., Ben-Aroya, S., Kron, S. J., Kornitzer, D. Chemical inhibitors of Candida albicans hyphal morphogenesis target endocytosis. Scientific Reports. 7 (1), 5692(2017).
  48. Carlisle, P. L., et al. Expression levels of a filament-specific transcriptional regulator are sufficient to determine Candida albicans morphology and virulence. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (2), 599-604 (2009).
  49. Mendelsohn, S., Pinsky, M., Weissman, Z., Kornitzer, D. Regulation of the Candida albicans Hypha-Inducing Transcription Factor Ume6 by the CDK1 Cyclins Cln3 and Hgc1. mSphere. 2 (2), (2017).
  50. Bendel, C. M., et al. Effects of Alteration of the Candida albicans Gene INT1 on Cecal Colonization in Orally Innoculated Mice. Pediatric Research. 45, 156(1999).
  51. Gale, C. A., et al. Linkage of adhesion, filamentous growth, and virulence in Candida albicans to a single gene, INT1. Science. 279 (5355), 1355-1358 (1998).
  52. Toenjes, K. A., et al. Small-molecule inhibitors of the budded-to-hyphal-form transition in the pathogenic yeast Candida albicans. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 49 (3), 963-972 (2005).
  53. Fazly, A., et al. Chemical screening identifies filastatin, a small molecule inhibitor of Candida albicans adhesion, morphogenesis, and pathogenesis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (33), 13594-13599 (2013).
  54. Naseem, S., Gunasekera, A., Araya, E., Konopka, J. B. N-acetylglucosamine (GlcNAc) induction of hyphal morphogenesis and transcriptional responses in Candida albicans are not dependent on its metabolism. Journal of Biological Chemistry. 286 (33), 28671-28680 (2011).
  55. Piispanen, A. E., Hogan, D. A. PEPped up: induction of Candida albicans virulence by bacterial cell wall fragments. Cell Host & Microbe. 4 (1), 1-2 (2008).
  56. Xu, X. L., et al. Bacterial peptidoglycan triggers Candida albicans hyphal growth by directly activating the adenylyl cyclase Cyr1p. Cell Host & Microbe. 4 (1), 28-39 (2008).
  57. Guinan, J., Thangamani, S. Antibiotic-induced alterations in taurocholic acid levels promote gastrointestinal colonization of Candida albicans. FEMS microbiology letters. 365 (18), (2018).
  58. Guinan, J., Villa, P., Thangamani, S. Secondary bile acids inhibit Candida albicans growth and morphogenesis. Pathogens and disease. 76 (3), (2018).
  59. Guinan, J., Wang, S., Hazbun, T. R., Yadav, H., Thangamani, S. Antibiotic-induced decreases in the levels of microbial-derived short-chain fatty acids correlate with increased gastrointestinal colonization of Candida albicans. Scientific Reports. 9 (1), 1-11 (2019).
  60. Gutierrez, D., et al. Antibiotic-induced gut metabolome and microbiome alterations increase the susceptibility to Candida albicans colonization in the gastrointestinal tract. FEMS microbiology ecology. 96 (1), 187(2020).
  61. Witchley, J. N., et al. Candida albicans morphogenesis programs control the balance between gut commensalism and invasive infection. Cell Host & Microbe. 25 (3), 432-443 (2019).
  62. Witchley, J. N., Penumetcha, P. M., Noble, S. M. Visualization of Candida albicans in the Murine Gastrointestinal Tract Using Fluorescent In Situ Hybridization. JoVE (Journal of Visualized Experiments). (153), e60283(2019).
  63. Johansson, M. E., Hansson, G. C. Preservation of mucus in histological sections, immunostaining of mucins in fixed tissue, and localization of bacteria with FISH. Mucins. , Springer. 229-235 (2012).
  64. Lossinsky, A. S., et al. The histopathology of Candida albicans invasion in neonatal rat tissues and in the human blood-brain barrier in culture revealed by light, scanning, transmission and immunoelectron microscopy scanning. Histology and histopathology. , (2006).
  65. Rosenbach, A., Dignard, D., Pierce, J. V., Whiteway, M., Kumamoto, C. A. Adaptations of Candida albicans for growth in the mammalian intestinal tract. Eukaryotic Cell. 9, 1075-1086 (2010).
  66. Vautier, S., et al. C andida albicans colonization and dissemination from the murine gastrointestinal tract: the influence of morphology and T h17 immunity. Cellular Microbiology. 17, 445-450 (2015).
  67. Lyman, C., Navarro, E., Garrett, K., Roberts, D., Pizzo, P., Walsh, T. Adherence of Candida albicans to bladder mucosa: development and application of a tissue explant assay. Mycoses. 42, 255-259 (1999).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Darmmetabolietencaecuminhoudmet antibiotica behandelde muizenfluorescentiemicroscopieschimmelcelkweekdarmhomogenaatextracten
Een Ex vivo Assay to Study Candida albicans Hyphal Morphogenesis in het maag-darmkanaal
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.