Methodenartikel

Ontwikkeling van een selectief perfusiesysteem van de aortaboog in een varkensmodel voor verbloeding van een hartstilstand

DOI:

10.3791/61573

⸱

25 augustus 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1R Adams Cowley Shock Trauma Center, 2Department of Vascular Surgery, The James Cook University Hospital, 3Uniformed Services University of the Health Sciences

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het doel van dit protocol is het demonstreren van een model voor exsanguinatie van hartstilstand bij varkens en een speciaal gebouwd selectief aortaboogperfusiecircuit voor translationeel onderzoek.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bloeding vormt de meerderheid van de mogelijk te voorkomen sterfgevallen door trauma. Er is een groeiende belangstelling voor endovasculaire reanimatietechnieken zoals selectieve aortaboogperfusie (SAAP) voor patiënten met een hartstilstand. Dit omvat actieve perfusie van de coronaire circulatie via een thoracale aortaballonkatheter en nadert klinische toepassing. De techniek is echter complex en vereist verfijning in diermodellen voordat menselijk gebruik kan worden overwogen. Dit artikel beschrijft een groot diermodel van exsanguinatie hartstilstand behandeld met een op maat gemaakt SAAP-systeem.

De varkens werden verdoofd, geïnstrumenteerd en er werd een splenectomie uitgevoerd voordat een gecontroleerde, logaritmische verbloeding werd gestart. Dieren werden gehepariniseerd en het vergoten bloed werd verzameld in een reservoir. Zodra een hartstilstand was waargenomen, werd het bloed via een extracorporaal circuit in een oxygenator gepompt en vervolgens toegediend via een ballonkatheter van 10 Fr die in de thoracale aorta werd geplaatst.

Dit resulteerde in de terugkeer van een spontane circulatie (ROSC), zoals aangetoond door ECG en aortaworteldrukgolfvorm. Dit model en het bijbehorende SAAP-systeem maken gestandaardiseerd en reproduceerbaar herstel van een hartstilstand door verbloeding mogelijk.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bloeding is verantwoordelijk voor het merendeel van de mogelijk te voorkomen sterfgevallen door trauma's1. In de terminale stadia van verbloeding wordt de coronaire perfusie verminderd, wat leidt tot een hartstilstand en de dood. De huidige strategieën – intraveneuze transfusie en hartmassage – zijn niet effectief omdat ze het falen van coronaire perfusie niet aanpakken.

SAAP is een op katheter gebaseerde reanimatietechniek die tot doel heeft dit probleem aan te pakken door de infusie van zuurstofrijke reanimatievloeistof en medicijnen rechtstreeks naar de proximale aorta, waardoor de coronaire en cerebrale circulatie wordt doordrenkt. Beperkte varkensstudies hebben veelbelovende resultaten aangetoond bij het herstellen van de hartactiviteit na ventriculaire fibrillatie en hemorragische hartstilstand 2,3,4. Het SAAP-onderzoek is echter aan de gang en de techniek bevindt zich nog in de preklinische fase.

Er zijn verschillende technische uitdagingen met SAAP. Het is van cruciaal belang dat een bepaald volume perfusaat via de katheter wordt toegediend met een nauwkeurige infusiesnelheid, en momenteel is er geen in de handel verkrijgbare, door de FDA goedgekeurde katheter voor gebruik in SAAP. De techniek vereist een specifiek circuit dat in staat is om perfusaat tijdens SAAP efficiënt op te slaan, van zuurstof te voorzien en af te geven. Het doel van deze studie is het presenteren van een diermodel voor een traumatische pulsloze elektrische activiteit (PEA) bij een hartstilstand en een op maat gemaakt, betrouwbaar SAAP-systeem voor gebruik bij het verkennen van dit hulpmiddel bij het onderzoeken van dieren met verbloeding.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd uitgevoerd in de Medical School Teaching Facility (MSTF, University of Maryland, Baltimore, MD, VS), die is geaccrediteerd door de American Association for Laboratory Animal Science. Het onderzoeksprotocol werd goedgekeurd door de lokale Institutional Animal Care and Use Committee.

1. Selectie en huisvesting van dieren

  1. Gebruik volwassen mannelijke varkens (Sus Scrofa) met een gewicht van 60-80 kg.
  2. Na aankomst in de dierenfaciliteit, huisvest u de dieren één per kooi, maar met de mogelijkheid om met dieren in de aangrenzende kooien om te gaan.
  3. Huisvesting van de dieren voor minimaal 48 uur om acclimatisatie te garanderen. Geef de dieren vrije toegang tot water en voer ze een standaardvoer tot de avond voor de proef, wanneer de dieren nuchter moeten worden om het risico van aspiratie tijdens intubatie te minimaliseren.
  4. Controleer de dieren regelmatig om te bevestigen dat ze in goede gezondheid verkeren.

2. Sedatie en inductie van algehele anesthesie

  1. Kalmeer het dier terwijl het zich nog in zijn huisvestingsgebied bevindt door intramusculaire injectie van Telazol (4-5 mg/kg)/xylazine (1,8-2,2 mg/kg) caudaal naar het oor of in de gluteusspier.
  2. Vervoer het dier van de huisvesting naar de operatiekamer en plaats het in dorsale lighouding op de operatietafel.
  3. Plaats een pulsoximetriesonde op het oor van het dier, plaats een gezichtsmasker op de snuit van het dier en geef Isofluraan in 100% O2, totdat de onderkaak ontspannen is, om anesthesie op te wekken.
  4. Plaats een endotracheale (ET) buis met behulp van een laryngoscoop. Dit moet worden bereikt door de kaken open te houden, de tong naar buiten te trekken, de epiglottis te identificeren, de punt van de laryngoscoop in de orofarynx te steken en de epiglottis uit het zachte gehemelte te verplaatsen. Beweeg de ET-buis 6-10 cm door de stemplooien en draai deze vervolgens in een gebogen neerwaartse positie ten opzichte van de bovenkant van de kop van het dier.
  5. Blaas de ET-manchet op met lucht met 10 cm3, bevestig de ET-buis aan de snuit van het dier met behulp van gaasbanden en ausculteer de borst van het dier om de juiste plaatsing van de buis te bevestigen.
  6. Sluit de ET-slang aan op een mechanische ventilator via een warmte- en vochtwisselaar.
  7. Bevestig de juiste mechanische ventilatorinstellingen om een geïnspireerde O2-fractie van 30% te leveren, met een ademvolume van 7-10 ml per kg lichaamsgewicht, een ademhalingsfrequentie van 10-15 ademhalingen/min, gericht op een einde tidal CO2 -spanning van 38-42 mmHg.
  8. Gebruik 1,5-3% isofluraan om de anesthesie te behouden. Beoordeel regelmatig de ademhalingsparameters van het dier.

3. Operatie

  1. Sterilisatie en voorbereiding op de operatieplaats
    1. Verwijder het haar dat over de plaats ligt voor de laparotomie, incisie en percutane toegangsplaatsen met behulp van een elektrische tondeuse.
    2. Schrob alle incisieplaatsen en percutane prikplaatsen met betadine en laat drogen.
    3. Plaats steriele gordijnen rond de operatieplaatsen om de steriele operatievelden te behouden en besmetting te voorkomen. Zet deze op hun plaats met nietjes.
    4. Trek de voor- en achterhoeven met lichte buiging terug en houd ze op hun plaats vast met touw of tape.
    5. Plaats de ECG-kleefelektroden op de rechter voorpoot, linker voorpoot, rechter achterpoot en linker achterpoot en over de xiphoid. Bevestig de juiste ECG-kabels aan de zelfklevende elektroden.
  2. Laparotomie
    1. Gebruik elektrocauterisatie om een abdominale incisie van 20 cm op de middellijn te maken.
    2. Gebruik elektrocauterisatie om het onderhuidse weefsel en de linea alba te ontleden. Betreed de peritoneale holte onder direct zicht met behulp van een schaar.
  3. Splenectomie
    1. Verwijder de milt om autotransfusie als reactie op verbloeding te voorkomen.
    2. Breng de milt in de middellijnwond, klem de hilumvaten vast met twee hemostaten en transecteer tussen de hemostaten. Afbinden van de doorgesneden uiteinden met 0 zijden banden.
    3. Identificeer de dieper liggende korte maagvaten, plaats twee hemostaten, doorsnijd de bloedvaten tussen de hemostaten en lig de uiteinden met 0 zijden banden.
    4. Inspecteer de afgeligde bloedvaten zorgvuldig om hemostase te garanderen. Ligate eventuele bloedende vaten.
    5. Onderzoek de milt in situ om er zeker van te zijn dat deze vrij is ontleed en verwijder deze.
  4. Cystostomie
    1. Lever de blaas af via de laparotomiewond.
    2. Pak het ventrale deel van de blaas vast tussen twee DeBakey-klemmen en maak met een schaar een incisie van 1 cm.
    3. Steek een afzuigkatheter in de opening en verwijder de urine uit de blaas.
    4. Plaats een 14 Fr urinekatheter in de blaas. Blaas de katheterballon op met 10 ml zoutoplossing.
    5. Plaats een hechtdraad met behulp van een 3.0 nylon hechtdraad om de katheter in de blaas vast te zetten om morsen van urine te voorkomen.
    6. Sluit de katheter aan op een opvangzak.
    7. Sluit de laparotomiewond met een rijgsteek met behulp van een 3'0 nylon hechtdraad.

4. Instrumentatie

NOTITIE: Zie Tabel 1 voor de belangrijkste stappen bij het aansluiten van het SAAP-circuit.

  1. Percutane vasculaire toegang
    1. Cannulatie van de rechter en linker interne halsader (Figuur 1)
      1. Visualiseer met behulp van echografie (US) de interne halsader; Het bevindt zich meestal ongeveer 2-3 cm diep van de huid in de halsgroef.
      2. Prik de huid aan met een naald van 18 G die in een hoek van 45° ten opzichte van de huid wordt geplaatst en breng deze onder Amerikaans zicht in het veneuze lumen. Leid een 0.035" Seldinger voerdraad door de naald.
      3. Verwijder de naald en zorg ervoor dat de voerdraad in het veneuze lumen blijft.
      4. Maak een huidincisie van 5 mm naast de draad en rijg een mantel van 7 Fr met een dilatator in de ader over de voerdraad.
      5. Verwijder de voerdraad en de inbrenger en laat de huls op zijn plaats. Zet de huls op zijn plaats door deze aan de huid te hechten met 1.0 zijden hechtingen.
      6. Herhaal de bovenstaande stappen om de contralaterale interne halsader te cannuleren.
        OPMERKING: Een van de halsaderomhulsels wordt gebruikt voor het bewaken van de rechteratriumdruk, de andere kan worden gebruikt voor medicijnafgifte, afhankelijk van het onderzoeksprotocol. Als alternatief kunnen externe halsaders worden gebruikt voor canulatie.
    2. Cannulatie van de halsslagader (Figuur 1)
      1. Zoek de halsslagader net lateraal van de luchtpijp met behulp van Amerikaanse begeleiding.
      2. Prik de huid aan met een naald van 18 G die in een hoek van 45° ten opzichte van de huid is geplaatst en breng deze in het arteriële lumen onder Amerikaans zicht, haal een 0,035" Seldinger-voerdraad door de naald.
      3. Verwijder de naald en zorg ervoor dat de voerdraad in het arteriële lumen blijft.
      4. Maak een incisie van 5 mm in de huid naast de draad en rijg een mantel van 7 Fr met een dilatator in de slagader over de voerdraad.
      5. Verwijder de voerdraad en de inbrenger en laat de huls op zijn plaats. Zet de huls op zijn plaats door deze aan de huid te hechten met 1.0 zijden hechtingen.
    3. Canulatie van de rechter en linker dijbeenslagader
      1. Zoek de rechter dijbeenslagader in het dijbeenkanaal met behulp van Amerikaanse richtlijnen.
      2. Prik de huid aan met een naald van 18 G in een hoek van 45° ten opzichte van de huid en breng deze in het arteriële lumen onder Amerikaans zicht. Leid een 0.035" Seldinger voerdraad door de naald.
      3. Verwijder de naald en zorg ervoor dat de voerdraad in het arteriële lumen blijft.
      4. Maak een incisie van 10 mm in de huid naast de draad.
      5. Rijg een 14 Fr huls met een dilatator in de slagader over de voerdraad.
      6. Verwijder de voerdraad en de inbrenger en laat de huls op zijn plaats. Zet de huls op zijn plaats door deze aan de huid te hechten met 1.0 zijden hechtingen.
      7. Voor de linker dijbeenslagader lokaliseert u de linker dijbeenslagader in het dijbeenkanaal met behulp van US.
      8. Prik de huid aan met een naald van 18 G in een hoek van 45° en breng deze onder Amerikaans zicht in het arteriële lumen. Leid een 90 cm 0,035" Seldinger voerdraad door de naald.
      9. Verwijder de naald en zorg ervoor dat de voerdraad in het arteriële lumen blijft.
      10. Maak een incisie van 10 mm in de huid naast de draad.
      11. Rijg een 18 cm lange, 15 Fr ECMO-canule in de slagader via de voerdraad.
      12. Verwijder de voerdraad samen met de dilatator en klem het distale uiteinde van de canule vast om het bloeden aan de achterkant te voorkomen.
    4. Cannulatie van de dijbeenader
      1. Lokaliseer de dijbeenader in het dijbeenkanaal met behulp van Amerikaanse richtlijnen.
      2. Prik de huid aan met een naald van 18 G in een hoek van 45° en breng deze onder Amerikaans zicht in het veneuze lumen, haal een 0,035" Seldinger-voerdraad door de naald.
      3. Verwijder de naald en zorg ervoor dat de voerdraad in het veneuze lumen blijft.
      4. Maak een incisie van 5 mm in de huid naast de draad en rijg een centraal veneuze katheter van 9 Fr met een inbrenger in de ader over de voerdraad.
      5. Verwijder de voerdraad en de inbrenger en laat de katheter op zijn plaats. Zet de lijn op zijn plaats door deze aan de huid te hechten met 1.0 zijden hechtingen.
  2. Percutane vasculaire monitoring (Figuur 1)
    1. Aortawortel druk
      1. Met behulp van fluoroscopie wordt een micromanometerkatheter ingebracht in de 7 Fr-schede in de rechter halsslagader.
      2. Controleer of de kathetertip zich in de aortaboog bevindt door de golfvorm van de aortadruk te visualiseren die wordt weergegeven op het scherm voor gegevensverzameling.
    2. Rechter atriale druk
      1. Met behulp van fluoroscopie wordt een eerder gekalibreerde micromanometerkatheter ingebracht in de 7 Fr-huls in de rechter interne halsader.
      2. Bevestig de plaatsing van de kathetertip in het rechter atrium door de drukgolfvorm te observeren die wordt weergegeven op het scherm voor gegevensverzameling.

5. Verbloeding

  1. De installatie voorbereiden
    1. Injecteer 15.000 IE ongefractioneerde heparine via de zijarm van de IJV-schede.
    2. Vul de verbloedingsslang in de rol van de slangenpomp die voor de verbloeding wordt gebruikt.
    3. Sluit het ene uiteinde van de slang aan op het circuitreservoir met behulp van standaard IV-slang.
    4. Sluit het andere uiteinde van de slang van de verbloedingspomp aan met behulp van een rechte koppeling en een 2-inch segment van 1/4" ID-slang met het uiteinde van de 15 Fr ECMO-canule in de dijbeenslagader.
    5. Verwijder de klem van de 15 Fr canule.
    6. Bereken logaritmische verbloedingsfrequentie-intervallen met behulp van de formule5. De lengte van het interval en het verbloedingspercentage zijn afhankelijk van het onderzoeksprotocol.
      figure-protocol-1
    7. Stel de gewenste pompsnelheid in volgens het protocol met behulp van de programmeerbare specifieke pompcomputersoftware -PUMPTERM.
    8. Sluit de computer aan op de programmeerbare pomp met behulp van een standaard Ethernet-poort. Zodra de geregelde pomp is geprogrammeerd met een bijgewerkt begindebiet dat op het digitale display wordt weergegeven, kan deze worden losgekoppeld van de computer.
  2. Pomp gecontroleerde verbloeding
    1. Begin met het verbloeden door op de START/ STOP-knop op de pomp te drukken.
    2. Ga door met de verbloeding volgens het protocol totdat PEA wordt aangetoond door verlies van aortadruk (SBP <10 mmHg) met verlies van pulsatiliteit in de golfvorm van de aortaworteldruk, vergezeld van sinus-ECG-ritme.
    3. Stop de verbloeding door handmatig op de START/ STOP-knop op de pomp te drukken.

6. SAAP

  1. Voorbereiding van het SAAP-circuit
    1. Construeer de circuitslang met behulp van Y en rechte connectoren met weerhaken en 3/8" ID-slangen om een reperfusieledemaat, hoofdperfusieledemaat, SAAP-perfusieledemaat en een perifere perfusieledemaat op te nemen (Figuur 2). Zet de verbindingen vast met kabelbinders.
    2. Sluit de proximale slang aan op het bloedreservoir.
    3. Sluit de slang aan op de centrifugaalpomp.
    4. Sluit de slang aan op de oxygenator.
    5. Sluit de oxygenator aan op de zuurstofbron met behulp van een standaard zuurstofslang door deze in de zuurstofinfusiepoort op de oxygenator te steken.
    6. Laad de hoofdperfusie-ledemaat van het circuit in de peristaltische pompkop.
    7. Lever de zuurstof af met 6 l/min door aan de knop op de zuurstofcilinder te draaien.
    8. Voeg 15.000 IE ongefractioneerde heparine toe aan het circuitreservoir.
    9. Controleer of het perfusieledemaat van het circuit is afgeklemd en dat het reperfusieledemaat open is terwijl het vergoten bloed tijdens de verbloeding in het bloedreservoir wordt gepompt. Activeer de centrifugaalpomp in het SAAP-circuit door op de START/ STOP-knop te drukken en stel het debiet in op elke snelheid. Hierdoor kan het bloed circuleren, waardoor stolling wordt voorkomen.
    10. Markeer de lengte van het inbrengen van de ballon door deze extern tegen anatomische oriëntatiepunten te plaatsen. Streef ernaar dat de ballon in de proximale thoracale aorta zit.
    11. Spoel de SAAP-katheter door en controleer of er een 3-weg kraan aan de katheternaaf is bevestigd.
    12. Controleer of de ballon volledig is leeggelopen en controleer of de katheter een 2-weg kraan heeft bij de ballonpoort.
    13. Vul een spuit van 60 ml voor met een oplossing van 0,1 mg epinefrine (in 1 ml), 10 ml contrastmiddel en 49 ml zoutoplossing. Deze oplossing is de aortaklep (AV) sluitingsbolus die onmiddellijk voorafgaand aan SAAP-perfusie wordt geïnjecteerd om retrograde vulling van de linkerventrikel te voorkomen.
    14. Vul een andere spuit voor met 15 ml zoutoplossing/contrastvloeistof (1:1). Dit wordt gebruikt om de katheterballon op te blazen.
    15. Stel de peristaltische pomp in het SAAP-circuit in om het perfusaat (zuurstofrijk bloed) af te geven met een snelheid van 10 ml/kg van het lichaamsgewicht van het dier door de pomp handmatig te programmeren met behulp van de knoppen "omhoog" en "omlaag" op de pompknop.
  2. SAAP-levering
    1. Breng de SAAP-katheter in de 14 Fr-huls in de dijbeenslagader in tot een vooraf bepaalde lengte, bevestig de spuit voorgevuld met 15 ml contrastoplossing met zoutoplossing aan de ballonpoort (Figuur 2) en injecteer het volume van de spuit om de ballon op te blazen.
    2. Bevestig de plaatsing van de ballon met fluoroscopie.
    3. Sluit het SAAP-perfusieledemaat aan op de SAAP-katheter en het perifere perfusieledemaat op de veneuze katheter (Figuur 3).
    4. Sluit de reperfusie-ledemaat van het SAAP-circuit door er de klem op aan te brengen en open de perfusie-ledemaat door de klem eraf te halen (Figuur 2).
    5. Bevestig de eerder voorgevulde spuit van 60 ml met AV-sluitingsbolus aan de zijpoort van de driewegkraan bij het arteriële lumen van de SAAP-katheter (Afbeelding 3) en injecteer snel handmatig het volledige volume van de spuit, gevolgd door het sluiten van de zijpoort van de spuit.
    6. Open onmiddellijk de eindpoort van de kraan van de arteriële poort.
    7. Start de peristaltische pomp in het SAAP-circuit door op de RUN/STOP-knop te drukken.
    8. Stop na zestig seconden de slangenpomp door op de RUN/STOP-knop te drukken.
    9. Laat de SAAP-ballon leeglopen door het volledige volume uit de SAAP-ballonpoort op te zuigen.
    10. Sluit de stroom naar de katheter af met de stopkraan bij het arteriële lumen van de katheter.
    11. Beoordeel het SBP- en ECG-ritme.
      OPMERKING: Als na 2 minuten na het starten van SAAP SBP 90 mmHg <, kunnen maximaal 7 bolussen van 200 ml gehepariniseerd vergoten bloed of vooraf gekocht citrerend volbloed via de SAAP worden toegediend om SBP >90 mmHg te behouden.
      1. Als opgeslagen bloed wordt gebruikt voor SAAP, is co-infusie met calciumgluconaat nodig om citraatcalciumbinding in het myocardium te voorkomen. Injecteer calciumgluconaat onmiddellijk voor SAAP-perfusie met behulp van een spuit die is bevestigd aan de zijpoort van de 3-weg kraan die is aangesloten op de SAAP-katheter. Gebruik 1 gram calciumgluconaat per verpakte RBC-eenheid en 3 gram per volbloedeenheid5.
      2. Als het dier ventriculaire fibrillatie of ventriculaire tachycardie ontwikkelt, probeer dan defibrillatie door peddels over het borstbeen en de top te plaatsen en, na toestemming van het personeel, contact op te nemen met het dier.
        1. Ga door met ventileren, koppel onmiddellijk voor het toedienen van schokken de druktransducers los van de signaalconditioneringseenheden - sluit deze onmiddellijk na het toedienen van de schok weer aan.
        2. Dien een schok toe met een bifasische defibrillator vanaf 150 J, beoordeel het ritme opnieuw gedurende maximaal één minuut hierna. Als ventriculaire tachycardie of fibrillatie aanwezig is, lever dan nog twee schokken af bij 200 J na één minuut ritmebeoordeling na elke schok.
          OPMERKING: Het defibrillatie-algoritme dat hier wordt gebruikt, is voor een bifasische defibrillator, monofasische defibrillatoren hebben meestal minder energie nodig. Als andere hartritmes worden vastgesteld - boezemfibrilleren, PEA enz., mag geen defibrillatie worden geprobeerd en moet het dier worden behandeld volgens het specifieke onderzoeksprotocol.

7. Perifere perfusie

OPMERKING: Na succesvolle SAAP-reanimatie, afhankelijk van het onderzoeksprotocol, kan verdere volumevervanging perifeer worden voortgezet met behulp van het SAAP-circuit.

  1. Klem de SAAP-perfusieledemaat van de hoofdperfusieledemaat vast.
  2. Controleer of het perifere perfusieledemaat van het SAAP-circuit is aangesloten op de zijarm van de katheter in de dijbeenader en dat de kranen en slangen open zijn.
  3. Zorg ervoor dat de juiste reanimatievloeistof en het juiste volume zich in het SAAP-reservoir bevinden.
  4. Zorg ervoor dat de recirculatie-ledemaat van het SAAP-circuit is vastgeklemd.
  5. Laat de vloeistof infuseren volgens de protocolbehoeften door de juiste debietinstellingen op de peristaltische pomp in te stellen.

8. Euthanasie

  1. Aan het einde van het experiment euthanaseer het dier door >2 mmol/kg kaliumchloride in een centrale ader te injecteren en wacht op 1 minuut asystolie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De bloeddruk van de aortawortel was 83/58 mmHg bij aanvang en daalde geleidelijk tot 0-10 mmHg tijdens de verbloeding. Na het begin van pulsloze elektrische activiteit (PEA) werd SAAP uitgevoerd, waarbij de systolische bloeddruk snel steeg tot 120 mmHg voor de duur van SAAP (Figuur 4). Na stopzetting van SAAP en het leeglopen van de aortaballon daalde de BSP tot ongeveer 60 mmHg, maar het nam geleidelijk weer toe tijdens de post-SAAP-periode tot basisniveau,...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Voldoende perfusaat oxygenatie is een cruciaal vermogen van SAAP12. We gebruiken een filter dat is geïntegreerd met een reservoir. Het filter is via standaard zuurstofslangen aangesloten op een zuurstofcilinder. De zuurstofstroom wordt met 6 l/min aan de oxygenator geleverd. De centrifugaalpomp die in het circuit is ingebouwd, stuwt het bloed voort, dat door de oxygenator wordt gefilterd. Voldoende oxygenatie kan worden bevestigd door een bloedgasanalyse uit te vo...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

JJ Morrison is lid van de klinische adviesraad van Prytime Medical Inc. Alle andere auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De standpunten in dit artikel zijn die van de auteur(s) en weerspiegelen niet het officiële beleid van het ministerie van Leger/Marine/Luchtmacht, het Ministerie van Defensie of de Amerikaanse regering.

Financiering voor deze studie werd ontvangen door de Universiteit van Maryland, School of Medicine.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
3/8” ID tubingSaint-GobainE-3603Deze slang wordt in het hele circuit gebruikt.
1/4" TubingTygonE-36032" segment voor een connector tussen Exsanguination slang en ECMO canule
3-weg stopkoppelingHarvard Apparatus72-2658Standaard stopkoppeling
2-weg stopkoppelingHarvard Apparatus72-2650Standaard stopkoppeling
Barbed ConnectorsHarvard Apparatus72-1587Y-connectors
Barbed ConnectorsHarvard Apparatus72-1575Rechte connectors
BloedreservoirLivaNova50715Deze wordt samen met de oxygenator verkocht
KabelbindersCommercial ElectricGT-200STStandaard kabelbinders.
Centrifuge pomp BVP-ZISMATECISM 446Centrifuge pomp gebruikt voor recirculatie van bloed
Gecontroleerde peristaltiek pompNew Era Pump SystemsNE-9000BPeristaltiek pomp voor Exsanguination
ECMO canuleMedtronic96570-015Exsanguination canule
GasslangAirLife1302Standaard zuurstofslang
ZuurstofbronAirGasOX USP300Standaard zuurstoftank met flowmeter
OxygenatorLivaNova50715Deze wordt samen met het reservoir verkocht
Peristaltiek pomp 1 MCPISMATECISM 405SAAP peristaltiek pomp
SAAP kathetern/an/aPropriëtaire katheter ontworpen door Dr. Manning
Veneuze katheterTeleflexCDC-29903-1A9 French single lumen katheter

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kauvar, D. S., Lefering, R., Wade, C. E. Impact of Hemorrhage on Trauma Outcome: An Overview of Epidemiology, Clinical Presentations, and Therapeutic Considerations. Journal of Trauma-Injury Infection. 60 (6), 3-11 (2006).
  2. Manning, J. E., et al. Selective aortic arch perfusion using serial infusions of perflubron emulsion. Academic Emergency Medicine. 4 (9), 883-890 (1997).
  3. Manning, J. E., et al. Selective aortic arch perfusion during cardiac arrest: a new resuscitation technique. Annals of Emergency Medicine. 21 (9), 1058-1065 (1992).
  4. Manning, J. E., et al. Selective aortic arch perfusion during cardiac arrest: enhanced resuscitation using oxygenated perflubron emulsion, with and without aortic arch epinephrine. Annals of Emergency Medicine. 29 (5), 580-587 (1997).
  5. Madurska, M. J., et al. The Cardiac Physiology Underpinning Exsanguination Cardiac Arrest. Shock. , (2020).
  6. Manning, J. E., et al. Selective aortic arch perfusion with hemoglobin-based oxygen carrier-201 for resuscitation from exsanguinating cardiac arrest in swine. Critical Care Medicine. 29 (11), 2067-2074 (2001).
  7. Madurska, M. J., Sachse, K. A., Jansen, J. O., Rasmussen, T. E., Morrison, J. J. Fibrinolysis in trauma: a review. European Journal of Trauma & Emergency Surgery. 44 (1), 35-44 (2018).
  8. Ontaneda, A., Annich, G. M. Novel Surfaces in Extracorporeal Membrane Oxygenation Circuits. Frontiers of Medicine (Lausanne). 5, 321(2018).
  9. Barnard, E. B. G., et al. A comparison of Selective Aortic Arch Perfusion and Resuscitative Endovascular Balloon Occlusion of the Aorta for the management of hemorrhage-induced traumatic cardiac arrest: A translational model in large swine. PLoS Medicine. 14 (7), 1002349(2017).
  10. Hoops, H. E., et al. Selective aortic arch perfusion with fresh whole blood or HBOC-201 reverses hemorrhage-induced traumatic cardiac arrest in a lethal model of noncompressible torso hemorrhage. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 87 (2), 263-273 (2019).
  11. Manning, J. E., Ross, J. D., McCurdy, S. L., True, N. A. Aortic Hemostasis and Resuscitation: Preliminary Experiments Using Selective Aortic Arch Perfusion With Oxygenated Blood and Intra-aortic Calcium Coadministration in a Model of Hemorrhage-induced Traumatic Cardiac Arrest. Academic Emergency Medicine. 23 (2), 208-212 (2016).
  12. Frankel, D. A. Z., et al. Physiologic response to hemorrhagic shock depends on rate and means of hemorrhage. Journal of Surgical Research. 143 (2), 276-280 (2007).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Thoracic Aortic Balloon CatheterExtracorporeal CircuitOxygenatorReturn of Spontaneous CirculationSplenectomyHeparinizationLogarithmic Exsanguination
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen