Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Koppeling van koolstofafvang uit een energiecentrale met semi-geautomatiseerde open racewayvijvers voor de teelt van microalgen

5.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61498

⸱

14 augustus 2020

 ,  ,  , 
1Department of Chemical and Environmental Engineering, University of Arizona, 2Department of Biosystems Engineering, University of Arizona, 3Department of Biomedical Engineering, University of Arizona

In dit artikel

Samenvatting

Er wordt een protocol beschreven om de koolstofdioxide in het rookgas van aardgascentrales te gebruiken om microalgen te cultiveren in open raceway-vijvers. Rookgasinjectie wordt geregeld met een pH-sensor en de groei van microalgen wordt gemonitord met realtime metingen van de optische dichtheid.

Samenvatting

In de Verenigde Staten is 35% van de totale uitstoot van koolstofdioxide (CO2) afkomstig van de elektriciteitsindustrie, waarvan 30% de opwekking van aardgaselektriciteit vertegenwoordigt. Microalgen kunnen CO2 10 tot 15 keer sneller biofixeren dan planten en algenbiomassa omzetten in interessante producten, zoals biobrandstoffen. Deze studie presenteert dus een protocol dat de potentiële synergieën van microalgenteelt aantoont met een aardgascentrale in het zuidwesten van de Verenigde Staten in een heet semi-aride klimaat. State-of-the-art technologieën worden gebruikt om de koolstofafvang en het gebruik via de groene algensoort Chlorella sorokiniana te verbeteren, die verder kan worden verwerkt tot biobrandstof. We beschrijven een protocol met betrekking tot een semi-geautomatiseerde open raceway-vijver en bespreken de resultaten van de prestaties toen het werd getest in de Tucson Electric Power-fabriek in Tucson, Arizona. Rookgas werd gebruikt als de belangrijkste koolstofbron om de pH te regelen en Chlorella sorokiniana werd gekweekt. Een geoptimaliseerd medium werd gebruikt om de algen te laten groeien. De hoeveelheid CO2 die in functie van de tijd aan het systeem werd toegevoegd, werd nauwlettend in de gaten gehouden. Daarnaast werden andere fysisch-chemische factoren die van invloed zijn op de algengroeisnelheid, biomassaproductiviteit en koolstoffixatie gecontroleerd, waaronder optische dichtheid, opgeloste zuurstof (DO), elektrogeleiding (EC) en lucht- en vijvertemperaturen. De resultaten geven aan dat een microalgenopbrengst tot 0,385 g/L asvrij drooggewicht haalbaar is, met een lipidengehalte van 24%. Het benutten van synergetische kansen tussen CO 2-uitstoters en algenboeren kan de middelen leveren die nodig zijn om de koolstofafvang te vergroten en tegelijkertijd de duurzame productie van algenbiobrandstoffen en bioproducten te ondersteunen.

Inleiding

De opwarming van de aarde is een van de belangrijkste milieuproblemen waarmee de wereld vandaag wordt geconfronteerd1. Studies suggereren dat de belangrijkste oorzaak de toename van de uitstoot van broeikasgassen (BKG), voornamelijk CO2, in de atmosfeer is als gevolg van menselijke activiteiten 2,3,4,5,6,7. In de VS is de grootste dichtheid van CO2-uitstoot voornamelijk afkomstig van de verbranding van fossiele brandstoffen in de energiesector, met name elektriciteitscentrales 3,7,8,9. Zo zijn technologieën voor koolstofafvang en -gebruik (CCU) naar voren gekomen als een van de belangrijkste strategieën om de uitstoot van broeikasgassen te verminderen 2,7,10. Deze omvatten biologische systemen die zonlicht gebruiken om CO2 en water via fotosynthese, in aanwezigheid van voedingsstoffen, om te zetten in biomassa. Het gebruik van microalgen is voorgesteld vanwege de snelle groeisnelheid, het hoge CO 2-fixatievermogen en de hoge productiecapaciteit. Bovendien hebben microalgen een breed bio-energiepotentieel omdat de biomassa kan worden omgezet in interessante producten, zoals biobrandstoffen die fossiele brandstoffen kunnen vervangen 7,9,10,11,12.

Microalgen kunnen groeien en biologische omzetting bereiken in een verscheidenheid aan teeltsystemen of reactoren, waaronder open raceway vijvers en gesloten fotobioreactoren 13,14,15,16,17,18,19. Onderzoekers hebben de voordelen en beperkingen bestudeerd die het succes van het bioproces in beide teeltsystemen bepalen, onder binnen- of buitenomstandigheden 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Open raceway vijvers zijn de meest voorkomende teeltsystemen voor koolstofafvang en -gebruik in situaties waar rookgas rechtstreeks vanuit de schoorsteen kan worden gedistribueerd. Dit type teeltsysteem is relatief goedkoop, is eenvoudig op te schalen, heeft lage energiekosten en heeft een lage energiebehoefte voor het mengen. Bovendien kunnen deze systemen eenvoudig naast de energiecentrale worden geplaatst om het CCU-proces efficiënter te maken. Er zijn echter enkele nadelen waarmee rekening moet worden gehouden, zoals de beperking van de overdracht van CO2-gas / vloeistofmassa. Hoewel er beperkingen zijn, zijn open raceway-vijvers voorgesteld als het meest geschikte systeem voor de productie van microalgenbiobrandstof in de buitenlucht 5,9,11,16,20.

In dit artikel beschrijven we een methode voor de teelt van microalgen in open raceway-vijvers die koolstofafvang uit het rookgas van een aardgascentrale combineert. De methode bestaat uit een semi-geautomatiseerd systeem dat de rookgasinjectie regelt op basis van de pH van de cultuur; het systeem bewaakt en registreert de Chlorella sorokiniana-cultuurstatus in realtime met behulp van optische dichtheid, opgeloste zuurstof (DO), elektrogeleiding (EC) en lucht- en vijvertemperatuursensoren. Algenbiomassa en rookgasinjectiegegevens worden elke 10 minuten verzameld door een datalogger in de Tucson Electric Power-faciliteit. Algenstamonderhoud, opschaling, kwaliteitscontrolemetingen en biomassakarakterisering (bijv. Correlatie tussen optische dichtheid, g / L en lipidegehalte) worden uitgevoerd in een laboratoriumomgeving aan de Universiteit van Arizona. Een eerder protocol schetste een methode voor het optimaliseren van rookgasinstellingen om de groei van microalgen in fotobioreactoren te bevorderen via computersimulatie26. Het hier gepresenteerde protocol is uniek omdat het gebruik maakt van open raceway-vijvers en is ontworpen om ter plaatse te worden geïmplementeerd in een aardgascentrale om direct gebruik te maken van het geproduceerde rookgas. Daarnaast maken real-time optische dichtheidsmetingen deel uit van het protocol. Het systeem zoals beschreven is geoptimaliseerd voor een heet semi-aride klimaat (Köppen BSh), dat lage neerslag, aanzienlijke variabiliteit in neerslag van jaar tot jaar, lage relatieve vochtigheid, hoge verdampingssnelheden, heldere luchten en intense zonnestraling vertoont27.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Groeisysteem: outdoor open raceway vijver instellingen

  1. Richt de open raceway-vijvers dicht bij de rookgasbron in (met 8-10% CO2). Zorg ervoor dat water en elektriciteit beschikbaar zijn op de locatie van de vijverreactor en dat de reactor het grootste deel van de dag niet in de schaduw staat (figuur 1).
  2. Vang rookgas af tijdens het naverbrandingsproces met behulp van een brandstofslang van 0,95 cm, enkele meters voordat het rookgas de schoorsteen binnenkomt om in de atmosfeer te worden geloosd (figuur 2).
  3. Verwijder water uit het rookgas met behulp van een watervanger van 20 liter en een condensor (spoellengte ~ 12 m) tussen de schoorsteen en de compressor (figuur 2).
    OPMERKING: Rookgas bevat meestal ongeveer 9 \ u201213,8% water28. Daarnaast koelen de condensor en pijpleiding het rookgas16.
  4. Sluit de volgende sensoren aan op een datalogger om de algengroei te monitoren: (1) een real-time optische dichtheidssensor29, die de absorptie meet op twee golflengten - 650 en 750 nm - en een maximale algencelconcentratie van 1,05 g / L kan detecteren; (2) een DO-sensor; (3) lucht- en vijverthermokoppels; (4) een pH-sensor; en (5) een EC-sensor.
    OPMERKING: Bovendien zijn de pH- en EC-sensoren aangesloten op een zender. De configuratie van de dataloggereenheid is weergegeven in figuur 3.
  5. Zorg ervoor dat alle componenten van het algengroeisysteem zijn gekalibreerd en goed werken voordat ze worden ingeënt.

2. pH-besturingssysteem

  1. Beheer de rookgasinjectie met behulp van een compressor, een regelklepsysteem en het dataloggerprogramma, zoals weergegeven in figuur 2 en figuur 3 (Aanvullend materiaal A).
  2. Gebruik een buis om het rookgas van de regelklep naar de bodem van de racewayvijver te leiden via een stenen diffuser.
  3. Injecteer het rookgas in het groeisysteem op basis van de pH. Wanneer de pH-waarde hoger is dan 8,05, zal het systeem rookgas injecteren, terwijl wanneer de pH lager is dan 8,00, het systeem de rookgasinjectie stopt in perioden van geen groei. Het debiet wordt gemeten in standaard liters per minuut (SLPM).
    OPMERKING: In de regelklep is de rookgasdruk van de inlaat beperkt tot maximaal 50 psi.

3. Algenselectie en stamonderhoud (licht en temperatuur)

OPMERKING: De groene alg Chlorella sorokiniana DOE 1412 werd geïsoleerd door Juergen Polle (Brooklyn College)30,31 en geselecteerd door de National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts (NAABB); de selectie was gebaseerd op de eerdere stamkarakteriseringsstudies uitgevoerd door Huesemann et al.32,33 . Hun onderzoek met betrekking tot algenscreening, biomassaproductiviteit en klimaatgesimuleerde kweek (bijv. Temperatuur en licht) in de zuidwestelijke regio bij gebruik van open raceway-vijvers in de buitenlucht, vormde de basis voor de methode die in dit project werd gebruikt.

  1. Houd de culturen op kamertemperatuur (25 °C) met behulp van een licht/donkercyclus van 12 h/12 uur.
  2. Houd de lichtintensiteit op 200 μM/m2/s voor kweekonderhoud dat op platen en in kleine vloeistofculturen (50 ml tot 500 ml) wordt gekweekt.
  3. Houd de lichtintensiteit voor schaalvergroting in vloeibare culturen 50 ml tot 500 ml bij 400 μM / m2 / s en vloeibare culturen 5 l tot 20 l bij 600 \ u2012800 μM / m2 / s.

4. Opschalen en kwaliteitscontrole

  1. Bereid het BG11-kweekmedium met gedeïoniseerd water en de volgende zouten, voor macronutriënten, in g/L: 1,5 NaNO3, 0,04 K2HPO4, 0,075 MgSO4*H2O, 0,036 CaCl2*H2O, 0,006 (NH4)5Fe(C6H4O7)2, 0,006 Na2EDTA*2H2O, 0,02 Na2CO3; voeg 1 ml/l sporenelementoplossing toe, die de volgende micronutriënten in g/l bevat: 2,86 H3BO3, 1,81 MnCl2*4H2O, 0,22 ZnSO4*7H2O, 0,39 Na2MoO4*2H2O, 0,079 CuSO4*5H2O, 0,0494 Co(NO3)2*6H2O.
    OPMERKING: Voeg voor plaatinenting en/of langdurige opslag 7,5 g/l Bacto agar toe; voor cultuurinenting is geen toevoeging van agar nodig. Steriliseer kweekmedium in de autoclaaf gedurende 21 minuten bij 121 °C.
  2. Giet het BG11 medium met agar in petrischaaltjes in een steriele laminaire stromingskap of bioveiligheidskast. Zodra de platen stevig en koel zijn, pipetteer 500 μL uit een opnieuw gesuspendeerde bevroren algenbestandscultuur en voeg ampicilline (100 μg / ml) toe; incubeer de algenplaten in een schudtafel (120 rpm) gedurende 1 tot 2 weken.
  3. Gebruik een steriele lus om een enkele algenkolonie uit een kweekplaat te selecteren en en ent deze in een buis van 50 ml met steriel groeimedium in een schone bioveiligheidskast. Kweek de kleine vloeibare cultuur op een schudtafel (120 rpm) gedurende een week.
  4. Breng 50 ml algenkweek (lineaire groeifase, OD750 nm ≥ 1) over in een kolf van 1 l met een vloeibaar medium van 500 ml. Monteer elke kolf met een rubberen stop en roestvrijstalen buizen om beluchting te bieden. Filter de lucht met luchtsterilisatiefilters van 0,2 μm. Laat de cultuur één tot twee weken groeien. Controleer de celdichtheid met behulp van een spectrofotometer (OD750nm).
  5. Plaats de vloeibare cultuur van 500 ml in een carboy van 10 l met 8 l niet-steriel kweekmedium en injecteer een mengsel van 5% CO2 en 95% lucht. Kweek vervolgens algen onder dezelfde omstandigheden als in stap 4.4.
  6. Controleer de voorraadplaat en vloeistofculturen (in stap 4.2\u20124.5) eenmaal per week. Neem een aliquot en observeer deze onder de microscoop bij 10x en 40x vergroting om de groei van de gewenste soort te garanderen. Bewaarde culturen totdat ze zijn aangetast of gebruikt voor experimenten. Gooi besmette culturen weg.

5. Geconcentreerde mediumvoorbereiding voor open vijverteelt

  1. Voor het bereiden van sporenelementen vult de oplossing een maatkolf van 1 L gedeeltelijk met gedestilleerd water (DW). Plaats een magneetroerbalk en voeg achtereenvolgens de in tabel 1 vermelde chemicaliën toe. Zorg ervoor dat elk ingrediënt oplost voordat het volgende bestanddeel wordt toegevoegd. Verwijder de magneet en vul de kolf tot de volumemarkering van 1 liter.
  2. Vul een glazen fles van 1 L gedeeltelijk met DW en plaats de magneetroerstaaf. Plaats de container op de bovenkant van een magneetroerderplaat en voeg de chemicaliën toe voor het uiteindelijke volume van de reactor, voeg ze sequentieel toe, zodat elk volledig oplost. Tabel 2 geeft een overzicht van de chemicaliën die 1 L medium moeten bereiden, dus vermenigvuldig alle waarden met het uiteindelijke volume van de reactor. Vul de glazen fles tot 1 L.

6. Outdoor open raceway vijver inenting

  1. Reinig de reactor grondig met 30% bleekmiddel voor elke inenting en na het oogsten. Het wordt aanbevolen om het bleekmiddel een nacht te laten staan. Spoel de reactor goed af om alle bleekmiddel te verwijderen.
  2. Kalibreer alle sensoren vóór algeninenting volgens de bijbehorende kalibratieprocedure.
  3. Verdun de geconcentreerde media (in stap 5) met behulp van de waterbron door de racewayvijver tot 80% te vullen.
  4. Ent de reactor met behulp van een 10 L carboy gevuld met algen (lineaire groeifase OD750nm > 2) en breng het naar zijn uiteindelijke volume.
  5. Acclimatier microalgen door de racewayvijver gedeeltelijk te schaduwen met houten pallets gedurende ~ 3 dagen (figuur 4), zodra de exponentiële fase voorbij is, als een aanpassingsstrategie om foto-inductie te voorkomen.
    OPMERKING: Deze periode biedt ook tijd voor de microalgen om zich aan te passen aan de stress die wordt veroorzaakt door de directe injectie van rookgas.

7. Batchgroeiexperiment bij de opwekkingscentrale

  1. Inspecteer en registreer alle dagelijkse variaties, waaronder waterverdamping, radermotor, sensorfunctionaliteit en alles wat ongewoon is.
  2. Laat de compressor en watervanger elke dag leeglopen en inspecteren om overtollig water te verwijderen om corrosie te minimaliseren, aangezien rookgas zeer corrosief is34.
  3. Configureer de datalogger om elke sensormeting om de 10 s te scannen en de gemiddelde gegevens elke 10 minuten op te slaan. Deze omvatten DO, pH, EC, real-time optische dichtheid en lucht- en reactortemperatuur.

8. Discrete bemonstering en monitoring

  1. Zorg ervoor dat het waterniveau constant blijft bij het uiteindelijke volume van de reactor, anders wordt de optische dichtheidsmeting beïnvloed.
  2. Na het aanvullen van water in de reactor, neemt u een monster van 5 ml voor celmassametingen op optische dichtheid (540, 680 en 750 nm) met behulp van een ultraviolet-zichtbare spectrofotometer. Herhaal het proces dagelijks.
  3. Neem drie keer per week een monster van 500 ml voor microscoopwaarnemingen en biomassaconcentratie op basis van asvrij drooggewicht (AFDW).
    1. Voer microscoopwaarnemingen uit met 10x en 40x objectieflenzen. Bovendien worden deze microscoopvergrotingen gebruikt als onderdeel van de kwaliteitscontrole van algen zoals beschreven in stap 4.6.
    2. Gebruik 400 ml van het monster in stap 8.3 voor AFDW
      1. Plaats elk glazen microvezelfilter van 0,7 μm poriegrootte in een aluminiumfolielade en behandel elke aluminiumfolielade / filter voor met behulp van een oven gedurende 4 uur bij 540 ° C.
      2. Label elke aluminiumfolielade met een # 2 potlood, noteer het gewicht (A) en plaats het in het vacuümfilterapparaat.
      3. Roer het algenmonster krachtig voordat u een te filteren volume meet. Filter voldoende algenmonster om een pre/post as gewichtsverschil van tussen de 8 en 16 mg te geven. Kies een gewichtsverschil dat u in de loop van het experiment wilt gebruiken en houd deze waarde constant.
      4. Plaats elk filter met het algenmonster gedurende ten minste 12 uur in de foliebak in de oven bij 105 °C.
      5. Haal de foliebak/het filter uit de droogoven en plaats deze in een glazen exsiccator om wateropname te voorkomen. Noteer het gewicht van elke folielade/filter (B).
      6. Plaats de foliebak/het filter gedurende 4 uur in de 540 °C muffle oven.
      7. Schakel de moffeloven uit, koel foliebakken/filters af, plaats ze in de exsiccator en noteer elk foliebakje/filtergewicht (C).
      8. Bereken AFDW met gravimetrische analyse:
        % AFDW= C – A x 100 / B
  4. Houd 2 L algen vast voordat u ze oogst voor microgolfondersteunde extractie (MAE) lipide-extractieanalyse met behulp van oplosmiddelen.
    1. Centrifugeer het algenmonster met een relatieve centrifugale kracht (RFC) van 4.400 x g gedurende 15 minuten. Neem de algenkorrel en droog deze in een oven op 80 °C gedurende ten minste 24 uur.
    2. Maal het algenmonster en weeg het algenpoeder (de aanbevolen biomassa varieert van 0,3 g tot 0,5 g).
    3. Voeg het algenpoeder (droge algenbiomassa) toe aan het microgolf versnelde reactiesysteem (MARS) Xpress-vaten, voeg 10 ml chloroform:methanol (2:1, v/v) oplosmiddeloplossing onder de motorkap toe, sluit de vaten en laat een nacht staan.
    4. Plaats de vaten gedurende 60 minuten in de MARS-machine met behulp van de oplosmiddelsensor bij 70 °C en 800 W vermogen.
    5. Haal vaten uit de MARS en laat ze afkoelen onder de motorkap.
    6. Gebruik een trechter en glaswol om het vloeibare deel dat chloroform, methanol en lipiden bevat te scheiden door elk vloeibaar monster over te brengen naar een voorgewogen glazen reageerbuis en houd de vaste stoffen (biomassa vrij van lipiden) voor andere analyses.
    7. Breng de reageerbuizen met de lipiden naar de stikstofverdamper, verwijder ze zodra de vloeistof is verdampt en laat de buizen vervolgens een nacht onder de motorkap om volledige droogheid te garanderen.
    8. Bereken het lipidengehalte (wt. %) met behulp van gravimetrische analyse:
      Lipidengehalte (wt. %) = Droge biomassa van lipiden x 100/ Droge algenmassa

9. Algenoogst en vruchtwisseling

  1. Oogst 75% van het totale algenkweekvolume wanneer de kweek de stationaire fase nadert. Neem 2\u20125 L cultuur om biomassaproductiviteitsanalyses in het laboratorium uit te voeren. Verwerk en zet de rest van de algen om in de gewenste algenproducten.
  2. Kweek de open raceway-vijver opnieuw door de 25% overgebleven algen als entmateriaal te gebruiken. Voeg water toe tot 80% van het totale reactorvolume, voeg de geconcentreerde media toe en vul indien nodig af tot het uiteindelijke volume van de reactor.
  3. Kweek de juiste algenstam volgens het seizoen, op basis van temperatuur en lichtintensiteit.

10. Gegevensbeheer

  1. Leg gegevens vast in de datalogger en verzamel ze voor analyse zoals in stap 7.3.
  2. Overweeg om ruwe en geanalyseerde gegevens op te slaan in de Regional Algal Feedstock Testbed (RAFT) share drive. Raft-projectmedewerkers dragen hun gegevens bij om algenproductiviteit te simuleren en te modelleren en buitenteelt te valideren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Eerdere experimentele resultaten van ons laboratorium geven aan dat microalgenteelt met behulp van een semi-geautomatiseerde open raceway-vijver kan worden gekoppeld aan koolstofafvangprocessen. Om de synergie tussen deze twee processen beter te begrijpen (figuur 2), hebben we een protocol ontwikkeld en op maat gemaakt voor het kweken van de groene algensoort Chlorella sorokiniana onder buitenomstandigheden in een warm semi-aride klimaat. Aardgas rookgas werd verkregen uit een indus...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

In deze studie tonen we aan dat het synergetisch koppelen van rookgaskoolstofafvang en microalgenteelt mogelijk is in een heet semi-aride klimaat. Het experimentele protocol voor het semi-geautomatiseerde raceway-vijversysteem integreert state-of-the-art technologie om relevante parameters in realtime te bewaken die correleren met algengroei bij het gebruik van rookgas als koolstofbron. Het voorgestelde protocol is bedoeld om de onzekerheid in de algenteelt te verminderen, wat een van de belangrijkste nadelen is van race...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het Regional Algal Feedstock Testbed-project, U.S. Department of Energy DE-EE0006269. We bedanken ook Esteban Jimenez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisneros, RAFT Team, Mark Mansfield, UA-personeel van energiecentrales en personeel van TEP-energiecentrales voor al hun hulp.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Adjustable speed motor (paddle wheel system)Leeson174307Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10
Aluminum weight boatsFisher Scientific08-732-102Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes
Ammonium Iron (III) (NH?)?[Fe(C?H?O?)?]Fisher Scientific1185 - 57 - 5Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate
Ammonium PhosphateSigma-Aldrich7722-76-1Deze chemische stof wordt gebruikt voor het geoptimaliseerde medium
Ampicillin sodium saltSigma AldrichA9518-5GDeze chemische stof wordt gebruikt om besmetting met algen te voorkomen
AutoclaveAmerex Instrument IncHirayama HA300MII
Bacto agarFisher ScientificBP1423500Fisher BioReagents Granulated Agar
BleachCloroxGermicidal Bleach, concentrated clorox
Boric Acid (H3BO3)Fisher Scientific10043-35-3Trace Elelements: Boorzuur
Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O)Sigma-Aldrich10035-04-8Medium preparation. Calcium chloride dihydrate
Carboys (20 L)Nalgene - Thermo Fisher Scientific2250-0050PKPolypropylene Carboy w/Handles
CentrifugeBeckman Coulter, IncJ2-21
ChloroformSigma-Aldrich67-66-3Deze chemische stof wordt gebruikt voor lipide-extractie
Citraplex 20% IronLoveland ProductsSDS No. 1000595582 -17-LPIhttps://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info
Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O)Sigma-Aldrich10026-22-9Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate
CompressorMakitaMAC700Deze apparatuur wordt gebruikt voor het injectiesysteem met CO2
Control ValveSierra InstrumentsSmartTrak 100Dit item moet worden aangepast aan uw toepassing. In ons geval werd een mengsel van 5% CO2 en 95% lucht gebruikt.
Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O)Sigma-Aldrich7758-99-8Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate
Data Logger: Campbell unit CR3000Scientific CampbellCR3000Deze apparatuur wordt gebruikt voor het regelen van het hele systeem, het besturen en het registreren van gegevens
Dissolvde Oxygen SolutionCampbell Scientific14055Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 - Lot No. 211085
Dissolved Oxygen probeSensorex?DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication
Electroconductivity calibration solutionRicca Chemical Company2245 - 32 ( R2245000-1A )Conductivity Standard, 5000 uS/cm bij 25C (2620 ppm TDS als NaCl)
Electroconductivity probe sensorHanna InstrumentsHI3003/DFlow-thru Conductivity Probe - NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O)Sigma-Aldrich6381-92-6Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate
FiltersFisher Scientific09-874-48Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters
FlasksFisher scientific09-552-40Pyrex Fernbach Flasks
FurnaceHogentoglerModel: F6020C-80Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Muffle Furnace
Glass dessicatorVWR International LLC75871-430Type 150, 140 mm diameter
Glass funnelFisher ScientificFB6005865Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels
Laminar flow hoodFisher Hamilton SafeairFisher Hamilton Stainless Safeair hume hood
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O)Fisher Scientific10034 - 99 - 8Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate
MethanolSigma-Aldrich67-56-1Lipid extraction solvent
Micro bubble DiffuserPentair Aquatic Eco-Systems1PMBD075Deze apparatuur wordt gebruikt voor het injectiesysteem met CO2
Microalgae: Chlorella SorokinianaNAABBDOE 1412
MicrooscopeCarl Zeiss 4291097
Microwave assistant extractionMARS, CEM CorportationCEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601
MnCl2*4H2OSigma-Aldrich13446-34-9Manganese(II) chloride tetrahydrate
MortarsFisher ScientificFB961BFisherbrand porselein mortels
Nitrogen evaporatorOrganomationN-EVAP 112 Nitrogen Evaporator (OA-SYS Heating System)
OvenVWR International LLC89511-410Forced Air Oven
Paddle Wheel8-bladige horizontale aspropeller. Dit komt meestal als onderdeel van de reactor met roerwielen.
Paddle wheel motorLeesonM1135042.00Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM.
PestlesFisher ScientificFB961MFisherbrand porselein stampers
pH and EC TransmitterHanna InstrumentsHI98143Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V.
pH calibration solutionsFisher Scientific13-643-003Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles
pH probe sensorHanna InstrumentsHI1006-2005Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m.
Pippete tipsFisher Scientific1111-28211000 ul TipOne graduated blue tip in racks
PippetterFisher Scientific13-690-032Eppendorf Res

Referenties

  1. The Intergovernmental Panel on Climate Change. , Available from: https://www.ipcc.ch/ (2018).
  2. Songolzadeh, M., Soleimani, M., Ravanchi, M., Songolzadeh, R. Carbon Dioxide Separation from Flue Gases: A Technological, Review Emphasizing Reduction in Greenhouse Gas Emissions. The Scientific World Journal. 2014, 1-34 (2014).
  3. Litynski, J., Klara, S., McIlvried, H., Srivastava, R. The United States Department of Energy's Regional Carbon Sequestration Partnerships program: A collaborative approach to carbon management. Environ International. 32 (1), 128-144 (2006).
  4. Cuellar-Bermudez, S., Garcia-Perez, J., Rittmann, B., Parra-Saldivar, R. Photosynthetic Bioenergy Utilizing CO2: an Approach on Flue Gases Utilization for Third Generation Biofuels. Journal of Clean Production. 98, 53-65 (2014).
  5. Cheah, W., Show, P., Chang, J., Ling, T., Juan, J. Biosequestration of Atmospheric CO2 and Flue Gas-Containing CO2 by Microalgae. Bioresource Technology. 184, 190-201 (2014).
  6. Kao, C., et al. Utilization of Carbon Dioxide in Industrial Flue Gases for the Cultivation of Microalga Chlorella sp. Bioresource Technology. 166, 485-493 (2014).
  7. White, C., Strazisar, B., Granite, E., Hoffman, S., Pennline, H. Separation and Capture of CO2 from Large Stationary Sources and Sequestration in Geological Formations. Journal of the Air and Waste Management Association. 53 (10), 1172-1182 (2003).
  8. Benemann, J. CO2 Mitigation with Microalgae Systems. Pergamon Energy Conversion Management Journal. 38, 475-479 (1997).
  9. U.S.Department of Energy. The Capture , Utilization and Disposal of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Fired Power Plants. Energy. 2, (1993).
  10. Granite, E., O'Brien, T. Review of Novel Methods for Carbon Dioxide Separation from Flue and Fuel Gases. Fuel Processesing Technology. 86 (14-15), 1423-1434 (2005).
  11. Benemann, J. Utilization of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Burning Power Plants with Biological Systems. Energy Conversion and Management. 34 (9-11), 999-1004 (1993).
  12. Joshi, C., Nookaraju, A. New Avenues of Bioenergy Production from Plants: Green Alternatives to Petroleum. Journal of Petroleum & Environmental Biotechnology. 03 (07), 3(2012).
  13. Chisti, Y. Constraints to commercialization of algal fuels. Journal of Biotechnology. 22, 166-186 (2013).
  14. Han, S., Jin, W., Tu, R., Wu, W. Biofuel production from microalgae as feedstock: current status and potential. Critical Reviews in Biotechnology. 35 (2), 255-268 (2015).
  15. Lam, M., Lee, K. Potential of using organic fertilizer to cultivate Chlorella vulgaris for biodiesel production. Applied Energy. 94, 303-308 (2012).
  16. de Godos, I., et al. Evaluation of carbon dioxide mass transfer in raceway reactors for microalgae culture using flue gases. Bioresource Technology. 153, 307-314 (2014).
  17. Posten, C., Schaub, G. Microalgae and terrestrial biomass as source for fuels a process view. Journal of Biotechnology. 142 (1), 64-69 (2009).
  18. Demirbas, M. Biofuels from algae for sustainable development. Applied Energy. 88 (10), 3473-3480 (2011).
  19. Shelef, G., Sukenik, A., Green, M. Microalgae Harvesting and Processing A Literature Review. , (1984).
  20. Pawlowski, A., Mendoza, J., Guzmán, J., Berenguel, J., Acién, F., Dormido, S. Effective utilization of flue gases in raceway reactor with event-based pH control for microalgae culture. Bioresource Technology. 170, 1-9 (2014).
  21. Zhu, B., Sun, F., Yang, M., Lu, L., Yang, G., Pan, K. Large-scale biodiesel production using flue gas from coal-fired power plants with Nannochloropsis microalgal biomass in open raceway ponds. Bioresource Technology. 174, 53-59 (2014).
  22. Kaštánek, F., et al. In-field experimental verification of cultivation of microalgae Chlorella sp. using the flue gas from a cogeneration unit as a source of carbon dioxide. Waste Management & Research. 28 (11), 961-966 (2010).
  23. Yadav, G., Karemore, A., Dash, S., Sen, R. Performance evaluation of a green process for microalgal CO2 sequestration in closed photobioreactor using flue gas generated in-situ. Bioresource Technology. 191, 399-406 (2015).
  24. Zhao, B., Su, Y., Zhang, Y., Cui, G. Carbon dioxide fixation and biomass production from combustion flue gas using energy microalgae. Energy. 89, 347-357 (2015).
  25. He, L., Chen, A., Yu, Y., Kucera, L., Tang, Y. Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations. Journal of Visualized Experiments. (80), e50718(2013).
  26. He, L., Subramanian, V., Tang, Y. Experimental analysis and model-based optimization of microalgae growth in photo-bioreactors using flue gas. Biomass and Bioenergy. 41, 131-138 (2012).
  27. Pidwirny, M. Fundamentals of Physical Geography, 2nd ed. , (2006).
  28. Van Den Hende, S., Vervaeren, H., Boon, N. Flue gas compounds and microalgae: (Bio-) chemical interactions leading to biotechnological opportunities. Biotechnology Advances. 30 (2012), 1405-1424 (2012).
  29. Jia, F., Kacira, M., Ogden, K. Multi-wavelength based optical density sensor for autonomous monitoring of microalgae. Sensors (Switzerland). 15 (9), 22234-22248 (2015).
  30. Unkefer, C., et al. Review of the algal biology program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 187-215 (2017).
  31. Neofotis, P., et al. Characterization and classification of highly productive microalgae strains discovered for biofuel and bioproduct generation. Algal Research. 15, 164-178 (2016).
  32. Huesemann, M., Van Wagenen, J., Miller, T., Chavis, A., Hobbs, S., Crowe, B. A screening model to predict microalgae biomass growth in photobioreactors and raceway ponds. Biotechnology Bioengineering. 110 (6), 1583-1594 (2013).
  33. Huesemann, M., et al. Estimating the Maximum Achievable Productivity in Outdoor Ponds: Microalgae Biomass Growth Modeling and Climate Simulated Culturing. Microalgal Production for Biomass and High-Value Products. 28 (2016), 113-137 (2016).
  34. Ramezan, M., Skone, T., Nsakala, N., Lilijedahl, G. Carbon Dioxide Capture from Existing Coal-Fired Power Plants. , 268(2007).
  35. Huesemann, M., et al. A validated model to predict microalgae growth in outdoor pond cultures subjected to fluctuating light intensities and water temperatures. Algal Research. 13, 195-206 (2016).
  36. Mendoza, J., et al. Fluid-dynamic characterization of real-scale raceway reactors for microalgae production. Biomass and Bioenergy. 54, 267-275 (2013).
  37. Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. , (2017).
  38. Park, J., Craggs, R., Shilton, A. Wastewater treatment high rate algal ponds for biofuel production. Bioresource Technology. 102 (1), 35-42 (2011).
  39. Mata, T., Martins, A., Caetano, N. Microalgae for biodiesel production and other applications: A review. Renewewable and Sustainable Energy Reviews. 14 (1), 217-232 (2010).
  40. Qiu, R., Gao, S., Lopez, P., Ogden, K. Effects of pH on cell growth, lipid production and CO2 addition of microalgae Chlorella sorokiniana. Algal Research. 28, 192-199 (2017).
  41. Molina Grima, E., Fernández, F., Garcıa Camacho, F., Chisti, Y. Photobioreactors: light regime, mass transfer, and scaleup. Journal of Biotechnology. 70 (1-3), 231-247 (1999).
  42. Padmanabhan, Y. P. Technical insight on the requirements for CO2-saturated growth of microalgae in photobioreactors. 3 Biotech. 7 (2), 1-7 (2017).
  43. Vonshak, A., Torzillo, G. Environmental Stress Physiology. Handbook of Microalgal Culture. 4 (2007), Chapter 4 57-82 (2007).
  44. Morales, M., Sánchez, L., Revah, S. The impact of environmental factors on carbon dioxide fixation by microalgae. Federation of European Microbiological Society Microbiology Letters. 365 (3), 1-11 (2018).
  45. Cuaresma, M., Janssen, M., Vílchez, C., Wijffels, R. Horizontal or vertical photobioreactors? How to improve microalgae photosynthetic efficiency. Bioresource Technology. 102 (8), 5129-5137 (2011).
  46. Richmond, A., Zou, N. Efficient utilisation of high photon irradiance for mass production of photoautotrophic micro-organisms. Journal of Applied Phycology. 11 (1), 123-127 (1999).
  47. Kurpan, D., Silva, A., Araújo, O., Chaloub, R. Impact of temperature and light intensity on triacylglycerol accumulation in marine microalgae. Biomass and Bioenergy. 72, 280-287 (2015).
  48. Maedal, K., Owadai, M., Kimura, N., Karubd, I. CO2 fixation from the flue gas on coal-fired thermal power plant by microalgae To screen microalgac which arc suitable for direct CO2 fixation , microalgae were sampled from. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 717-720 (1995).
  49. Sakai, N., Sakamoto, Y., Kishimoto, N., Chihara, M., Karube, I. Strain from Hot Springs Tolerant to High Temperature and high CO2. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 693-696 (1995).
  50. Lam, M., Lee, K., Mohamed, A. Current status and challenges on microalgae-based carbon capture. International Journal of Greenhouse Gas Control. 10, 456-469 (2012).
  51. Raeesossadati, M., Ahmadzadeh, H., McHenry, M., Moheimani, N. CO2 Bioremediation by Microalgae in Photobioreactors: Impacts of Biomass and CO2 Concentrations, Light, and Temperature. Algal Research. 6, 78-85 (2014).
  52. Mendoza, J., et al. Oxygen transfer and evolution in microalgal culture in open raceways. Bioresource Technology. 137, 188-195 (2013).
  53. Carvalho, A., Malcata, F., Meireles, A. Microalgal Reactors A Review of Enclosed System Designs and Performances. Biotechnology Progress. 22 (6), 1490-1506 (2006).
  54. Pires, J., Alvim-Ferraz, M., Martins, F., Simões, M. Carbon dioxide capture from flue gases using microalgae: Engineering aspects and biorefinery concept. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 16 (5), 3043-3053 (2012).
  55. Lam, M., Lee, K. Microalgae biofuels: A critical review of issues, problems and the way forward. Biotechnology Advances. 30 (3), 673-690 (2012).
  56. Chisti, Y. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in Biotechnology. 26 (3), 126-131 (2008).
  57. K̈oppen, W., Volken, E., Brönnimann, S. The Thermal Zones of the Earth According to the duration of Hot, Moderate and Cold Periods and to the Impact of Heat on the Organic. Meteorologische Zeitschrift. 20 (3), 351-360 (2011).
  58. Lammers, P., et al. Review of the Cultivation Program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 166-186 (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Rookgasopen racewayvijverChlorella sorokinianapH controlesysteemoptische dichtheidssensorbiomassa productiviteitkoolstoffixatiebiobrandstofproductie
Koppeling van koolstofafvang uit een energiecentrale met semi-geautomatiseerde open racewayvijvers voor de teelt van microalgen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.