Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Levering van gehalogeneerde agent in varkensmodel van acuut respiratoir distress-syndroom via een apparaat van het type intensive care-afdeling

2.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61644

⸱

24 september 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Perioperative Medicine, CHU Clermont-Ferrand, 2GReD, CNRS, INSERM, Université Clermont Auvergne, 3GRC 29, AP-HP, DMU DREAM, Department of Anesthesiology and Critical Care, Pitié-Salpêtrière Hospital, Sorbonne University, 4Department of Biochemistry and Molecular Genetics, CHU Clermont-Ferrand, 5Division of Allergy, Pulmonary, and Critical Care Medicine, Vanderbilt University Medical Center

In dit artikel

Samenvatting

We beschrijven een model van zoutzuur-geïnduceerd acute respiratory distress syndrome (ARDS) bij biggen die sedatie krijgen met gehalogeneerde middelen, isofluraan en sevofluraan, via een apparaat dat wordt gebruikt voor geïnhaleerde intensive care-sedatie. Dit model kan worden gebruikt om de biologische mechanismen van gehalogeneerde middelen op longletsel en -herstel te onderzoeken.

Samenvatting

Acute respiratory distress syndrome (ARDS) is een veel voorkomende oorzaak van hypoxemische respiratoire insufficiëntie en overlijden bij ernstig zieke patiënten, en er is een dringende behoefte om effectieve therapieën te vinden. Preklinische studies hebben aangetoond dat geïnhaleerde gehalogeneerde middelen gunstige effecten kunnen hebben in diermodellen van ARDS. De ontwikkeling van nieuwe apparaten voor het toedienen van gehalogeneerde middelen met behulp van moderne intensive care unit (ICU) beademingsapparaten heeft de afgifte van gehalogeneerde middelen aan IC-patiënten aanzienlijk vereenvoudigd. Omdat eerder experimenteel en klinisch onderzoek potentiële voordelen suggereerde van gehalogeneerde vluchtige stoffen, zoals sevofluraan of isofluraan, voor longalveolaire epitheliale letsel en ontsteking, twee pathofysiologische oriëntatiepunten van diffuse alveolaire schade tijdens ARDS, hebben we een diermodel ontworpen om de mechanismen van de effecten van gehalogeneerde middelen op longletsel en -herstel te begrijpen. Na algemene anesthesie, tracheale intubatie en het initiëren van mechanische beademing, werd ARDS geïnduceerd bij biggen via de intratracheale instillatie van zoutzuur. Vervolgens werden de biggen verdoofd met geïnhaleerd sevofluraan of isofluraan met behulp van een ICU-achtig apparaat en werden de dieren gedurende een periode van 4 uur geventileerd met longbeschermende mechanische ventilatie. Tijdens de onderzoeksperiode werden bloed- en alveolaire monsters verzameld om arteriële oxygenatie, de permeabiliteit van het alveolaire capillaire membraan, alveolaire vloeistofklaring en longontsteking te evalueren. Mechanische ventilatieparameters werden ook verzameld tijdens het experiment. Hoewel dit model een duidelijke afname van arteriële oxygenatie veroorzaakte met veranderde alveolaire capillaire permeabiliteit, is het reproduceerbaar en wordt het gekenmerkt door een snel begin, goede stabiliteit in de loop van de tijd en geen fatale complicaties.

We hebben een biggenmodel van zure aspiratie ontwikkeld dat de meeste fysiologische, biologische en pathologische kenmerken van klinische ARDS reproduceert, en het zal nuttig zijn om ons begrip van de potentiële longbeschermende effecten van gehalogeneerde middelen die worden geleverd via apparaten die worden gebruikt voor geïnhaleerde ICU-sedatie te vergroten.

Inleiding

Acute respiratory distress syndrome (ARDS) is een veel voorkomende oorzaak van hypoxemische respiratoire insufficiëntie en overlijden bij ernstig zieke patiënten1. Het wordt gekenmerkt door zowel diffuse alveolaire epitheliale als endotheelletsels, wat leidt tot verhoogde permeabiliteit en longoedeem, veranderde alveolaire vloeistofklaring (AFC) en verergerde ademhalingsnood2. De resorptie van alveolaire oedeem en herstel van ARDS vereisen epitheelvochttransport door de longblaasjes om intact te blijven, wat suggereert dat een therapie die AFC verbetert nuttig kan zijn3,4. Hoewel longbeschermende beademing en een beperkende strategie voor intraveneuze vloeistoftherapie gunstig zijn gebleken bij het verbeteren van de resultaten2,5,worden ze nog steeds geassocieerd met hoge mortaliteit en morbiditeit6. Daarom is er een dringende behoefte om effectieve therapieën voor het syndroom te ontwikkelen en om de precieze mechanismen waarmee dergelijke therapieën kunnen werken beter te begrijpen.

Gehalogeneerde anesthetica, zoals isofluraan of sevofluraan, zijn veel gebruikt voor algemene anesthesie in de operatiekamer. Sevofluraan wordt geassocieerd met verminderde ontsteking in de longen van patiënten die een thoracale operatie ondergaan en met een afname van postoperatieve pulmonale complicaties, zoals ARDS7. Vergelijkbare resultaten zijn gevonden in een meta-analyse van patiënten na hartchirurgie8. Gehalogeneerde vluchtige stoffen hebben ook een bronchodilatoire werking9,10 en misschien enkele eigenschappen die verschillende organen beschermen, zoals het hart8,11 en de nieren12,13,14. De laatste tijd is er een groeiende belangstelling voor het klinisch gebruik van geïnhaleerde anesthetica als sedativa op de intensive care (ICU). Zowel dier- als mensstudies ondersteunen de beschermende effecten van voorbehandeling met gehalogeneerde middelen vóór langdurige ischemie van de lever15, de hersenen16of het hart11. Gehalogeneerde middelen hebben ook potentiële farmacokinetische en farmacodynamische voordelen ten opzichte van andere intraveneuze middelen voor de sedatie van ernstig zieke patiënten, waaronder een snel begin van actie en snelle compensatie als gevolg van weinig accumulatie in weefsels. Geïnhaleerde gehalogeneerde middelen verminderen de intubatietijden in vergelijking met intraveneuze sedatie bij patiënten die een hartoperatie ondergaan17. Verschillende studies ondersteunen de veiligheid en werkzaamheid van gehalogeneerde middelen bij de sedatie van IC-patiënten18,19,20. In experimentele modellen van ARDS verbetert geïnhaleerd sevofluraan de gasuitwisseling21,22,vermindert alveolaire oedeem21,22en verzwakt zowel pulmonale als systemische ontsteking23. Isofluraan verbetert ook het longherstel na letsel door de integriteit van de alveolaire capillaire barrière te behouden, mogelijk door de expressie van een belangrijk tight junction-eiwit te moduleren24,25,26. Bovendien hadden macrofagen van muizen die werden gekweekt en behandeld met isofluraan betere fagocytische effecten op neutrofielen dan macrofagen die niet werden behandeld met isofluraan27.

De precieze biologische routes en mechanismen die verantwoordelijk zijn voor de longbeschermende eigenschappen van vluchtige anesthetica blijven tot op heden echter grotendeels onbekend, wat verder onderzoek vereist18. Aanvullende studies zijn ook gerechtvaardigd om de precieze effecten van sevofluraan op longletsel te onderzoeken en om te verifiëren of experimenteel bewijs kan worden vertaald naar patiënten. De eerste gerandomiseerde controlestudie van ons team wees uit dat de toediening van geïnhaleerd sevofluraan bij patiënten met ARDS geassocieerd was met oxygenatieverbetering en verlaagde niveaus van zowel pro-inflammatoire cytokines als longepitheelletselmarkers, zoals beoordeeld door plasma- en alveolaire oplosbare receptoren voor geavanceerde glycatie-eindproducten (sRAGE)28 . Aangezien sRAGE nu wordt beschouwd als een marker van alveolaire type 1 celbeschadiging en een belangrijke mediator van alveolaire ontsteking, kunnen deze resultaten enkele gunstige effecten van sevofluraan op de longalveolaire epitheliale verwondingsuggereren 21,29,30.

Het gebruik van gehalogeneerde middelen voor geïnhaleerde ICU-sedatie vereist al lang anesthesieventilatoren in de operatiekamer en gasverdampers om op de IC te worden ingezet. Sindsdien zijn verdovingsreflectoren die geschikt zijn voor gebruik met moderne intensive care-ventilatoren ontwikkeld voor specifiek gebruik op de IC31. Deze apparaten zijn voorzien van gemodificeerde warmte- en vochtuitwisselingsfilters die zijn geplaatst tussen het Y-stuk van het ademhalingscircuit en de endotracheale buis. Ze maken de toediening van gehalogeneerde middelen mogelijk, waarbij isofluraan en sevofluraan het meest worden gebruikt, en ze bestaan uit een poreuze polypropyleenverdamperstaaf, waarin een vloeibaar middel, geleverd door een specifieke spuitpomp, wordt vrijgegeven. Het gehalogeneerde middel wordt tijdens de vervaldatum geabsorbeerd door een reflecterend medium in het apparaat en het wordt vrijgegeven tijdens de volgende inspiratie, waardoor recirculatie van ongeveer 90% van het verlopen gehalogeneerde middel31,32mogelijk is. Onlangs werd een geminiaturiseerde versie van het apparaat ontwikkeld met een instrumentele dode ruimte van 50 ml, waardoor het nog geschikter is voor gebruik tijdens ultrabeschermende beademing bij ARDS-patiënten, met getijdenvolumes die zo laag kunnen zijn als 200 ml31. Zo'n geminiaturiseerd apparaat is nog nooit bestudeerd in een experimenteel biggenmodel van ARDS.

Omdat eerder onderzoek de veelbelovende rollen van gehalogeneerde vluchtige stoffen in longalveolaire ontsteking en letsel tijdens ARDS ondersteunt, hebben we een experimenteel diermodel ontworpen om een translationeel begrip te krijgen van de mechanismen van de effecten van gehalogeneerde middelen op longletsel en reparatie33,34,35. In deze studie ontwikkelden we een model van zoutzuur (HCl)-geïnduceerde ARDS bij biggen bij wie geïnhaleerde sedatie kan worden toegediend met behulp van de geminiaturiseerde versie van het anestheticumconservatieapparaat, een ICU-type apparaat. Dit grote diermodel van ARDS kan worden gebruikt om ons begrip van de potentiële longbeschermende effecten van geïnhaleerde gehalogeneerde middelen te vergroten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het onderzoeksprotocol werd goedgekeurd door de Commissie voor dierethiek van het Franse Ministère de l'Education Nationale, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche (goedkeuringsnummer 01505.03) voordat het werd geregistreerd bij preclinicaltrials.eu(Preklinische registeridentificatie PCTE0000129). Alle procedures werden uitgevoerd in het Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne,Clermont-Ferrand, Frankrijk, in overeenstemming met de richtlijnen van Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE)36.

1. Dierbereiding en anesthesie

  1. Biggenmodus
    1. Zorg ervoor dat het experimentele protocol consistent is met richtlijnen voor dierproeven, inclusief de 3R-principes (vervanging, reductie en verfijning) en nationale / internationale regelgeving.
    2. Verkrijg goedkeuringen van de ethische commissie voor de verzorging en het gebruik van proefdieren in de betreffende instelling voordat u met het protocol begint.
    3. Gebruik een mannelijke witte Landrace big (2-4 maanden oud; met een gewicht van 10-15 kg).
    4. Plaats de big in rugligging na premedicatie met intramusculair azaperon (beschreven in 1.2.2).
  2. Anesthesie inductie
    1. Beperk dieren van het hebben van voedsel voor de nacht, terwijl ze vrije toegang tot water toestaan.
    2. Dien anxiolytische premedicatie toe aan de big met behulp van intramusculair azaperon (2 mg.kg-1)achter het oor.
    3. Oefen een vingerdruk uit op de zachte weefsels van de auriculaire basis van de big om de mediale en laterale auriculaire auriculaire ader te identificeren.
    4. Plaats een perifere intraveneuze 22 G-katheter in de mediale of laterale auriculaire ader van de big. Volg met de katheter onder een ondiepe hoek van 45° door de huid en ga verder totdat er bloed door de katheter verschijnt.
    5. Induceer algemene anesthesie met intraveneus propofol (3 mg.kg-1)en sufentanil (0,3 μ g.kg-1)37. Controleer de diepte van de anesthesie door gebrek aan respons op pedaalreflex.
  3. Tracheale intubatie38,39
    1. Bereid de laryngoscoop voor met een recht Miller-laryngoscoopblad van maat 4.
    2. Passeer de laryngoscoop in de faryngeale holte en druk de tong in met het laryngoscoopblad, waardoor de epiglottis zichtbaar wordt.
    3. Visualiseer de strottenhoofdopening van de big voorafgaand aan orotracheale intubatie.
    4. Plaats een manchet endotracheale buis met een inwendige diameter van 6 mm.
    5. Blaas de endotracheale buis manchet op om een manchetdruk van ongeveer 20-30 cmH2O te bereiken.
    6. Bevestig de endotracheale buis aan de neus van de big met micropore chirurgische tape.
    7. Sluit de ventilator aan en start de mechanische beademing volgens de in rubriek 3 beschreven instellingen.
  4. Sedatie onderhoud
    1. Handhaaf anesthesie met continue intraveneuze infusie van propofol (5 mg.kg-1.h-1) vóór zuurgeïnduceerd longletsel. De infusie van propofol zal worden gestopt wanneer gehalogeneerde middelen worden gestart.
    2. Voeg een continue intraveneuze infusie van remifentanil (10-20 μ g.kg−1.h−1 = 0,15-0,33 μ g.kg−1.min−1) toe voor pijnbestrijding.
    3. Voeg continue intraveneuze infusie van cisatracurium (0,2 mg.kg-1.h-1) toe voor een neuromusculaire blokkade.
    4. Houd de lichaamstemperatuur van de big op ongeveer 38 °C met behulp van warme dekens.
    5. Monitor elektrocardiogramactiviteit, de perifere zuurstofverzadiging (SpO2)en arteriële druk continu met behulp van een externe monitor.
  5. Chirurgie
    1. Centraal veneuze toegang inbrengen met behulp van een chirurgische blootstelling van de rechter interne halsader en de Seldinger-methode om een katheter van 3 lumen in te brengen (7 Frans, 16 cm).
      1. Maak een cutane middellijnincisie op het ventrale aspect van de nek, 2 cm lateraal van de luchtpijp. Gebruik een chirurgische tang om de weefsels te ontleden.
      2. Lokaliseer de interne halsader (ongeveer 1-2 cm diep, lateraal naar de interne halsslagader) en maak met behulp van de naald (18 G, 6,35 cm) een punctie met een craniocranale richting oriëntatie.
      3. Steek met de hand de "J" geleidedraad (0,81 mm diameter, 60 cm) door de naald. Verwijder voorzichtig de naald en breng snel een veneuze katheter met drie lijnen in de interne halsader langs de "J" geleidedraad. Verwijder de "J" geleidedraad terwijl u de veneuze katheter op zijn plaats houdt.
      4. Aspirateer bloed door elke lijn van de veneuze katheter om de lucht uit de verschillende lijnen te verwijderen en spoel met 5 ml zoutoplossing (0,9% NaCl) om de drie lijnen te spoelen.
      5. Hecht de huid met een 3,0 niet-absorbeerbare hechtdraad volgens het continue Lembert-patroon en bevestig de katheter aan de huid met een enkele steek en drievoudige knopen op elke laterale perforatie van de centraal veneuze katheter.
    2. Plaats een arteriële lijn via chirurgische blootstelling van de rechter femurslagader en gebruik de Seldinger-methode om de thermoverdunningskatheter in te brengen (3-5 Frans, 20 cm).
      1. Plaats de rechter voorpoot van de big in het verlengde.
      2. Maak een cutane incisie op de rechter liesstreek van de big. Gebruik een chirurgische tang om de onderhuidse en spierweefsels te ontleden.
      3. Lokaliseer de rechter femorale slagader door de femurpuls te palperen (ongeveer 3-4 cm diep) en maak met behulp van de naald (19 G, 54 mm) een punctie met een caudocraniale richtingsrichting.
      4. Steek de "J" geleidedraad door de naald. Verwijder voorzichtig de naald en breng snel een arteriële katheter in de dijbeenslagader langs de geleidedraad. Verwijder de geleidedraad terwijl u de katheter op zijn plaats houdt.
      5. Verwijder de lucht uit de arteriële katheter en spoel met zoutoplossing om de lijn te spoelen.
      6. Hecht de huid met een 3,0 niet-absorbeerbare hechtdraad volgens het continue Lembert-patroon en bevestig de katheter aan de huid met een enkele steek en drievoudige knopen op elke laterale perforatie van de arteriële katheter.
      7. Sluit de katheter aan op een arteriële lijnslang om seriële bloedmonsters en continue hemodynamische monitoring (arteriële druk, hartindex en extravasculair longwater, zoals geïndexeerd aan lichaamsgewicht) mogelijk te maken met een pulscontour cardiale outputmonitor.

2. Door zuur geïnduceerde acute longschade

LET OP: Gebruik handschoenen en een bril tijdens deze stap om elk risico op contact van het zuur met de huid of de ogen te voorkomen)

  1. Maak 100 ml HCl bij 0,05 M en pH 1,4.
  2. Meet met behulp van het anatomische oriëntatiepunt van het laatste segment van het borstbeen de afstand tussen de punt van de endotracheale buis en het carina van de big.
  3. Markeer deze afstand met een zwarte pen op een Ch14 zuigkatheter.
  4. Plaats de zuigkatheter door de endotracheale buis tot aan het zwarte oriëntatiepunt.
  5. Breng voorzichtig 4 mL.kg-1 (lichaamsgewicht) zuur door de zuigkatheter gedurende meer dan 3 minuten.
  6. Verwijder de zuigkatheter.

3. Mechanische ventilatie

  1. Gebruik volumegestuurde beademing op een intensive care-beademingsapparaat.
  2. Gebruik een getijdenvolume van 6 mL.kg-1,een positieve eind-expiratoire druk (PEEP) van 5 cmH2O en een geïnspireerde zuurstoffractie (FiO2)van 40%.
  3. Pas de ademhalingsfrequentie aan om het eindgetijden kooldioxide tussen 35 en 45 mmHg te houden.
    OPMERKING: Op basis van eerdere studies37,40,41,wordt longletsel als vastgesteld beschouwd wanneer de arteriële zuurstofspanning (PaO2)-tot-FiO2-verhouding afneemt tot 25% ten opzichte van de uitgangswaarde, ongeveer 1 uur na HCl-instillatie van de luchtwegen.

4. Gehalogeneerde anesthetica

OPMERKING: Start sedatie met behulp van gehalogeneerde anesthetica (sevofluraan of isofluraan) zodra zuurgeïnduceerd longletsel is bereikt. De intraveneuze sedatie met propofol moet dan worden onderbroken.

  1. De spuit vullen(figuur 1A):Bevestig de door de fabrikant geleverde vuladapter aan de fles van 250 ml van het gehalogeneerde middel en een spuit van 60 ml aan de vuladapter. Draai de fles ondersteboven en vul de spuit door op de zuiger te duwen en te trekken. Draai de fles rechtop en verwijder de spuit.
  2. Opruimen (Figuur 1B)
    1. Plaats het houtskoolfilter, dat wordt gebruikt om gehalogeneerde koolwaterstof anesthesiegassen te verwijderen, dicht bij de ventilator.
    2. Verwijder de beschermkap van het houtskoolfilter.
    3. Sluit het houtskoolfilter met een flexbuis aan op de expiratoire klep van de ventilator.
  3. Gebruik het anesthesieconservatieapparaat (apparaat dat wordt gebruikt voor geïnhaleerde ICU-sedatie) (figuur 1C) zoals hieronder beschreven.
    1. Sluit de iononoommembraandrogerleiding aan op de gasbemonsteringspoort van het anesthesieconserverende apparaat.
    2. Sluit een kant van de gasbemonsteringsleiding aan op de iononoommembraandrogerlijn.
    3. Sluit de andere kant van de gasbemonsteringsleiding aan op de gasanalysator.
    4. Plaats het verdovingsmiddel tussen het Y-stuk van het ademhalingscircuit en de endotracheale buis.
    5. Zorg ervoor dat het verdovingsmiddel de zwarte kant omhoog heeft en schuin naar beneden is gericht op de big.
  4. Lever geïnhaleerde sedatie toe via het anesthesieconservatieapparaat(figuur 2).
    1. Plaats de specifieke spuit in de spuitpomp.
    2. Sluit de lijn van het verdovingsmiddel aan op de spuit.
    3. Primeer de agentlijn met een bolus van 1,5 ml van het gehalogeneerde middel.
    4. Pas de initiële pompsnelheid in ml.h-1 aan (de initiële pompsnelheidsinstellingen van de spuit van isofluraan en sevofluraan zijn respectievelijk 3 en 5 ml/h) aan de beoogde verlopen sevofluraanfractie (FEsevo) of de verlopen isofluraanfractie (FEiso), zoals weergegeven op de gasanalysator.
    5. Zorg ervoor dat de gasanalysator een FEsevo %-FEiso% of een gelijkwaardige minimale alveolaire concentratiewaarde van meer dan nul weergeeft. Geef indien nodig een extra bolus van 0,3 ml van het gehalogeneerde middel.
    6. Pas de pompsnelheid van de spuit aan die nodig is om een bepaalde concentratie te bereiken, afhankelijk van het minuutvolume en de beoogde concentratie, met snelheden van 2-7 ml.h-1 en 4-10 ml.h-1 is in het algemeen geassocieerd met verlopen fracties van respectievelijk 0,2% -0,7% en 0,5% -1,4% voor isofluraan42 en sevofluraan28,43.
    7. Ga tijdens het experiment door met de toediening van de gehalogeneerde middelen met FEsevo- en FEiso-doelen van respectievelijk 0,8-1,1 en 0,5-0,8.

5. Metingen

  1. Monitoring
    1. Verzamel verschillende parameters zoals gemeten door de externe monitor: hartslag, bloeddruk en perifere zuurstofverzadiging.
    2. Registreer parameters zoals gemeten door de ventilator: getijdenvolume, ademhalingsfrequentie, ingestelde PEEP, auto-PEEP (door een expiratoire houdmanoeuvre van 5 s op de ventilator toe te passen), conformiteit van het ademhalingssysteem, luchtwegweerstand, inspiratoire plateaudruk (door een inspiratoire houdmanoeuvre van 2 s op de ventilator toe te passen), piekinspiratoire druk en rijdruk.
    3. Bereken de restcapaciteit van de longen met behulp van de Nitrogen Wash In/Wash Out-methode indien geïntegreerd in de ventilator.
    4. Gebruik de thermische indicator die eerder in de dijbeenslagader is ingebracht om het extravasculaire watervolume van de longen, de hartindex en de systemische vasculaire weerstand te meten.
  2. Onverdunde longoedeemvloeistofbemonstering om de netto AFC-snelheid te meten.
    1. Plaats een zachte 14 Fr zuigkatheter in een ingeklede positie in de distale bronchus door de endotracheale buis.
    2. Monster oedeemvloeistof in een zuigval door zachte zuiging toe te passen.
    3. Centrifugeer alle monsters bij 240 x g bij 4 °C gedurende 10 minuten in een gekoelde centrifuge.
    4. Verzamel de supernatants.
      OPMERKING: De totale eiwitconcentratie in onverdunde longoedeemvloeistof wordt gemeten met een colorimetrische methode. Omdat de klaringssnelheid van oedeemvloeistof uit de alveolaire ruimte veel sneller is dan de snelheid van eiwitverwijdering, werd de netto AFC-snelheid berekend als procent AFC = 100 × [1 - (initieel oedeemeiwit / eindoedeem totaal eiwit)] en werd daarna gerapporteerd als %/h37. Onverdunde longoedeemvloeistofmonsters worden verzameld van de dieren bij baseline en 4 uur later, zoals eerder beschreven34,44,45,46,47,48,49.
  3. Mini bronchoalveolaire lavage bemonstering.
    1. Plaats een zachte 14 Fr zuigkatheter in een ingeklede positie in een distale bronchus door de endotracheale buis.
    2. Breng 50 ml van een 0,9% natriumchlorideoplossing in de zuigkatheter.
    3. Monster de vloeistof onmiddellijk in een zuigval.
    4. Verzamel de mini bronchoalveolaire lavage.
      OPMERKING: De totale eiwitconcentratie in mini BAL wordt gemeten met een colorimetrische methode en bijvoorbeeld de niveaus van pro-inflammatoire cytokines, zoals TNF-α, IL-6, IL-1β en IL-18, worden gemeten met behulp van een multiplex immunoassay-methode. Monsters worden 4 uur na het door zuur geïnduceerde longletsel verzameld.
  4. Bloedgasanalyse
    1. Verzamel arteriële bloedgassen via de arteriële lijn in een 3 ml BD Preset spuit met BD Luer-Lok tip bij baseline. Meet onmiddellijk PaO2/ FiO2, PaCO2, pH, serumlactaat en serumcreatinine met behulp van een point-of-care bloedgasanalysator.
    2. Herhaal deze stap elk uur gedurende 4 uur na het indrengen van zuur.
  5. Longbemonstering
    1. Offer de big met een intraveneuze injectie van pentobarbital (150 mg.kg-1) aan het einde van het experiment (4 uur na zuurgeïnduceerd longletsel).
    2. Ontleed en verwijder de hele longen. Fix met alcohol geaceteerde formaline.
    3. Insluiten in paraffine en snijden op een dikte van 10 μm.
    4. Vlek met hematoxyline en eosine.
      OPMERKING: Histologisch bewijs van longletsel kan worden beoordeeld met behulp van een gestandaardiseerde histologische letselscore50.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Voor dit experiment werden 25 biggen verdoofd en verdeeld in twee groepen: 12 biggen in de onbehandelde groep (SHAM-groep) en 13 biggen in de zuurgewonde groep (HCl-groep). Geen big stierf voor het einde van het experiment. Een tweerichtingsanalyse van variantie met herhaalde metingen (RM-ANOVA) wees op een significante tijd per groepsinteractie (P < 10−4) met een schadelijk effect van HCl-geïnduceerde ARDS op PaO2/FiO2, vergeleken met schijndieren zonder ARDS (figuur...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit artikel beschrijft een reproduceerbaar experimenteel model van ARDS geïnduceerd door de intratracheale instillatie van HCl in biggen om de longbeschermende effecten van gehalogeneerde vluchtige stoffen, zoals sevofluraan of isofluraan, geleverd met behulp van een anesthetisch conserverend apparaat te onderzoeken.

Het primaire doel van deze studie was het ontwikkelen van een experimenteel model van ARDS waarbij vluchtige middelen konden worden toegediend door een anesthetisch conserverend a...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

De auteurs willen graag het personeel van de GreD, de Université Clermont Auvergne en het Centre International de Chirurgie Endoscopique (allemaal in Clermont-Ferrand, Frankrijk) bedanken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Tracheale intubatie
Endotracheale buis 6-mmCovidien18860
Voorbereiding dier
Centraal veneuze katheter 3-lumens katheter (7 French - 16 cm)ArrowCV-12703
Hartslagcontour cardiale output monitor PiCCO katheter (3-5 French - 20 cm)Getinge Pulsion Medical Systemkatheter
Warme dekens WarmTouch5300MedTronic5300
Monitoring
Externe monitor IntelliVue MP40PhillipsMNT 142
Point-of-care bloedgasanalysator Epoc® Bloedanalyse SysteemSiemens20093
Hartslagcontour cardiale output monitor PiCCO Device PulsioFlex MonitorGetinge Pulsion Medical SystemPulsioFlex
Mechaanse beademing
Ventilator Engström CarestationGeneral ElectricsEngström
Gehalogeneerde anesthetica
Anaconda SpuitSedanaMedical26022
Anesthesiebesparend apparaat AnaConDa-SSedanaMedical26050
Koolzwamfilter FlurAbsorbSedanaMedical26096
VuladaptersSedanaMedical26042
Ionomeermembraandroger lijn NafionSedanaMedical26053
Producten
PropofolMylan66617123
IsofluraanVirbacQN01AB06
CisatracuriumMylan69252651
PentobarbitalPanPharma68942457
SevofluraanAbbvieN01AB08
SufentanilMylan62404996

Referenties

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31(2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213(2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373(2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208(2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857(2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412(2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227(2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919(2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610(2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), Pt 1 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59(2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503(2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218(2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18(2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , CRC Press. (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554(2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Beademingsapparaat voor de ICUInstillatie van zoutzuurMechanische ventilatieToediening van sevofluraanToediening van isofluraanAlveolaire vloeistofklaringBloedgasanalyse
Levering van gehalogeneerde agent in varkensmodel van acuut respiratoir distress-syndroom via een apparaat van het type intensive care-afdeling
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.