Methodenartikel

Transplantatie van een 3D Bioprinted Patch in een Murine Model van Myocardikoesie Infarct

DOI:

10.3791/61675

⸱

26 september 2020

 , 
1The University of Sydney, 2University of Technology Sydney (UTS), 3The Royal North Shore Hospital, 4University Hospital of Wales

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol is bedoeld om een 3D-bioprint patch te transplanteren op het epicardium van infarct muizen die hartfalen modelleren. Het bevat details met betrekking tot anesthesie, de chirurgische borstopening, permanente ligatie van de linker voorste aflopende (LAD) kransslagader en toepassing van een bioprinted patch op het infarct gebied van het hart.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het testen van regeneratieve eigenschappen van 3D-bioprinte hartpleisters in vivo met behulp van murinemodellen van hartfalen via permanente linker voorste afdaling (LAD) ligatie is een uitdagende procedure en heeft een hoog sterftecijfer vanwege de aard ervan. We ontwikkelden een methode om bioprinted patches van cellen en hydrogels consequent te transplanteren op het epicardium van een infarct muishart om hun regeneratieve eigenschappen op een robuuste en haalbare manier te testen. Ten eerste wordt een diep verdoofde muis zorgvuldig geïntubeerd en geventileerd. Na de linker laterale thoracotomie (chirurgische opening van de borst), wordt de blootgestelde LAD permanent geligat en wordt de bioprinted patch getransplanteerd op het epicardium. De muis herstelt snel van de procedure na het sluiten van de borst. De voordelen van deze robuuste en snelle aanpak zijn onder meer een voorspeld sterftecijfer van 28 dagen tot 30% (lager dan de 44% die door andere studies wordt gerapporteerd met behulp van een vergelijkbaar model van permanente LAD-ligatie bij muizen). Bovendien is de in dit protocol beschreven aanpak veelzijdig en kan deze worden aangepast om bioprinted patches te testen met behulp van verschillende celtypen of hydrogels waar een groot aantal dieren nodig is om studies optimaal van stroom te laten zijn. Over het algemeen presenteren we dit als een voordelige aanpak die preklinische tests kan veranderen in toekomstige studies voor het gebied van cardiale regeneratie en weefseltechniek.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een harttransplantatie is de gouden standaard behandeling voor patiënten met hartfalen in de eindfase, maar er is een tekort aan donororganen. Het vereist onderdrukking van het immuunsysteem om afstoting van ent te voorkomen en het sterftecijfer van één jaar iswereldwijd1. Daarom is er een lange tijd stimulans om het myocardium in preklinische diermodellen te regenereren met het oog op de vertaling naar menselijke proeven2,3,4,5,6,7,8,9. Recente vooruitgang in 3D bioprinting van stamcellen of stamcel-afgeleide hartcellen hebben de aandacht gekregen als een veelbelovende benadering om het myocardium2,3,9,,10,11,12te regenereren .

De eerste menselijke veiligheidsproeven die patches toepassen om het hart te regenereren zijn gemeld, met autologe beenmergmonnucleaire cellen opgehangen in collageen of embryonale stamcel-afgeleide hartvererver cellen in fibrine, getransplanteerd naar het epicardium7,8,13. Echter, voor een meer nauwkeurige, schaalbare, automatiseerbare en reproduceerbare methode, 3D bioprinting van geoptimaliseerde hydrogel patches worden toegepast op het epicardial oppervlak van het hart is een veelbelovende aanpak om het myocardium regenereren voor patiënten die anders een harttransplantatie2,,10,11,12zou moeten regenereren .

Voordat vertaling naar menselijke proeven kan plaatsvinden, zijn preklinische dierstudies nodig. Preklinische in vivo modellen die regeneratie van het myocardium nastreven, zijn gemeld bij varkens5, schapen14, ratten6 en muizen4. Een gemeenschappelijk model van hartinfarct (MI) bij muizen maakt gebruik van permanente ligatie van de linker voorste aflopende (LAD) kransslagader15,16. Onder de verschillende stammen van muizen gebruikt, permanente LAD ligatie in C57BL6 muizen heeft een aanvaardbare overlevingskans en meestal presenteert consistente remodellering en cardiale veranderingen na MI16. In knaagdiermodellen zijn verschillende benaderingen beschreven waarbij hartweefsel op het hart is aangebracht om een effectieve regeneratie van beschadigd myocardium4,6,17te bevorderen . Terwijl grote dieren nog steeds een meer klinisch relevant model zijn om cardiale regeneratieve eigenschappen te testen5,14,leent de veelzijdigheid en haalbaarheid van het muismodel zich voor dit snel bewegende studiegebied. Dit kan voorkomen dat sommige van de valkuilen die kenmerkend zijn voor grote dierstudies, met inbegrip van (maar niet beperkt tot): 1) hoge diersterfte (tenzij diagonale kransslagaders worden losgekoppeld, wat leidt tot onvoorspelbare segmentale infarcten14, of het distale uiteinde van de LAD wordt afgesloten gevolgd door reperfusie in plaats van permanente ligatie5); 2) ethische kwesties met de relatief toegenomen schade veroorzaakt door grote dierlijke protocollen in vergelijking met muizen18; 3) hogere kosten- en/of haalbaarheidsproblemen, bijvoorbeeld de relatieve onbeschikbaarheid van grote dierapparatuur zoals MRI-scanners14. Het is ook belangrijk om te overwegen dat gezien de uitgebreide duur en inzet die kenmerkend zijn voor grote dierstudies, ze het potentieel hebben om verouderd te raken voordat ze klaar zijn, vooral met de snelle ontwikkelingen die kenmerkend zijn voor dit gebied. Zo is bijvoorbeeld pas onlangs de cruciale rol van ontstekingscellen en bemiddelaars bij het reguleren van hartregeneratie ontstaan19,20. Bovendien is de cruciale rol van preklinische studies, zoals kleine diermodellen, door een Lancet-commissie als een essentiële stap benadrukt om robuuste kennis op te doen voordat het overgaat tot menselijke proeven21.

Om de vooruitgang in het begrijpen van mechanismen te vergemakkelijken en de omstandigheden voor patch-gebaseerde cardiale regeneratie benaderingen in vivo te vergemakkelijken, presenteren we een nieuwe aanpak die een 'scoop and drape' methode beschrijft om een 3D bioprinted alginaat / gelatine hydrogel patch patch toe te passen op het oppervlak van infarcted harten in C57BL6 muizen. Het doel van deze aanpak is om een veelzijdig in vivo model te bieden om 3D-bioprinted patches te testen die waarschijnlijk haalbaar zijn in brede onderzoekscontexten voor het snel evoluerende gebied van cardiale regeneratie2. Deze methode kan worden aangepast om patches te testen die worden gegenereerd door niet-bioprintmethoden, verschillende hydrogels en autologe of allogene stamcelcellen die afkomstig zijn van patches in vivo. Echter, gedetailleerde aandacht van bioprinting, hydrogels of celtypes valt buiten het bereik van deze studie die zich richt op de chirurgische transplantatie methode.

De voordelen van het protocol zijn onder meer dat het hartinfarct en de toepassing van een bioprinted patch worden uitgevoerd in één chirurgische ingreep die snel kan worden uitgevoerd, met direct beschikbare, kosteneffectieve laboratoriumgereedschappen en met een relatief laag sterftecijfer. Het maakt ook meestal een hoger aantal dieren dan grote dierlijke modellen in een kleinere ruimte, waardoor een robuuste vergelijking van meerdere experimentele groepen mogelijk is, met name handig voor meerdere groepsvergelijking in vivo. Aan de andere kant heeft dit protocol de nadelen dat: 1) het muismodel verder afstaat van menselijke hartgrootte, anatomie en fysiologie dan in grote diermodellen en het vertaalt zich niet direct in mensen; 2) de murine LAD takken proximally, met aanzienlijke variabiliteit tussen individuele muizen, wat leidt tot infarct grootte variabiliteit (een probleem gedeeld met grote dierlijke modellen); 3) de pleister moet over het gehele voorste hartoppervlak worden aangebracht, dat minder nauwkeurig is dan het aanbrengen van een specifiek infarctgebied; en 4) de patch wordt onmiddellijk toegepast op het moment van MI (voor menselijk gebruik is het waarschijnlijk meer klinisch nuttig om een patch te ontwikkelen voor toepassing op de chronisch infarct falende hart maanden na de eerste MI14).

Niettemin, indien correct gekozen volgens de hypothese wordt getest, dit protocol kan kritische in vivo gegevens snel, met hoge n nummers, op een manier die in overeenstemming is met de materialen, budget en expertise beschikbaar in de meeste laboratoria. In vergelijking met grote diermodellen is het een in vivo model dat veelzijdig genoeg is om zich aan te passen aan opkomende 3D-bioprintingtechnologieën (bijvoorbeeld door het relatieve gemak van het uitvoeren van proefstudies om haalbaarheid en veiligheid te testen voordat u overstapt op grotere diermodellen). Het zou zeer geschikt zijn voor onderzoekers die willen genereren in vivo gegevens efficiënt en goedkoop, misschien draait meerdere vergelijkingen van 3D bioprinted patches met verschillende bioprinting parameters, cellen of hydrogels in de patches. Het zou vooral nuttig zijn voor het testen van de interacties van verschillende mengsels van stamcellen en stamcel-afgeleide cellen met hydrogels in vivo zonder overmatig verspilling van dure cellijnen of andere materialen die kunnen optreden bij het gebruik van grootschalige patches. Het gebruik van een muismodel zou ook het testen van patches met soort-compatibele muis-afgeleide cel en stamcel afstammingen of mens-afgeleide cellen waar uniforme muizen met een specifiek immuuntekort wenselijk zijn. Bovendien zouden tests in genetisch gemodificeerde muizenstammen onderzoekers in staat kunnen stellen om de effecten van specifieke genen te isoleren op signaleringstrajecten en in specifieke celtypen die relevant zijn voor hart- en vaatziekten, wat momenteel niet mogelijk zou zijn in een groot diermodel.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle procedures beschreven in dit experiment werden goedgekeurd door de Animal Ethics Committee van de Northern Sydney Local Health District, NSW, Australië (projectnummer RESP17/55).

1. Anesthesie en intubatie

OPMERKING: Schakel de stereomicroscoop, het warmtekussen (bedekt met een absorberend blad) en ventilatorsysteem in en zet deze in.

  1. Schone handschoenen, het chirurgische gebied, en de gereedschappen met 70% ethanol.
  2. Weeg de muis om de dosering van anesthesie te berekenen die door de intraperitoneale route wordt geïnjecteerd (ketamine 40 mg/kg, xylazine 5 mg/kg, atropine 0.15 mg/kg) en geef de injectie.
  3. Zodra de muis een diep vlak van anesthesie bereikt, scheert u de ventrale linkerkant van de thorax met een trimmer.
  4. Plaats de muis in een kamer met 2% isoflurane (zorgen voor voldoende extractie ventilatie in de kamer).
    OPMERKING: De relatief lage dosis ketamine/xylazine-injectie samen met 2% isoflurane-inademing vermindert het risico op muizensterfte en maakt een optimale intubatie mogelijk zonder de muis wakker te maken.
  5. Plaats de muis supine en houd hem vast aan zijn bovenste snijtanden met een 3.0 hechting geplakt op de bank, zoals getoond in de video. Bevestig sedatie door het uitvoeren van een teen snufje. Plaats een hoge intensiteit illuminator boven de muishals, zodat de oropharynx kan worden gevisualiseerd.
    OPMERKING: Als alternatief kan de muis op de standaard worden geplaatst vanuit de intubatiekit (bijvoorbeeld Kent Mouse Intubation Kit) met een elastische band die onder de bovenste snijtanden is bevestigd om de mond open te houden om de luchtpijp te identificeren.
  6. Gebruik een gebogen spatel om de kaak te openen en een ander paar spatels / stompe tangen om de tong voorzichtig uit de weg te tillen. Zorg ervoor dat u intuberen, terwijl geplaatst op of iets onder ooghoogte met het lichaam van de muis.
  7. Visualiseer het openen en sluiten van de stembanden. Wanneer u open bent, plaatst u de 20 G plastic katheter die bij de intubatiekit wordt geleverd.
  8. Breng de intubated muis voorzichtig over op een bedieningsoppervlak uitgerust met een verwarmingskussen. Sluit de muis aan op de ventilator (bijvoorbeeld MouseVent) die automatisch het doelvolume instelt op basis van het muisgewicht.
  9. Lever 1,5-2% isoflurane met zuurstof (die automatisch wordt geregeld door de ventilator: zorg ervoor dat er een verbinding van een zuurstofcilinder naar de automatische ventilator bij 1-2 L/min stroomsnelheid op de ventilator). Controleer de intubatie door te controleren op bilaterale borststijging. Controleer anesthesie door het uitvoeren van een teen snufje.
  10. Breng oogthalmische zalf (bijvoorbeeld Puralube Vet Opthalmic Zalf) aan op beide ogen om te voorkomen dat ze uitdrogen.

2. Voorbereiding van het chirurgisch veld

  1. Beveilig de intubatiebuis met tape op de verbindingsplaats tussen de beademing en de ademhalingsbuis/katheter.
  2. Snijd een langer stuk tape en zet de linker voorvoet in een iets verhoogde positie vast aan het bedieningsoppervlak. Ook tape vaststelling van de andere ledematen.
  3. Reinig de borst met steriele 70% isopropanol en povidone jodiumoplossing, reinig in een cirkelvormige beweging die van centrum naar periferie beweegt.
  4. Controleer anesthesie nogmaals met een teensnuifje.
  5. Toleer 0,08 mg/kg Temvet (buprenorfine) in 0,1 mL van 0,9% zout via onderhuidse injectie.

3. Linkse laterale thoracotomie

  1. Gebruik fijnpuntsforcepers om de huid voorzichtig op te tillen op een punt van ongeveer 5 mm links van het prominente xiphoid kraakbeen. Gebruik een chirurgische schaar om een superoediële incisie in de huid te creëren vanaf dit punt naar boven en naar de middellijn, tot het niveau van het manubrium.
  2. Gebruik gebogen tangen om de huid en spierlagen voorzichtig te scheiden. Open de spierlaag, na de huid incisie.
  3. Identificeer en maak een incisie in de derde intercostale ruimte, volgens de natuurlijke hoek van de ribbenkast.
  4. Gebruik een oprolmechanisme om de 3e en 4e ribben voorzichtig uit elkaar te spreiden.
  5. Verwijder het dunne pericardium voorzichtig met tangen.
  6. Als de LAD niet gevisualiseerd is, duw dan voorzichtig de linker oorschelp (zie aanvullende figuur 1)naar boven en lokaliseer de kransslagaders eronder.

4. Linker voorste afdalende (LAD) permanente kransslagader ligation

  1. Snijd een ~ 3 mm lange 3-0 zijden hechting en zet deze versterkende 3-0 zijden hechting stuk op de top van de LAD in dezelfde richting als de LAD (zoals getoond in de video op tijd punt 02:12 - 02:20).
  2. Identificeer de LAD en geef een 7-0 zijden hechting onder de LAD. Als de LAD niet duidelijk is gevisualiseerd, plaats de naald 1 mm inferieur en mediaal op het inferieure meest punt bereikt door het puntje van de linker oorschelp tijdens dynamische beweging van het hart.
    OPMERKING: Deze structuur is een lichtere kleur rood voor de ventriculaire kamers van het hart, maar donkerder dan de aangrenzende long en is het best gevisualiseerd in de video op tijdpunt 01:54 – 01:55 waar het zichtbaar is net inferieur aan de superieure arm van de oprolmechanisme, superieur aan de linker long (zie Aanvullende figuur 1 voor geannoteerde video stilstaand beeld).
  3. Voltooi twee worpen met de 7-0 zijden hechting en sluit deze strak passeren op de top van de ondersteunende 3-0 zijden hechting om de LAD veilig te stellen. Als de ligatie succesvol is, zal het voorste ventriculaire gebied distaal van de ligatuur blancheren.
  4. Voltooi de knoop met een derde worp in de tegenovergestelde richting om het te beveiligen, zodat er geen opwaartse tractiekracht wordt overgebracht naar de hechting. Extra worpen zijn niet nodig om het risico van schade aan het myocardium of LAD te verminderen door hechting doorsnijden.

5. Transplantatie van de bioprinted patch op het epicardium

  1. Verplaats de bioprinted patch voorzichtig van een zes putplaat naar het infarctgebied met behulp van het steriele binnenoppervlak van een geopend chirurgisch scalpelpakket.
  2. Plaats de gebioprinte pleister voorzichtig op het voorste epicardiale oppervlak, waar het het hele oppervlak moet bedekken en over de inferieure en laterale randen moet draperen, die de linkerventrikel en de infarctzone (geblancheerd gebied) bedekken.
  3. Sluit het oprolmechanisme voorzichtig en verwijder deze zonder scherpe randen naar het hart te leiden.
  4. Gebruik 6-0 prolene hechtingen in een eenvoudig onderbroken patroon om de ribbenkast en de spierlagen te sluiten.
  5. Met de Sigh Breath functie tijdens het sluiten van de borst met de 6-0 prolene hechtingen, blaas de longen om overtollige lucht te verwijderen in de pleuraholte, die anders zou worden gevangen in de borstholte en resulteren in een pneumothorax.
  6. Zorg ervoor dat de borst goed is afgesloten.
  7. Verlaag het isoflurane tot 1,0%. Sluit de huid met 6-0 prolenen hechtingen in een eenvoudig onderbroken patroon. Zet de isoflurane vaporizer uit.

6. Muisherstel

  1. Breng 2 mg/mL-bupivacaine in 0,9% zout op de incisie. Toediening ook: i) Antisedan (atipamezol) 1 mg/kg; ii) Lasix (furosemide) 8 mg/kg; iii) 600 μL van 0,9% zoutoplossing via een onderhuidse injectie.
    LET OP: Antisedan is om de verdoving sneller om te keren; furosemide is om overtollig vocht te ontladen als gevolg van cardiale output compromis en extra vloeistof toegediend met drugsinjecties.
  2. Controleer de muis en wacht tot onafhankelijke ademhaling wordt waargenomen om de muis uit de intubatiebuis te verwijderen.
  3. Wanneer de muis een adequate bilaterale ademhaling en diepte aantoont en reageert op een teensnuifje, plaatst u de muis in een schone herstelkooi die op een warmtekussen is geplaatst.
  4. Geef de muis van vochtig voedsel (bevochtigd voor kauwbaarheid), een waterfles en voedingsstof /hydraterende gel. Monitor voor een overdreven ademhalingsinspanning, overmatig bloeden, of andere potentieel levensbedreigende complicaties.
  5. Voor de komende drie dagen, toedienen 0,08 mg/kg Temvet (buprenorfine) in 0,1 mL van 0,9% zout via onderhuidse of intraperitoneale injectie, tweemaal daags, dan eenmaal per dag tot de vijfde dag na de procedure.
  6. Huis muizen in paren gescheiden door kooi verdelers om isolatie te voorkomen, terwijl het voorkomen van vechtgedrag. Monitor muizen ten minste dagelijks tot het einde van de experimenten (28 dagen) met veel aandacht voor hun welzijn en een verhoogde frequentie van monitoring als er zorgen zijn.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bij transplantatie kon de viscositeit van de pleister bij kamertemperatuur (zonder extra crosslinker die wordt toegepast) het toestaan om over de contouren van het hart te 'draperen'(figuur 1)en dynamisch te bewegen met de hartcyclus. Na de operatie, verlieten we de patches voor 28 dagen in vivo als studies hebben gevonden dit een geschikte periode waardoor voor patch effecten op gastheer cardiale functie3,4 (hoewel er is gemeld dat volledige functionele effecten niet kunnen worden gezien tot drie maanden na transplantatie)22. De foto van een patch getoond in situ op een muis hart in figuur 1 werd genomen onmiddellijk na de toepassing, waaruit blijkt dat het vermogen van de patch te draperen over het hart bij transplantatie. Dit representatieve resultaat toont aan dat de hydrogel het mogelijk maakt om de pleister te vormen tot de contouren van het hart en waar overmatige spanning zich voordeed, kon de hydrogel splitsen zoals blijkt uit het kale (hydrogelvrije) driehoekige gebied in figuur 1 (aangegeven door een zwarte ster in het beeld). Overlevingsgegevens (Kaplan-Meier survival curves) worden weergegeven in figuur 2 in vergelijking met muizen die een schijnprocedure ondergaan (passage van een naald en hechting onder de LAD zonder ligatie gevolgd door sluiting van de muizenborst).

figure-results-1
Figuur 1: Een bioprinted hartpleister aangebracht op het epicardium van een C57BL6 muishart. Een bioprint patch van 10 mm x 10 mm x 0,4 mm (onmiddellijk na transplantatie) met hydrogel (alginaat 4% (w/v)/gelatine 8% (w/v) in de media) wordt gedrapeerd over het infarctgebied getoond en zich aan het epicardiale oppervlak (witte pijlpunten en stippellijnen = rand van de patch) vast te houden. De patch viscositeit maakt het mogelijk om te vormen aan de contouren van het hart en waar overmatige spanning opgetreden op het superieure aspect van de patch heeft gesplitst om een driehoekig kaal gebied niet bedekt met hydrogel (zwarte ster). Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Kaplan-Meier overlevingsanalyse tot 28 dagen na MI. Negen muizen in de procedurele groep stierven (n=38) om een totaal sterftecijfer van 24% te geven. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Aanvullende figuur 1: Video stilstaand beeld (video tijdpunt 01:54 – 01:55) met de linker oorschelp (links atrium aanhangsel). De pijl wijst naar de inferomediale punt van de linker oorschelp die zichtbaar is als een driehoekige structuur aan de superieure linkerrand van het hart. In het geval dat de LAD niet duidelijk is gevisualiseerd, kan de punt van de linker oorschelp worden gebruikt als een mijlpaal voor naaldintrede om een hechting onder de LAD door te geven. Het ingangspunt is 1 mm inferieur en mediaal aan het inferieureste punt het uiteinde van de linker oorschelp bereikt tijdens dynamische bewegingen van het hart (de zwarte pijl toont inferomedial uiteinde van de linker oorschelp). Klik hier om dit cijfer te downloaden.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De methode vergemakkelijkt de operator om een bioprinted patch efficiënt te transplanteren door deze toe te passen op het epicardiale oppervlak van een infarct muishart na permanente LAD ligatie. In deze haalbaarheidsgerichte methode zijn we in staat om deze procedure uit te voeren op acht muizen per werkdag (inclusief voorbereiding van de kamer voor en daarna). Een bioprinting run die acht 1 cm2 patches produceert in putten van zes-putplaten duurt 2-3 uur (inclusief voorbereidingstijd voor en na). We gebruikten de steriele binnenkant van een chirurgische scalpel pakket als de scoop voor onze patch, die gemakkelijk toegankelijk is en over het algemeen voegt minimale kosten, gebruik te maken van de natuurlijke lijm eigenschappen van de alginaat / gelatine hydrogel patch om de patch draperen over het voorste infarct oppervlak van het hart. In onze ervaring is het protocol voor LAD ligatie bij muizen afhankelijk van de operator en kan een lager sterftecijfer van 28 dagen worden bereikt met ervaren operators die gespecialiseerd zijn in één model. Van den Borne et al.16 rapporteerden dat C57BL6 muizen een sterfte van 44% vertonen na permanente LAD ligatie op 28 dagen zonder de toepassing van een patch, wat hoger is dan de bovengrens van 30% die we met de methode hebben waargenomen.

De intubatiestap is kritiek en op zich kan een bron van sterfte voor muizen zijn, tenzij deze wordt uitgevoerd door een ervaren operator. Het is moeilijk gemaakt vanwege de kleine omvang van de luchtpijp, dat is de reden waarom vergrootglazen worden gedragen door de exploitant voor deze stap. We gebruiken geïnjecteerde ketamine/xylazine en ingeademde isofluoraan voor inductie van verdoving, zodat de muis diep verdoofd is bij relatief lage doses van elk medicijn. Daarom is er geen risico voor de muis om wakker te worden tijdens deze intubatiestap, maar de hoge mortaliteit geassocieerd met hoge single-drug doses wordt vermeden. Atropine werd ook gegeven om bijwerkingen zoals bradycardie en hypersalivatie tegen te gaan. Het gebruik van een schijnwerper toegepast op de keel extern verlicht de luchtpijp intern, zodat het meer zichtbaar is en de stembanden moeten worden gevisualiseerd openen en sluiten met de luchtwegen van de muis (meestal ~ 120 ademhalingen per minuut). Het is van cruciaal belang om de muis perfect te positioneren (daarom heeft een hard oppervlak de voorkeur in plaats van een verwarmende mat onder de muis voor deze stap) met de twee snijtanden die door een lusdraad worden vastgehouden en de tong zich uiterst voorzichtig terugtrok met stompe tangen/paar spatels om de mond te openen en de luchtpijp te visualiseren. Zodra de intubatie is voltooid, moet de exploitant oppassen dat de buis in de overdracht van het intubatiegebied naar het bed niet loskomt (die wel een warmtemat eronder heeft om onderkoeling te voorkomen). Bij het aansluiten van de ademhalingsbuis op het ventilatorapparaat is het van cruciaal belang om de buis met de ene hand te stabiliseren en het ventilatorcircuit met de andere te verbinden, zodat er een minimale beweging van de ademhalingsbuis is, zoals het dieper in de luchtpijp duwen bij het aansluiten van het ventilatorsegment van de slang.

In deze studie gebruikten we alginaat 4% (w/v)/gelatine 8% (w/v) in Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM). Alginate/gelatine hydrogels staan bekend om hun biocompatibiliteit, lage kosten en biomechanische eigenschappen waardoor ze nuttig zijn voor 3D-weefsel engineering strategieën23. Deze hydrogels kunnen worden gekruist door milde gelatie door het toevoegen van calciumionen, die het mogelijk maakt voor viscositeit te veranderen. Na bioprinting hebben we calciumchloride (CaCl2) 2% (w/v) in fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) op patches aangebracht en ze vervolgens gekweekt in DMEM in zes putplaten gedurende 7-14 dagen voordat ze worden getransplanteerd. Dit was het optimale venster na patches met hartcellen begon te kloppen in de cultuur, maar voordat patches begon te desintegreren. TerwijlCaCl 2 regelmatig kon worden toegevoegd in de post-bioprinting fase om patch desintegratie te verminderen, vonden we dat de intrinsieke viscositeit van de hydrogel voldoende was voor patches om hun structuur te behouden tot transplantatie met slechts een eerste dosis CaCl2.

De methode toegestaan voor een succesvolle transplantatie zonder hechtingen (die het hart kunnen beschadigen) of lijm (die de interface tussen de patch en het hart kan blokkeren). Toekomstige studies kunnen bevestigen de hypothese dat hechteloze en lijmloze transplantatie niet negatief invloed op engraftment in muizen als het is van cruciaal belang dat de patch niet glijden uit het hart of interfereren met de longen. Andere studies die de engraftment van patches in permanente LAD ligatiemodellen met patch-based reparatie3 beoordelen, hebben het geëntte gebied (mm2) gemeten dat overblijft met tijd24, de geënte patchdikte (μm) remining met tijd25, kwantificering van getransplanteerde cellen door polymerasekettingreactie (PCR)26 of bioluminescentiefotontiestroom van geëtiketteerde levende donorcellen (een maat voor per seconde uitgestoten fotonen die geëtiketteerde geënte cellen kunnen kwantificeren die in de loop van de tijd overleven bij levende dieren)27. Toekomstige studies kunnen deze methoden gebruiken om verder te evalueren of hechtloze en lijmloze transplantatie patch-engraftment beïnvloedt (evenals structurele en functionele effecten op het host myocardium). Niettemin, macroscopisch na 28 dagen in vivo in onze immunocompetent muizen, presenteerde het voorste mediastinum variabel fibrinous materiaal en verklevingen. Het mechanisme van patch-gebaseerde cardiale regeneratie kan worden van stimulatie van gastheer macrofaag ontstekingsreacties19 of uitgescheiden immunologische factoren20 in plaats van numerieke celaanvulling. Als ontsteking een positieve rol speelt, kan de aanwezigheid van vreemd hydrogelmateriaal gunstig zijn. Als alternatief, om de aanwezigheid van vreemd materiaal te verminderen kan het nuttig zijn als de hydrogel component uiteenvalt na verloop van tijd. In feite gebruiken sommige benaderingen biomaterialen die cellen in eerste instantie ondersteunen en vervolgens desintegreren, waardoor alleen weefsel28,29. Toekomstige studies om patch-engraftment volledig te analyseren en de mechanismen achter patch-gebaseerde cardiale regeneratie beter te begrijpen, kunnen leiden tot geoptimaliseerde experimentele ontwerpen voordat ze worden vertaald naar menselijke proeven2.

Over het algemeen is dit protocol waarschijnlijk op grote schaal haalbaar en ook geschikt voor het testen van meerdere groepen 3D-bioprinted patches, bijvoorbeeld met verschillende cellulaire inhoud. Toekomstige aanwijzingen voor deze methode omvatten het bioprinten van patches die geavanceerde hydrogels bevatten die niet eerder in vivo zijn getest of het testen van de effecten van verschillende autologe of allogene stamcelcellen, voor optimalisatie voordat ze overgaan tot grote diermodellen.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Geen.

FINANCIERINGSVERKLARING:

Christopher D. Roche werd ondersteund door een Sir John Loewenthal Scholarship 2019 (University of Sydney), het Le Gros Legacy Fund New Zealand (PhD012019) en een Heart Research Australia PhD Scholarship (2019-02). Carmine Gentile werd ondersteund door een University of Sydney Kick-Start Grant, University of Sydney Chancellor's Doctoral Incentive Programme Grant, UTS Seed Funding, Katholiek Aartsbisdom sydney Grant voor Adult Stem Cell Research en een Sydney Medical School Foudation Cardiothoracic Surgery Research Grant.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Met dank aan Natalie Johnston voor de opname van de niet-chirurgische beelden en alle videobewerking.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
3-0 niet-absorbeerbare zwarte gevlochten behandelde zijdeEthicon232G
6-0, 24” (60 cm) Prolene (polypropyleen) hechtdraad, blauw monofilamentEthicon8805H
7-0, 18” (45 cm) zwarte gevlochten zijdeEthicon768G
Instelbare stereomicroscoop met 6,4x vergrotingOlympusSZ 3060 STU1
Anitisedan (atipamezole)ZoetisN/A
Atropine sulfaat 0,6 mg, 1 mL injectieflacons, 10-packSymbion Pharmacy ServicesATRO S I2
Bupivacaïne, 20 mL, 5 injectieflaconsBaxter HeathcareBUPI I C01
Temvet (buprenorfine), 300 µg/mL, 10 mL flesTroy LaboratoriesTEMV I 10
Kromme pincetKent ScientificINS650915-4Iris dressing pincet, 10 cm lange gebogen dressing pincet; 0,8 mm gekartelde uiteinden; roestvrij staal.
Dissectie schaar voor het snijden van spier/huidKent ScientificINS600393-GDissectieschaar, recht, 10 cm lang
Endotracheale intubatiesetKent ScientificETI-MSEInclusief intubatiekatheter/buis (20 G), lichtbron met vezeloptiek en tandspatel
Fijne schaarKent ScientificINS600124McPherson-Vannas micro schaar, 8 cm lang, recht, 0,1 mm uiteinden, 5 mm bladen; roestvrij staal.
Lasix (furosemide) 20 mg, 2 mL, 5-packSigma CompanyLASI A 1
Warmtepad voor dierlijke postoperatieve herstelPasswellPADPasswell Cosy Warmtepad voor Dieren - 26cm x 36cm; 10 Watts; Zachte PVC Cover
Ketamine 100 mg, 50 mLCEVA Animal HeathKETA I 1
NaaldhouderKent ScientificINS600137Castroviejo naaldhouder, gekarteld, 14 cm lang, 1,2 mm kaken met vergrendeling
PhysioSuite met MouseVent G500 automatische ventilatorKent ScientificPS-MVG
Puralube Vet Oogzalf (steriele oculaire smeermiddel)Dechra17033-211-38
Zelfhoudende getande muis retractorKent ScientificINS600240ALM gekartelde zelfhoudende retractor, 7 cm lang
Rechte pincetKent ScientificINS650908-4Super fijne dressing pincet, 12,5 cm lang, gekartelde uiteinden, 0,35 x 0,10 mm; roestvrij staal.
Chirurgische vergrootglazenKent ScientificSL-001
VetFlo verdamperKent ScientificVetFlo-1205S-M
Xylazin 100 mg, 50 mLRandlabXYLA I R01

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lund, L. H., et al. The registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: thirty-fourth adult heart transplantation report-2017; focus theme: allograft ischemic time. Journal of Heart and Lung Transplantation. 36 (10), 1037-1046 (2017).
  2. Roche, C. D., Brereton, R. J. L., Ashton, A. W., Jackson, C., Gentile, C. Current challenges in three-dimensional bioprinting heart tissues for cardiac surgery. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (3), 500-510 (2020).
  3. Wang, H., Roche, C. D., Gentile, C. Omentum support for cardiac regeneration in ischaemic cardiomyopathy models: a systematic scoping review. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. , Epub ahead of print. ezaa205(2020).
  4. Mattapally, S., et al. Spheroids of cardiomyocytes derived from human-induced pluripotent stem cells improve recovery from myocardial injury in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 315 (2), 327-339 (2018).
  5. Gao, L., et al. Large cardiac muscle patches engineered from human induced-pluripotent stem cell-derived cardiac cells improve recovery from myocardial infarction in swine. Circulation. 137 (16), 1712-1730 (2018).
  6. Yang, B., et al. A net mold-based method of biomaterial-free three-dimensional cardiac tissue creation. Tissue Engineering Methods (Part C). 25 (4), 243-252 (2019).
  7. Menasché, P., et al. Human embryonic stem cell-derived cardiac progenitors for severe heart failure treatment: first clinical case report. European Heart Journal. 36 (30), 2011-2017 (2015).
  8. Menasché, P., et al. Transplantation of human embryonic stem cell-derived cardiovascular progenitors for severe ischemic left ventricular dysfunction. Journal of the American College of Cardiology. 71 (4), 429-438 (2018).
  9. Beyersdorf, F. Three-dimensional bioprinting: new horizon for cardiac surgery. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 46 (3), 339-341 (2014).
  10. Noor, N., et al. 3D printing of personalized thick and perfusable cardiac patches and hearts. Advanced Science. 6 (11), 1900344(2019).
  11. Maiullari, F., et al. A multi-cellular 3D bioprinting approach for vascularized heart tissue engineering based on HUVECs and iPSC-derived cardiomyocytes. Scientific Reports. 8 (1), 13532(2018).
  12. Zhang, Y. S., et al. Bioprinting 3D microfibrous scaffolds for engineering endothelialized myocardium and heart-on-a-chip. Biomaterials. 110, 45-59 (2016).
  13. Chachques, J. C., et al. Myocardial assistance by grafting a new bioartificial upgraded myocardium (MAGNUM clinical trial): one year follow-up. Cell Transplant. 16 (9), 927-934 (2007).
  14. Chachques, J. C., et al. Elastomeric cardiopatch scaffold for myocardial repair and ventricular support. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 57 (3), 545-555 (2020).
  15. Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353(2017).
  16. van den Borne, S. W. M., et al. Mouse strain determines the outcome of wound healing after myocardial infarction. Cardiovascular Research. 84 (2), 273-282 (2009).
  17. Noguchi, R., et al. Development of a three-dimensional pre-vascularized scaffold-free contractile cardiac patch for treating heart disease. Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (1), 137-145 (2016).
  18. Walker, R. L., Eggel, M. From mice to monkeys? Beyond orthodox approaches to the ethics of animal model choice. Animals. 10 (1), 77(2020).
  19. Vagnozzi, R. J., et al. An acute immune response underlies the benefit of cardiac stem-cell therapy. Nature. 577, 405-409 (2019).
  20. Waters, R., et al. Stem cell-inspired secretome-rich injectable hydrogel to repair injured cardiac tissue. Acta Biomaterialia. 69, 95-106 (2018).
  21. Cossu, G., et al. Lancet Commission: stem cells and regenerative medicine. Lancet. 391 (10123), 883-910 (2018).
  22. Kawamura, M., et al. Enhanced therapeutic effects of human iPS cell derived-cardiomyocyte by combined cell-sheets with omental flap technique in porcine ischemic cardiomyopathy model. Scientific Reports. 7 (1), 8824(2017).
  23. Lee, K. Y., Mooney, D. J. Alginate: properties and biomedical applications. Progress in Polymer Science. 37 (1), 106-126 (2012).
  24. Kainuma, S., et al. Cell-sheet therapy with omentopexy promotes arteriogenesis and improves coronary circulation physiology in failing heart. Molecular Therapy. 23 (2), 374-386 (2015).
  25. Suzuki, R., et al. Omentopexy enhances graft function in myocardial cell sheet transplantation. Biochemical and Biophysical Research Communications. 387 (2), 353-359 (2009).
  26. Zhou, Q., Zhou, J. Y., Zheng, Z., Zhang, H., Hu, S. S. A novel vascularized patch enhances cell survival and modifies ventricular remodeling in a rat myocardial infarction model. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 140 (6), 1388-1396 (2010).
  27. Lilyanna, S., et al. Cord lining-mesenchymal stem cells graft supplemented with an omental flap induces myocardial revascularization and ameliorates cardiac dysfunction in a rat model of chronic ischemic heart failure. Tissue Engineering (Part A). 19 (11-12), 1303-1315 (2013).
  28. Miller, J. S., et al. Rapid casting of patterned vascular networks for perfusable engineered three-dimensional tissues. Nature Materials. 11 (9), 768-774 (2012).
  29. Zhang, B., et al. Biodegradable scaffold with built-in vasculature for organ-on-a-chip engineering and direct surgical anastomosis. Nature Materials. 15 (6), 669-678 (2016).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

3D gebioprintte patchmyocardinfarctmodelmuizenharttransplantatieligatie van de linker anterior descenderende arteriethoracotomische chirurgische benaderingbioprinten van hartcellenalginaat gelatine hydrogeltransplantatie van epicardiale patchventilator ondersteunde anesthesiepostoperatief herstel van muizen

Gerelateerde artikelen