Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Voorbereiding van acute hersenplakjes van de dorsale pool van de hippocampus van volwassen knaagdieren

3.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61699

⸱

10 september 2020

1Simons Initiative for the Developing Brain, Centre for Discovery Brain Sciences, The University of Edinburgh

In dit artikel

Samenvatting

Het doel van dit protocol is om een methode te beschrijven om plakjes van de dorsale hippocampus te produceren voor elektrofysiologisch onderzoek. Deze procedure maakt gebruik van perfusie met gekoeld ACSF voorafgaand aan de snijbereiding met een bijna-coronale snijhoek die het behoud van gezonde hoofdneuronen mogelijk maakt.

Samenvatting

Opnames van patch-clamps van acute knaagdiercellen zijn een steunpilaar van modern neurofysiologisch onderzoek, waardoor nauwkeurige metingen van cellulaire en synaptische eigenschappen mogelijk zijn. Niettemin is er een steeds grotere behoefte om naast de segmentelektrofysiologie ook gecorreleerde analyses uit te voeren tussen verschillende experimentele modi, bijvoorbeeld: immunohistochemie, moleculaire biologie, in vivo beeldvorming of elektrofysiologische opname; om steeds complexere vragen over de hersenfunctie te beantwoorden. Het is echter niet eenvoudig om zinvolle conclusies te trekken uit deze verschillende experimentele benaderingen, aangezien zelfs binnen relatief goed beschreven hersenstructuren een hoge mate van subregionale variatie van de cellulaire functie bestaat. Nergens wordt dit beter geïllustreerd dan in de CA1 van de hippocampus, die goed gedefinieerde dorso-ventrale eigenschappen heeft, gebaseerd op cellulaire en moleculaire eigenschappen. Desalniettemin onderzoeken veel gepubliceerde studies eiwitexpressiepatronen of gedragsmatig gecorreleerde in vivo activiteit in de dorsale omvang van de hippocampus; en bevindingen mechanistisch verklaren met cellulaire elektrofysiologie uit het ventro-mediale gebied. Dit wordt verder verward door het feit dat veel acute slice elektrofysiologische experimenten worden uitgevoerd bij jonge dieren, terwijl andere experimentele modi worden uitgevoerd bij meer volwassen dieren. Om deze problemen aan te pakken, omvat deze methode transcardiale perfusie van volwassen (>60 dagen oude knaagdieren) met kunstmatig hersenvocht, gevolgd door de bereiding van gemodificeerde coronale plakjes, waaronder de septumpool van de dorsale hippocampus om te registreren van CA1 piramidale cellen. Dit proces leidt tot het genereren van gezonde acute plakjes dorsale hippocampus, waardoor op plakjes gebaseerde cellulaire elektrofysiologische ondervraging mogelijk is die is afgestemd op andere maatregelen.

Inleiding

De hippocampus is misschien wel de best bestudeerde structuur in de hersenen van zoogdieren, vanwege zijn relatief grote omvang en prominente laminaire structuur. De hippocampus is betrokken bij een aantal gedragsprocessen: ruimtelijke navigatie, contextueel geheugen en episodevorming. Dit is gedeeltelijk te wijten aan het relatieve gemak van toegang tot de dorsale delen van de hippocampus bij knaagdieren voor in vivo analyse. De belangrijkste outputcellen bevinden zich immers doorgaans op minder dan 2 mm van het oppervlak van het pial.

Bij knaagdieren is de hippocampus een relatief grote structuur, gevormd door een invaginatie van het telencephalon die zich uitstrekt van het dorsale septum tot de ventrale neocortex. Het bestaat uit 2 grote regio's: de dentate gyrus en de cornu ammonis (CA); de laatste is verdeeld in 3 goed beschreven subregio's (CA1-3) die zich uitstrekken tot in de gyrus hilus dentate (voorheen bekend als CA4), op basis van connectiviteit, cellulaire anatomie en genetische eigenschappen1. Deze structuur wordt gehandhaafd langs de dorso-ventrale omvang van de hippocampus, zij het met grote variaties in synaptische eigenschappen 2,3,4, anatomie5, genetische diversiteit 6,7,8 en gedragsfunctie 9,10. Van de CA-regio's bestaat het CA1-subveld grotendeels uit glutamaterge CA1-piramidale cellen (CA1-pc's), waarvoor 3 subtypes zijn gedefinieerd11, en remmende interneuronen die ~10% van de neuronen uitmaken, maar zeer divers zijn met meer dan 30 subtypes gedefinieerd 12,13,14. Naast regionale specifieke verschillen, is aangetoond dat normale veroudering dramatische effecten heeft op synaptische transmissie 15,16,17, anatomie18 en genetisch profiel 19. De huidige gouden standaardmethode om de fijne kneepjes van cellulaire en synaptische eigenschappen op een gecontroleerde manier te beoordelen, is door het gebruik van patch-clamp-opnames van hele cellen van acute hersenplakjes20.

Het begrip van de hippocampusfunctie is grotendeels gebaseerd op dorsale manipulatie vanwege het gemak waarmee het chirurgisch of anatomisch toegankelijk is voor gedragstaken, implantatie van elektroden of beeldvormingsvensters, of virale plasmide-expressie. In veel onderzoeken worden deze procedures bovendien uitgevoerd bij laat-juveniele of volwassen knaagdieren om variabiliteit in de hersenstructuur tijdens de ontwikkeling te voorkomen. Desondanks worden veel benaderingen om cellulaire en subcellulaire elektrofysiologie te onderzoeken uitgevoerd bij vroege tot mid-juveniele knaagdieren, voornamelijk vanuit het ventro-mediale deel van de hippocampus in het transversale vlak 21,22,23,24,25. Wanneer de gehele dorso-ventrale omvang is beoordeeld, wordt een weefselhakker gebruikt om de transversale omvang 4,26 te behouden, of is het experiment uitgevoerd bij jonge ratten27 of muizen28. Bovendien is bekend dat het afkoelen van weefsel voorafgaand aan dissectie van de hersenen de hippocampusstructuur bij ratten behoudt29 en neocorticale neuronen bij muizen30,31. Desalniettemin is er een gebrek aan details met betrekking tot de productie van hersenplakjes uit de dorsale dwarsas van de hippocampus, zoals gegenereerd door gemodificeerde coronale plakjes, bij volwassen ratten.

Dit protocol beschrijft een benadering waarmee patch-clamp-opnames van hele cellen kunnen worden verkregen van afzonderlijke of paren neuronen in gemodificeerde coronale plakjes dorsale hippocampus van oudere ratten, gevolgd door post-hoc morfologische identificatie. Gezonde hersenschijfjes worden verkregen na transcardiale perfusie van gekoeld kunstmatig hersenvocht (ACSF), waardoor de elektrofysiologische eigenschappen van CA1-pc's en lokale interneuronen kunnen worden gemeten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dieren zijn gegenereerd en onderhouden volgens de richtlijnen van het ministerie van Binnenlandse Zaken en de instellingen (HO# P135148E). Alle ratten werden in een licht/donker-cyclus van 12 uur gehouden en kregen ad libitum toegang tot voedsel en water.

1. Transcardiale perfusie van gekoeld ACSF

  1. Voorafgaand aan alle experimenten, plaats ~200 ml sucrose-ACSF (tabel 1) in de vriezer bij -20 °C (tot halfbevroren, om te snijden) en nog eens ~100-200 ml gefilterde sucrose-ACSF op ijs (voor perfusie), borrelend met carbiogeen (95% O2/5% CO2).
  2. Haal een volwassen rat uit zijn thuiskooi en plaats hem ~30 minuten in een wachtkooi in de behandelkamer om te acclimatiseren aan geluids- en lichtniveaus.
  3. Bereid de dissectie-instrumenten (Figuur 1A), het perfusiegebied en het injecteerbare anestheticum voor (ca. 1 ml 200 mg/ml natriumpentobarbital voor een eindconcentratie van 100 mg/kg).
  4. Bereid een geschikte anesthesiekamer voor door er een klein wattenstaafje tissuepapier of watten in te plaatsen. Breng 1-2 ml vluchtig isofluraan-anestheticum toe aan het absorberende materiaal in de kamer.
  5. Plaats de rat in een anesthesiekamer om te verdoven. Houd de ademhaling in de gaten totdat de ademhalingsfrequentie daalt tot ~1 oppervlakkige ademhaling per seconde.
  6. Begin nu met het borrelen van halfbevroren sucrose-ACSF met carbogen op ijs voor gebruik tijdens het snijden.
  7. Weeg de rat en noteer het gewicht.
  8. Verdoof de rat terminaal door het bereide natriumpentobarbital in de intraperitoneale holte te injecteren. De dosis natriumpentobarbital moet 100 mg/kg zijn, berekend op basis van het eerder ingenomen gewicht en de voorraadconcentratie van het geneesmiddel. Plaats de rat in een wachtkamer en wacht 0,5-5 minuten voor het begin van terminale anesthesie.
  9. Bevestig het stoppen van de reflexen: test zowel het knipperen van het hoornvlies (de pupil aanraken) als het knijpen van de achterpoot (het been optillen en in de achterpoot knijpen) reflexen met behulp van een stompe sonde (d.w.z. afgeronde tang). Zodra de reflexen zijn opgehouden, speldt u de rat met injectienaalden vast aan de chirurgische plaat van polystyreen of kurk.
  10. Open de borstholte en plaats de canule aan de basis van de linker hartkamer. Prik in de rechter boezem en begin onmiddellijk met de perfusie met de ijskoude (0-1 °C) sucrose-ACSF (met behulp van een peristaltische pomp van 50 ml/minuut).
  11. Zodra de volledige uitwisseling van vloeistoffen en het afkoelen van het lichaam heeft plaatsgevonden (<5 minuten), verwijdert u de canule en pinnen en onthoofdt u deze met behulp van een guillotine.
  12. Verwijder de schedel voorzichtig en snel met behulp van een botschaar en Rongeur botgereedschap (Figuur 1A,1B).
    1. Begin met het maken van 2x bilaterale sneden door het foramen magnum met behulp van de botschaar en verwijder de schedel tot aan de lambdahechting met de Rongeurs. Knip voorzichtig langs de middellijn met de botschaar tot net achter de ogen.
    2. Maak 2x bilaterale sneden door de schedel, loodrecht op de middellijn. Open met behulp van de Rongeurs de schedel langs de middellijn. Wees extra voorzichtig bij het verwijderen van de pia mater met een fijne schaar of een haaknaald.
  13. Schep de hersenen uit de schedel met behulp van een stompe spatel en snijd de hersen- en oogzenuwen door met zijwaartse compressie. Plaats de hersenen 1-2 minuten in gecarbogeneerde, halfbevroren (0-1 °C) sucrose-ACSF voordat u ze aansnijdt.

2. Bereiding van hersenplakjes uit de dorsale hippocampus

  1. Verwijder de geperfundeerde hersenen uit de halfbevroren (0-1 °C) sucrose-ACSF en doe deze in een met filtreerpapier beklede glazen petrischaal. Plaats de hersenen op het ventrale oppervlak.
  2. Verwijder met een scalpel (mes nr. 22) het achterste deel van de hersenen op ~10° ten opzichte van verticaal om een plat oppervlak te creëren om de hersenen aan het podium te lijmen (Figuur 1C).
  3. Breng een kleine hoeveelheid cyanoacrylaatlijm aan op de fase van de vibratoom. Verspreid de lijm om een dunne film te maken die ongeveer 50% groter is dan de dwarsdoorsnede van het snijvlak van de hersenen.
  4. Til de hersenen uit de glazen schaal op een spatel, met de snijkant naar beneden, met een penseel om het weefsel te geleiden. Dep de hersenen af met een stuk weefsel om overtollig ACSF te verwijderen en schuif de hersenen, het snijvlak naar beneden, op het midden van de lijm. Voeg met behulp van een pasteurpipet 1-2 ml ijskoude sucrose-ACSF toe aan de hersenen om lijm van de hersenblokkade te verwijderen.
  5. Plaats de hersenen in de snijkamer en overspoel met halfbevroren sucrose ACSF. Gebruik een lepel of spatel om overtollig ijs uit de buurt van hersenblokkades te houden en vervolgens carbogenaat (Figuur 1D).
  6. Beweeg het mes van de vibratoom in positie: ~1 mm van het dorsale oppervlak van de hersenen en verticaal ~1 mm anterieur van bregma. Zorg ervoor dat het mes volledig ondergedompeld is en verwijder luchtbellen met een penseel.
  7. Begin met het snijden van de hersenen. Om tot aan de dorsale hippocampus te trimmen, gebruikt u een snelheid van 0,1-0,2 mm/s, met een horizontale mesbeweging van 1-1,5 mm en een wederzijdse oscillerende snelheid van ~90 Hz. Verlaag bij het doorsnijden van de dorsale hippocampus de snelheid tot 0,05-0,1 mm/s.
  8. Verzamel plakjes dorsale hippocampus (nominaal 3-4 volledige plakjes of 6-8 hemisected plakjes) per brein. Als longitudinale plakjes ventro-mediale hippocampus nodig zijn, ga dan door met snijden. Als de dorsale hippocampus eenmaal is doorgesneden, is het niet nodig om extra weefsel te knippen tot ongeveer de positie van de3e ventrikel. Stop de vibratome, scheid de plak met een gebogen injectienaald en verzamel deze op de bodem van de snijkamer.
    OPMERKING: Plakjes kunnen 250-500 μm dik zijn, afhankelijk van de experimentele vereisten. Voor opnames van de dorsale hippocampus worden doorgaans plakjes van 400 μm dik gebruikt om zoveel mogelijk van het lokale netwerk te behouden, terwijl de geschikte microscopieomstandigheden mogelijk zijn.
  9. Snijd de plakjes af zodat ze alleen de hippocampus en de bovenliggende cortex bevatten onder een ontleedmicroscoop. Breng de plakjes over naar de voorverwarmde kamer van 35 °C met het voorste oppervlak naar boven.
  10. Bepaal de opslagkamer op basis van het uit te voeren experiment. Om hoogwaardige patch-clamp- of extracellulaire veldopnames van de hele cel te verkrijgen dicht bij het plakoppervlak in ondergedompelde opnamekamers, bewaart u deze in ondergedompelde kamers. U kunt het ook bewaren in een vloeistof/gas-interfacekamer voor opnames van oscillerende netwerkactiviteit of extracellulaire veldopnames van de interface.
  11. Laat de plakjes onder water gedurende 30 minuten herstellen bij 35 ºC vanaf het moment dat de laatste plak de opslagkamer binnengaat. Dit zorgt voor reactivering van metabolische processen en herafdichting van gesneden neurieten. Breng de bewaarkamer na 30 minuten op kamertemperatuur.

3. Registratie van de dorsale hippocampale neuronen

  1. Fabricage van opnamepatchpipetten van capillair glas. Dit protocol maakt gebruik van borosilicaatglas met een buitendiameter van 1,5 mm en een binnendiameter van 0,86 mm met filament, wat een tipweerstand van 3-5 MΩ oplevert wanneer het wordt gevuld met een intracellulaire oplossing (tabel 1). Bewaar intracellulaire oplossingen gekoeld op ijs om degradatie van energetische componenten te voorkomen en filtreer ze voor gebruik (spuitfilter, poriegrootte: 0,2 μm).
  2. Carbogenaat neemt ACSF op en verwarm voor in een waterbad (35-40 ºC). Lever de gecarbogeneerde en voorverwarmde ACSF via een perfusieslang met behulp van een peristaltische pomp naar de registratiekamer. Begin met perfusie enkele minuten voordat u een plakje in de kamer brengt.
  3. Stop de perfusie en breng een hersenplak over naar de opnamekamer met het voorste oppervlak naar boven. Houd de plak op zijn plaats met een platina ring met enkele vezels zijde eraan bevestigd om een "harp" -vorm te vormen. Plaats de plakjes zo dat de laag pyramidale van CA1 loodrecht op de as van de eerste opnamepipet loopt.
  4. Start de stroom van gecarbogeneerd en voorverwarmd (35-40 ºC) opnieuw en registreer ACSF (tabel 1) met een optimale snelheid van 6-8 ml∙min-1.
    OPMERKING: Hoge stroomsnelheden (6-8 ml∙min-1) zijn optimaal voor het handhaven van netwerkactiviteit in plakjes32. Lagere stroomsnelheden (d.w.z. 2-3 ml∙min-1) kunnen worden gebruikt om de plakstabiliteit te behouden voor beeldvormingsexperimenten of waar biologisch relevante netwerkactiviteit niet vereist is.
  5. Beoordeel de slice-kwaliteit met behulp van infrarood differentiële inferentiecontrast (IR-DIC)-optica met 40x objectiefvergroting (gevisualiseerd met een CCD-camera). Ga uit van een goede plakkwaliteit als een groot aantal eivormige, matig contrasterende CA1 PC's kan worden gezien in str. pyramidale op een diepte van 20-30 μm onder een glad en licht ingedeukt oppervlak (Figuur 2A). Plakjes van slechte kwaliteit bevatten grote aantallen sterk contrasterende, gekrompen of gezwollen cellen, met een oneffen snijoppervlak.
  6. Vul patchpipetten met een intracellulaire oplossing (bijv. op basis van een intracellulaire [Cl-] van 24 mM) om vergelijking met andere gepubliceerde gegevens mogelijk te maken.
  7. Voer patch-clamp-opnames van de hele cel uit zoals eerder beschreven22. Sluit cellen uit van analyse als de membraanpotentiaal (VM) bij doorbraak meer gedepolariseerd is dan -50 mV, de serieweerstand is >30 MΩ; of de serieweerstand verandert met >20% in de loop van de opname. Onder deze opnameomstandigheden ligt de serieweerstand doorgaans in het bereik van 8 – 25 MΩ en is deze tot 1 uur stabiel.
  8. Om de intrinsieke prikkelbaarheid van CA1 van de dorsale hippocampus te onderzoeken, test u intrinsieke fysiologische eigenschappen met opnames van hele cellen met de volgende protocollen in stroomklemconfiguratie:
    1. Pas vanaf de rustmembraanpotentiaal zonder dat er een biasstroom wordt toegepast, kleine (-10 pA, 500 ms) stroomstappen toe die 30 keer worden herhaald.
    2. Van -70 mV met toegepaste biasstroom, hyper- tot depolariserende stroomstappen van 500 ms toepassen (-100 tot +400 pA, stappen van 25 pA) met 3 herhalingen van een familie van sporen.
    3. Pas een sinusvormige golf toe van 100 pA piek-tot-piekamplitude, met variabele frequentie van 0,1 tot 20 Hz. Herhaal 3 keer.
    4. Pas een stimuli van 5x 2 nA, 2 ms toe om actiepotentialen aan te sturen op 20, 40, 60, 80, 100 Hz. 10 sweeps per frequentie.
    5. Pas vanaf een -70 mV spanningsklem 5 minuten spontane excitatoire postsynaptische stromen (EPSC) toe voor opname.
  9. Om cellen opnieuw af te sluiten voor histologische analyse na succesvolle registratie, produceert u patches van buiten naar buiten door de patchpipet langzaam in te trekken. Wanneer een toename van de serieweerstand wordt waargenomen van experimentele niveaus tot >1 GΩ, gemeten door een testpuls van -5 mV, verhoogt u de houdpotentiaal tot -40 mV en trekt u de pipet volledig terug.
  10. Voer extra opnamen uit in hetzelfde segment om te voldoen aan de vereiste statistische kracht van het experimentele ontwerp.
  11. Verwijder hersenplakjes met geregistreerde neuronen uit de registratiekamer, plaats ze in een plaat met 24 putjes, vervang de ACSF door 4% paraformaldehyde (in 0,1 M fosfaatbuffer) en laat een nacht staan.
  12. Vervang de volgende dag de PFA door 0,1 M fosfaatbuffer en bewaar deze tot histologische verwerking. Visualiseer cellen met fluorescerend geconjugeerd streptavidine zoals eerder beschreven22.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het hierboven beschreven protocol maakt het mogelijk om bij volwassen ratten levensvatbare plakjes uit de septumpool van de dorsale hippocampus te bereiden. Een belangrijke factor in dit protocol is de perfusie van gekoeld sucrose-ACSF, voorafgaand aan de bereiding van de plak, wat resulteert in gezonde CA1-PC's proximaal van het plakoppervlak. De kwaliteit van de geproduceerde plak wordt visueel beoordeeld onder IR-DIC-optica, en gezonde cellen waarvan is vastgesteld dat ze grote, eivor...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Hier wordt een protocol beschreven om hoogwaardige hersenplakjes te produceren uit de dorsale omvang van de CA1 van de hippocampus, waardoor opnames van meerdere levensvatbare neuronen in dit gebied mogelijk zijn. De combinatorische benadering van opname van hele cellen van bijna-coronale plakjes gevolgd door visualisatie van neuronen is van cruciaal belang voor de bevestiging van de levensvatbaarheid en identiteit van cellen.

Dit protocol produceert om 2 bela...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteur verklaart dat ze geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dankbetuigingen

De auteur wil Prof. David JA Wyllie, Dr. Emma Perkins, Laura Simoes de Oliveira en Prof. Peter C Kind bedanken voor hun nuttige opmerkingen over het manuscript en de protocoloptimalisatie, en The Simons Initiative for the Developing Brain voor het verstrekken van publicatiekosten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Acquisition softwareMolecular DevicespClamp 10
Adult ratsVariousn/aElke stam van volwassen rat (60 dagen en ouder)
AmplifierMolecular DevicesAxopatch 700B
Analysis softwareFreewareStimfithttps://github.com/neurodroid/stimfit
Bone ScissorsFST16152-12Littauer stijl
Capillary GlassHarvard Apparatus30-0060Borosilicaat glas pipetten met filament 1.5 mm buitendiameter, 0.86 mm binnendiameter.
CarbogenBOCVarious95% O2/5% CO2
CCD cameraScientificaSciCamProhttps://www.scientifica.uk.com/products/
Chemicals/ReagentsSigma AldrichVariousAlle laboratorium reagentia verkregen van Sigma Aldrich.
Cyanoacrylate (bijv. RS Pro 3)RS Components918-6872Vermijd gel-gebaseerde cyanoacrylaatformuleringen
DigitizerMolecular DevicesDigidata 1550B
Dissection pins/needlesVariousVariousGebruik naalden van 16 gauge (hierboven)
Electrophysiology systemScientificaSliceScopehttps://www.scientifica.uk.com/products/ scientifica-slicescope
Fine iris scissorsFST14568-12Met tungsten-carbide tips
Glass Petri dishFisher Scientific12911408
Hypodermic needlesBD HealthcareVarious16, 18, en 22 gauge
Isofluorane 100% W/W (bijv. IsoFlo)Zoetis50019100
Mayo-type scissorsFST14110-17Blunte punten
MicromanipulatorsScientificaMicrostarhttps://www.scientifica.uk.com/products/scientifica-microstar-micromanipulator
PaintbrushArt storen/aEen fijne borstel, verkregen bij een lokale kunstwinkel.
Pasteur pipetteFisher Scientific11546963Een glazen Pasteur pipet, maar gesneden zodat het stompe uiteinde wordt gebruikt om te pipetten.
Peristaltic pumpWatson Marlow12466260Eenkanaals peristaltische pomp
Pipette pullerSutter InstrumentsP-97Andere modellen en methoden van pipetproductie zouden even goed werken.
Plastic syringes (1, 2, 5 mL)BD HealthcareVarious
Rongeur bone toolFST16021-14
Slice holding chamberHomemade
Slice weight/harpHarvard ApparatusSHD-22L/15Alternatieven zouden geschikt zijn.
Sodium Pentobarbital (bijv. Pentoject)Animalcare Ltd10347/4014200 mg/mL; andere formuleringen van pentobarbital zouden geschikt zijn
SpatulaBochem3213Verkrijgbaar bij Fisher Scientific
Syringe filtersFisher Scientific10482012Corning merk spuitfilters, 0.22 µm poriëndiameter.
VibtratomeLeica1491200S001VT1200S model met Vibrocheck
Water BathFisher Scientific151670155 Liter waterbad, bijvoorbeeld: Grant Instruments™JBA5 scientifica-scicam-pro

Referenties

  1. Amaral, D. G., Witter, M. P. The three-dimensional organization of the hippocampal formation: a review of anatomical data. Neuroscience. 31 (3), 571-591 (1989).
  2. Moser, M. B., Moser, E. I. Functional differentiation in the hippocampus. Hippocampus. 8 (6), 608-619 (1998).
  3. Babiec, W. E., Jami, S. A., Guglietta, R., Chen, P. B., O'Dell, T. J. Differential regulation of NMDA receptor-mediated transmission by SK channels underlies dorsal-ventral differences in dynamics of schaffer collateral synaptic function. Journal of Neuroscience. 37 (7), 1950-1964 (2017).
  4. Papatheodoropoulos, C. Striking differences in synaptic facilitation along the dorsoventral axis of the hippocampus. Neuroscience. 301, 454-470 (2015).
  5. O'Reilly, K. C., et al. Identification of dorsal-ventral hippocampal differentiation in neonatal rats. Brain Structure and Function. 220 (5), 2873-2893 (2015).
  6. Cembrowski, M. S., et al. Spatial gene-expression gradients underlie prominent heterogeneity of CA1 pyramidal neurons. Neuron. 89 (2), 351-368 (2016).
  7. Cembrowski, M. S., Wang, L., Sugino, K., Shields, B. C., Spruston, N. Hipposeq: a comprehensive RNA-seq database of gene expression in hippocampal principal neurons. elife. 5, 14997(2016).
  8. Leonardo, E., Richardson-Jones, J., Sibille, E., Kottman, A., Hen, R. Molecular heterogeneity along the dorsal–ventral axis of the murine hippocampal CA1 field: a microarray analysis of gene expression. Neuroscience. 137 (1), 177-186 (2006).
  9. Kheirbek, M. A., et al. Differential control of learning and anxiety along the dorsoventral axis of the dentate gyrus. Neuron. 77 (5), 955-968 (2013).
  10. Kjelstrup, K. B., et al. Finite scale of spatial representation in the hippocampus. Science. 321 (5885), 140-143 (2008).
  11. Klausberger, T., Somogyi, P. Neuronal diversity and temporal dynamics: the unity of hippocampal circuit operations. Science. 321 (5885), 53-57 (2008).
  12. Booker, S. A., Vida, I. Morphological diversity and connectivity of hippocampal interneurons. Cell and Tissue Research. 373 (3), 619-641 (2018).
  13. Freund, T. F., Buzsaki, G. Interneurons of the hippocampus. Hippocampus. 6 (4), 347(1996).
  14. Pelkey, K. A., et al. Hippocampal GABAergic inhibitory interneurons. Physiological Reviews. 97 (4), 1619(2017).
  15. Barnes, C. A., Rao, G., Foster, T. C., McNaughton, B. L. Region-specific age effects on AMPA sensitivity: Electrophysiological evidence for loss of synaptic contacts in hippocampal field CA1. Hippocampus. 2 (4), 457-468 (1992).
  16. Potier, B., Jouvenceau, A., Epelbaum, J., Dutar, P. Age-related alterations of GABAergic input to CA1 pyramidal neurons and its control by nicotinic acetylcholine receptors in rat hippocampus. Neuroscience. 142 (1), 187-201 (2006).
  17. Ekonomou, A., Pagonopoulou, O., Angelatou, F. Age-dependent changes in adenosine A1 receptor and uptake site binding in the mouse brain: An autoradiographic study. Journal of Neuroscience Research. 60 (2), 257-265 (2000).
  18. Pyapali, G. K., Turner, D. A. Increased dendritic extent in hippocampal CA1 neurons from aged F344 rats. Neurobiology of Aging. 17 (4), 601-611 (1996).
  19. Blalock, E. M., et al. Gene microarrays in hippocampal aging: statistical profiling identifies novel processes correlated with cognitive impairment. Journal of Neuroscience. 23 (9), 3807-3819 (2003).
  20. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annual Review of Physiology. 46 (1), 455-472 (1984).
  21. Bischofberger, J., Engel, D., Li, L., Geiger, J. R., Jonas, P. Patch-clamp recording from mossy fiber terminals in hippocampal slices. Nature Protocols. 1 (4), 2075(2006).
  22. Booker, S. A., Song, J., Vida, I. Whole-cell patch-clamp recordings from morphologically-and neurochemically-identified hippocampal interneurons. Journal of Visualized Experiments. (91), e51706(2014).
  23. Geiger, J., et al. Patch-clamp recording in brain slices with improved slicer technology. Pflügers Archive. 443 (3), 491-501 (2002).
  24. Aitken, P., et al. Preparative methods for brain slices: a discussion. Journal of Neuroscience Methods. 59 (1), 139-149 (1995).
  25. Siwani, S., et al. OLMα2 cells bidirectionally modulate learning. Neuron. 99 (2), 404-412 (2018).
  26. Dong, W. Q., Schurr, A., Reid, K. H., Shields, C. B., West, C. A. The rat hippocampal slice preparation as an in vitro model of ischemia. Stroke. 19 (4), 498-502 (1988).
  27. Dougherty, K. A. Differential developmental refinement of the intrinsic electrophysiological properties of CA1 pyramidal neurons from the rat dorsal and ventral hippocampus. Hippocampus. 30 (3), 233-249 (2020).
  28. Foggetti, A., Baccini, G., Arnold, P., Schiffelholz, T., Wulff, P. Spiny and Non-spiny Parvalbumin-Positive Hippocampal Interneurons Show Different Plastic Properties. Cell Reports. 27 (13), 3725-3732 (2019).
  29. Newman, G. C., Qi, H., Hospod, F. E., Grundmann, K. Preservation of hippocampal brain slices with in vivo or in vitro hypothermia. Brain Research. 575 (1), 159-163 (1992).
  30. Ting, J. T., Daigle, T. L., Chen, Q., Feng, G. Patch-Clamp Methods and Protocols. , Springer. 221-242 (2014).
  31. Ting, J. T., et al. Preparation of acute brain slices using an optimized N-methyl-D-glucamine protective recovery method. Journal of Visualized Experiments. (132), e53825(2018).
  32. Hajos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. European Journal of Neuroscience. 29 (2), 319-327 (2009).
  33. Papaleonidopoulos, V., Trompoukis, G., Koutsoumpa, A., Papatheodoropoulos, C. A gradient of frequency-dependent synaptic properties along the longitudinal hippocampal axis. BMC Neuroscience. 18 (1), 79(2017).
  34. Fuller, L., Dailey, M. E. Preparation of rodent hippocampal slice cultures. (10), Cold Spring Harbor Protocols. 4848(2007).
  35. Gee, C. E., Ohmert, I., Wiegert, J. S., Oertner, T. G. Preparation of slice cultures from rodent hippocampus. Cold Spring Harbor Protocols. 2017 (2), (2017).
  36. Andersen, P. Brain slices - a neurobiological tool of increasing usefulness. Trends in Neurosciences. 4, 53-56 (1981).
  37. Moyer, J. R., Brown, T. H. Patch-Clamp Analysis. , Springer. 135-193 (2002).
  38. Dougherty, K. A., et al. Differential expression of HCN subunits alters voltage-dependent gating of h-channels in CA1 pyramidal neurons from dorsal and ventral hippocampus. Journal of Neurophysiology. 109 (7), 1940-1953 (2013).
  39. Huang, S., Uusisaari, M. Y. Physiological temperature during brain slicing enhances the quality of acute slice preparations. Frontiers in Cellular Neuroscience. 7, 48(2013).
  40. Booker, S. A., et al. Presynaptic GABAB receptors functionally uncouple somatostatin interneurons from the active hippocampal network. Elife. 9, 51156(2020).
  41. Gloveli, T., et al. Orthogonal arrangement of rhythm-generating microcircuits in the hippocampus. Proceedings of the National Academy of Sciences. 102 (37), 13295-13300 (2005).
  42. Ordemann, G. J., Apgar, C. J., Brager, D. H. D-type potassium channels normalize action potential firing between dorsal and ventral CA1 neurons of the mouse hippocampus. Journal of Neurophysiology. 121 (3), 983-995 (2019).
  43. Arnold, E. C., McMurray, C., Gray, R., Johnston, D. Epilepsy-induced reduction in HCN channel expression contributes to an increased excitability in dorsal, but not ventral, hippocampal CA1 neurons. eNeuro. 6 (2), (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Hippocampale CA1dorsale hippocampuswhole-cell patch-clamptranscardiale perfusiegemodificeerde coronale coupeselektrofysiologie bij knaagdierencoupevoorbereidingcellulaire elektrofysiologiehersencoupevoorbereiding

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.