Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een fibrine-verrijkt en tPA-gevoelig fototrombotisch beroertemodel

3.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61740

⸱

4 juni 2021

 ,  , 
1Department of Anesthesiology, Taipei Veterans General Hospital, National Yang-Ming University School of Medicine, 2Department of Neuroscience, Center for Brain Immunology and Glia (BIG), University of Virginia School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

Traditionele modellen met fototrombotische beroerte (PTS) induceren voornamelijk dichte bloedplaatjesaggregaten met een hoge weerstand tegen weefselplasminogeenactivator (tPA)-lytische behandeling. Hier wordt een gemodificeerd muizen PTS-model geïntroduceerd door trombine en lichtgevoelige kleurstof samen te injecteren voor fotoactivering. Het trombine-versterkte PTS-model produceert gemengde bloedplaatjes:fibrinestolsels en is zeer gevoelig voor tPA-trombolyse.

Samenvatting

Een ideaal trombo-embolisch beroertemodel vereist bepaalde eigenschappen, waaronder relatief eenvoudige chirurgische ingrepen met een lage mortaliteit, een consistente infarctgrootte en -locatie, precipitatie van bloedplaatjes:fibrine vermengde bloedstolsels vergelijkbaar met die bij patiënten, en een adequate gevoeligheid voor fibrinolytische behandeling. Het op kleurstof gebaseerde fototrombotische beroertemodel van de bengaalse roos (RB) voldoet aan de eerste twee vereisten, maar is zeer ongevoelig voor tPA-gemedieerde lytische behandeling, vermoedelijk vanwege de bloedplaatjesrijke, maar fibrine-arme stolselsamenstelling. We redeneren dat een combinatie van RB-kleurstof (50 mg/kg) en een subtrombotische dosis trombine (80 E/kg) voor fotoactivatie gericht op de proximale tak van de middelste hersenslagader (MCA) fibrine-verrijkte en tPA-gevoelige stolsels kan produceren. Inderdaad, het trombine en RB (T+RB)-gecombineerde fototrombosemodel veroorzaakte gemengde bloedplaatjes:fibrine-bloedstolsels, zoals aangetoond door immunokleuring en immunoblots, en handhaafde consistente infarctgroottes en -locaties plus een lage mortaliteit. Bovendien verminderde intraveneuze injectie van tPA (Alteplase, 10 mg/kg) binnen 2 uur na fotoactivatie de infarctgrootte bij T+RB-fototrombose aanzienlijk. Het trombine-versterkte fototrombotische beroertemodel kan dus een nuttig experimenteel model zijn om nieuwe trombolytische therapieën te testen.

Inleiding

Endovasculaire trombectomie en tPA-gemedieerde trombolyse zijn de enige twee door de Amerikaanse Food and Drug Administration (FDA) goedgekeurde therapieën van acute ischemische beroerte, die jaarlijks ~700.000 patiënten in deVerenigde Staten treft. Omdat de toepassing van trombectomie beperkt is tot occlusie van grote bloedvaten (LVO), terwijl tPA-trombolyse occlusies van kleine bloedvaten kan verlichten, zijn beide waardevolle therapieën voor acute ischemische beroerte2. Bovendien verbetert de combinatie van beide therapieën (bijv. start van tPA-trombolyse binnen 4,5 uur na het begin van de beroerte, gevolgd door trombectomie) de reperfusie en defunctionele uitkomsten. Het optimaliseren van trombolyse blijft dus een belangrijk doel voor onderzoek naar beroertes, zelfs in het tijdperk van trombectomie.

Trombo-embolische modellen zijn een essentieel hulpmiddel voor preklinisch onderzoek naar beroertes dat gericht is op het verbeteren van trombolytische therapieën. Dit komt omdat mechanische vasculaire occlusiemodellen (bijv. intraluminale hechting MCA-occlusie) geen bloedstolsels produceren en het snelle herstel van de cerebrale bloedstroom na het verwijderen van mechanische occlusie overdreven geïdealiseerd is 4,5. Tot op heden omvatten de belangrijkste trombo-embolische modellen fototrombose 6,7,8, topisch ijzerchloride (FeCl3) toepassing9, micro-injectie van trombine in de MCA-tak 10,11, injectie van ex vivo (micro)embolie in de MCA of gemeenschappelijke halsslagader (CCA)12,13,14 en voorbijgaande hypoxie-ischemie (tHI)15,16, 17,18. Deze beroertemodellen verschillen in de histologische samenstelling van de resulterende stolsels en de gevoeligheid voor tPA-gemedieerde lytische therapieën (tabel 1). Ze variëren ook in de chirurgische vereiste van craniotomie (nodig voor in situ trombine-injectie en plaatselijke toepassing van FeCl3), de consistentie van de grootte en locatie van het infarct (bijv. CCA-infusie van micro-embolieën levert zeer variabele uitkomsten op) en globale effecten op het cardiovasculaire systeem (bijv. tHI verhoogt de hartslag en het hartminuutvolume om hypoxie-geïnduceerde perifere vasodilatatie te compenseren).

Het op RB-kleurstof gebaseerde fototrombotische beroerte (PTS)-model heeft veel aantrekkelijke kenmerken, waaronder eenvoudige craniotomievrije chirurgische ingrepen, lage mortaliteit (meestal < 5%) en een voorspelbare grootte en locatie van het infarct (in het MCA-leverende gebied), maar het heeft twee belangrijke beperkingen. 8 Het eerste voorbehoud is een zwakke tot nihil-respons op tPA-gemedieerde trombolytische behandeling, wat ook een nadeel is van het FeCl3-model 7,19,20. Het tweede voorbehoud van PTS- en FeCl3-beroertemodellen is dat de daaruit voortvloeiende trombi bestaan uit dicht opeengepakte bloedplaatjesaggregaten met een kleine hoeveelheid fibrine, wat niet alleen leidt tot de veerkracht tegen tPA-lytische therapie, maar ook afwijkt van het patroon van gemengde bloedplaatjes:fibrinetrombi bij patiënten met een acute ischemische beroerte21,22. Het in situ trombine-micro-injectiemodel daarentegen bestaat voornamelijk uit gepolymeriseerd fibrine en een onzeker gehalte aan bloedplaatjes10.

Gezien de bovenstaande redenering veronderstelden we dat vermenging van RB en een subtrombotische dosis trombine voor MCA-gerichte fotoactivering door verdunde schedel de fibrinecomponent in de resulterende trombi kan verhogen en de gevoeligheid voor tPA-gemedieerde lytische behandeling kan verhogen. We hebben deze hypothese bevestigd,23 en hierin beschrijven we gedetailleerde procedures van het gemodificeerde (T+RB) fototrombotische beroertemodel.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dit protocol is goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Universiteit van Virginia en volgt de National Institutes of Health Guideline for Care and Use of Laboratory Animals. Figuur 1A schetst de volgorde van chirurgische ingrepen van dit protocol.

1. Operatie instellen

  1. Plaats ten minste 15 minuten voor de operatie een verwarmingskussen met een temperatuur van 37 °C op de adapter voor kleine dieren. Bereid een neusklemrol voor adapter voor waarmee de kop van het dier kan draaien. Bereid de anesthetica voor Ketamine (60 mg/kg)/ Xylazine (10 mg/kg).
  2. Steriliseer de chirurgische instrumenten, waaronder scharen, tangen, micronaaldhouders, hemostaten, wattenstaafjes en hechtingen met autoclaaf (121 °C bij 15 psi gedurende 60 minuten). Bereid weefsellijm en oogzalf voor. Bereid de 532 nm laserbeschermingsbril voor chirurgen voor.
    OPMERKING: Dit protocol beschrijft een belangrijke overlevingsoperatie en moet worden uitgevoerd met behulp van aseptische technieken.
  3. Stel het verlichtingssysteem in met een laserbron van 532 nm. Bereid een tandartsboor voor.
  4. Bereid de Bengaalse rozenoplossing in zoutoplossing (10 mg/ml). Plaats een aliquoot boviene trombine (0,1 E/μL) op een ijsemmer.
  5. Injecteer Ketoprofen (4,0 mg/kg) subcutaan in de muis als analgesie 30 minuten voor de operatie of gebruik het pijnstillende regime dat wordt aanbevolen door de lokale institutionele richtlijnen.

2. Ligatie van de ipsilaterale gemeenschappelijke halsslagader

  1. Verdoof mannelijke C57BL/6NCrl-muizen van 10-14 weken oud met een gewicht van 22 tot 30 g door intramusculaire injectie van ketamine (60 mg/kg) en xylazine (10 mg/kg).
    OPMERKING: De hele chirurgische ingreep, die de ligatie van de ipsilaterale gemeenschappelijke halsslagader omvat door middel van het bewaken van de cerebrale bloedstroom, zal naar verwachting ~120 minuten duren. Het anesthesieregime zal doorgaans gedurende deze hele duur effectief zijn, maar de anesthesiediepte moet ten minste elke 15 minuten opnieuw worden beoordeeld. Tijdens het leren van deze procedures kan het nodig zijn om de anesthesie opnieuw te doseren.
  2. Knijp in de tenen om ervoor te zorgen dat het dier volledig verdoofd is. Verwijder het haar in de linker nek voor CCA-ligatie en het hoofd voor het dunner worden van de schedel met de ontharingscrème.
  3. Plaats de muis op de adapter voor kleine dieren in rugligging. Steriliseer het operatiegebied door de huid af te vegen met drie afwisselende vegen povidonjodium en 70% ethanol.
  4. Zet de muiskop vast met behulp van oorbalken. Maak onder een ontleedmicroscoop een incisie van 0,5 cm in de linker cervicale hoek met behulp van een microschaar en een rechte pincet op ongeveer 0,2 cm lateraal van de middellijn.
  5. Gebruik een fijne gekartelde pincet om het zachte weefsel en de fascia uit elkaar te trekken om de linker gemeenschappelijke halsslagader (LCCA) bloot te leggen. Scheid voorzichtig de linker CCA van de nervus vagus met behulp van een fijne, gladde pincet.
  6. Plaats een permanente dubbele knoophechting rond de LCCA met behulp van 5-0 zijdehechting die in segmenten van 20 mm is gesneden, en sluit vervolgens de wond met steriele wondclips.

3. Schedel dunner worden boven de MCA-tak en fotoactivering

  1. Draai de muis in buikligging op de adapter voor kleine dieren. Draai de neusklemrol 15°. Steriliseer het operatiegebied door de huid af te vegen met drie afwisselende vegen betadine en 70% ethanol.
  2. Maak een incisie van 0,8 cm in de hoofdhuid met behulp van een microschaar en een rechte pincet langs het linkeroog en -oor om de temporalis-spier, die zich tussen het oog en het oor bevindt, bloot te leggen (Figuur 1B).
  3. Maak onder de ontleedmicroscoop een incisie van 0,5 cm langs de rand van de temporalis-spier op het linker pariëtale bot met een fijne gekartelde pincet. Maak een tweede verticale incisie van 0,3 cm op de temporalis-spier met een microschaar. Trek de temporale spier terug om de rand van het pariëtale bot en het squamosale bot bloot te leggen. Zorg ervoor dat u het herkenningspunt van de coronale hechting tussen de frontale en de pariëtale botten visualiseert (Figuur 1B,C).
  4. Bevochtig de schedel door steriele zoutoplossing aan te brengen om de linker MCA te onthullen. Markeer de proximale MCA-tak op het squamosale bot met een markeerstift. Teken voorzichtig een cirkel met een diameter van ongeveer 1 mm rond het gemarkeerde gebied met de pneumatische tandartsboor (braamsnelheid ingesteld op 50% van de snelheidsregelaar) en verdun vervolgens de schedel ongeveer 0.2 mm diep zonder de onderliggende dura aan te raken. Stop met boren totdat er een heel dun laagje bot overblijft.
  5. Meng de trombine (T, 0,1 E/μL, 80 E/kg) en Rose bengal (RB, 10 mg/ml, 50 mg/kg) oplossing op basis van het lichaamsgewicht van de muis. Meng bijvoorbeeld voor een muis met een lichaamsgewicht van 25 g 20 μL trombine (0,1 E/μL) en 125 μL RB (10 mg/ml).
  6. Injecteer langzaam T+RB-oplossing (145 μl per 25 g lichaamsgewicht) in de retroorbitale sinus met een insulinespuit (#31G naald).
    OPMERKING: In pilotexperimenten werd het sterftecijfer van toenemende doses trombine vermengd met de standaarddosis RB-kleurstof (50 mg/kg) onderzocht op fotoactivering. De mortaliteit was 0% voor 80 E/kg trombine (n=13), 43% voor 120 E/kg trombine (n=7) en 100% voor zowel 160 E/kg (n=5) als 200 E/kg trombine (n=5). Voor dit model is daarom gekozen voor een dosis van 80 E/kg trombine. Beeldvorming met laserspikkelcontract werd ook gebruikt om de mogelijkheid van ongebreidelde bloedstolling in de buurt van de orbitale holte uit te sluiten na retro-orbitale sinusinjectie van T+RB (aanvullende figuur 1), evenals wijdverspreide fibrineafzetting in de contralaterale hemisfeer die niet werd onderworpen aan laserverlichting (aanvullende figuur 2).
  7. Breng oogzalf aan op beide ogen om uitdroging te voorkomen.
  8. Breng de verlichting aan met een laserlicht van 532 nm (met een energie van 0.5 mW) op de geboorde locatie met een afstand van 2 inch gedurende 20 minuten. Visualiseer de verlichting op de proximale tak van MCA door middel van een laserbeschermingsbril (Figuur 1C,D).
    OPMERKING: De MCA met 532 nm verlichting toont rode fluorescentie onder de bril. De distale MCA verdwijnt na 10 minuten verlichting. Sluit het dier uit als de distale MCA-stroom na 20 minuten verlichting nog steeds aanwezig is.
  9. Stop de laserverlichting na 20 min. Sluit de wond af met steriele wondclips.

4. Intravitale beeldvorming (optioneel)

OPMERKING: Om de trombusvorming in vivo te karakteriseren, gebruikt u intravirale beeldvorming door een spin-schijf confocaal met fotoactiveringssysteem23.

  1. Maak een schedelvenster met een diameter van ~ 3 mm op het pariëtale bot van de schedel.
  2. Plaats een dekglas op het schedelraam en plaats de distale MCA (~50 μm in diameter) onder een 20x water-onderdompelingsobjectief.
  3. Label de circulerende bloedplaatjes door middel van staartaderinjectie van DyLight488-geconjugeerd anti-GPIbβ-antilichaam (0,1 mg/kg) 5 minuten vóór beeldvorming.
  4. Injecteer de mengseloplossing van trombine (80 E/kg) en Bengaalse roos (50 mg/kg) via retro-orbitaal 5 minuten voor de beeldvorming.
  5. Fotoactiveer de MCA met behulp van een 561 nm lasersysteem met een laserstraal met een diameter van 10 μm en neem het beeld op tot de trombusvorming.

5. tPA-toediening

  1. Leg het verdoofde dier op een warm kussen van 37 °C. Maak op het geselecteerde tijdstip na de fotoactivering een gaasje nat met ~45 °C warm water en wikkel het gedurende 1 minuut om de staart.
  2. Injecteer recombinant humaan tPA (10 mg/kg) via de staartader met een bolus van 50% en 50% gedurende 30 minuten met een infuuspomp.
    OPMERKING: Hoewel de klinische dosis recombinant humaan tPA voor de behandeling van acute ischemische beroerte 0,9 mg/kg is, wordt bij knaagdieren vaak een hogere dosis (10 mg/kg) gebruikt om de verminderde tPA-reactiviteit tussen soorten te compenseren. We volgden ook het standaardprotocol van tPA-toediening in preklinische beroertemodellen, waarbij 50% als bolus werd gebruikt en 50% via de staartader werd toegediend gedurende 30 minuten.24

6. Controle van de cerebrale bloedstroom (CBF)

OPMERKING: Om CBF-herstel na tPA-behandeling te bevestigen, gebruikt u een tweedimensionaal laserspikkelcontrastbeeldvormingssysteem15 en registreert u onmiddellijk na fototrombose (stap 3.9) of 24 uur na tPA-behandeling.

  1. Plaats het verdoofde dier in buikligging en maak een incisie in de middellijn op de hoofdhuid met de schedel bloot.
  2. Bevochtig de schedel met steriele zoutoplossing en breng de ultrasone gel voorzichtig aan op de schedel. Vermijd haren en luchtbellen in de gel, die het CBF-signaal verstoren.
  3. Bewaak CBF in beide hersenhelften onder laserspikkelcontrastbeeldcamera gedurende 10 minuten.
  4. Sluit na het opnemen van het CBF-beeld de hoofdhuid met weefsellijm en breng het dier terug naar de kooi.
  5. Analyseer CBF in de geselecteerde regio's en bereken het CBF-herstelpercentage in vergelijking met de contralaterale regio.
  6. Plaats het dier vervolgens terug in een warme kooi om te herstellen. Houd de muizen 5-10 minuten in de gaten totdat ze herstellen van de anesthesie. Plaats nat voer in de kooi en breng het terug naar de dierenopvang.
    OPMERKING: Zorg voor postoperatieve analgesie zoals aanbevolen door de lokale institutionele richtlijnen.

7. Meting van het infarctvolume door trifenyltetrazoliumchloride (TTC)-kleuring

  1. Vierentwintig uur na fototrombose, het dier diep verdoven volgens de lokale institutionele richtlijnen voor niet-overlevingschirurgie.
    OPMERKING: We dienen tribroomethanol (avertin) 250 mg/kg toe via intraperitoneale (IP) injectie.
  2. Voer transcardiale perfusie uit met PBS, verzamel verse hersenen en sluit ze in 3% agar-gel in.
  3. Snijd de hersenplak met een dikte van 1 mm in delen door middel van vibratoom en incubeer gedurende 10 minuten in 2% TTC-oplossing.
  4. Kwantificeer het totale infarctvolume van 6 hersenplakjes als het absolute volume door ImageJ-software.
    OPMERKING: Hersenoedeem werd om twee redenen niet gebruikt als uitkomstmaat. Ten eerste meet de TTC-kleuring de levensvatbaarheid van het weefsel (via de mitochondriale reductieactiviteit), wat een ernstiger gevolg is dan oedeem. Ten tweede, naarmate het infarct vordert, treden zowel vasogeen als cytotoxisch oedeem op en kunnen ze niet gemakkelijk worden onderscheiden door de standaard meetmethoden voor hersenoedeem. We hebben echter anti-immunoglobine (IgG)-etikettering gebruikt om de integriteit van de bloed-hersenbarrière (BBB) te beoordelen, en vonden vergelijkbare IgG-extravasatie 6 uur na fotoactivering in zowel RB- als T+RB-beroertemodellen (aanvullende figuur 3).

8. Meting van trombusvorming

OPMERKING: Om de trombusvorming te meten, verzamelt u de hersenen 1 uur en 2 uur na fototrombose voor trombusmeting in MCA door immunochemie (IHC) en voor fibrinemeting in hersenhelft door immunoblot, respectievelijk.

  1. Voer de IHC uit voor de karakterisering van de samenstelling van stolsels. Fixeer de hersenen 's nachts met 4% paraformaldehyde en dehydrateer de hersenen vervolgens met 30% sucrose voor de OCT-inbedding.
  2. Doorsnijd de hersenen met sagittale oriëntatie in 20 μm dikte en voer de IHC uit met specifieke antilichamen tegen fibrinogeen, bloedplaatjes (glycoproteïne IIb), rode bloedcellen (TER119) en bloedvaten (isolectine GS-IB4).
  3. Voer de meting van fibrine in de hersenhelft uit door middel van een immunoblot met een antilichaam tegen fibrinogeen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Eerst vergeleken we het fibrinegehalte in RB versus T+RB fototrombose-geïnduceerde bloedstolsels. Muizen werden opgeofferd door transcardiale perfusie van fixeermiddelen 2 uur na fotoactivering, en hersenen werden verwijderd voor immunofluorescentiekleuring van de MCA-tak in longitudinale en transversale vlakken. Bij RB-fototrombose was de MCA-tak dicht opeengepakt met CD41+-bloedplaatjes en weinig fibrine (Figuur 2A,C). Daarentegen werd de MCA-tak bij T+RB-fototr...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De traditionele RB fototrombotische beroerte, geïntroduceerd in 1985, is een aantrekkelijk model van focale cerebrale ischemie voor eenvoudige chirurgische ingrepen, lage mortaliteit en hoge reproduceerbaarheid van herseninfarct. 5 In dit model activeert de fotodynamische kleurstof RB snel bloedplaatjes bij lichtexcitatie, wat leidt tot dichte aggregaten die het bloedvat afsluiten 5,8,23. De kleine hoevee...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de NIH-subsidies (NS108763, NS100419, NS095064 en HD080429 aan C.Y.K.; en NS106592 aan Y.Y.S.).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2,3,5-trifenyltetrazoliumboorchloride (TTC)SigmaT8877infarct
4-0 Nylon monofilament naaldLOOK766Bchirurgische benodigdheden
5-0 zijdenaadHarvard Apparatus624143chirurgische benodigdheden
543nm laserstraalMelles Griot25-LGP-193-249fototrombose
volwassen mannelijke muizenCharles RiverC57BL/610~14 weken oud (22~30 g)
Anesthesiebar voor muisadaptermachine werkplaats, UVAchirurgische setup
Avertin (2, 2, 2-Tribroomethanol)SigmaT48402euthanasie
TandartsboorDentamericaRotex 782chirurgische setup
Digitaal microscoopDino-LiteAM2111hersenbeeldvorming
DissectiemicroscoopOlympusSZ40chirurgische setup
Fijne gebogen pincetten (gekarteld)FST11370-31chirurgisch instrument
Fijne gebogen pincetten (glad)FST11373-12chirurgisch instrument
geit anti-konijn Alexa Fluro 488InvitrogenA11008immunohistochemie
Halsted-Mosquito hemostatenFST13008-12chirurgisch instrument
Warmtepomp met verwarmingskussenGaymarTP700chirurgische setup
infusiepompKD Scientific200trombolytische behandeling
Insuline-syringe met 31G naaldBD328291fototrombose
KetamineCCM, UVAanesthesie
Laser beschermende bril 532nmThorlabsLG3fototrombose
KetoprofenCCM, UVANSAID analgesie
micro naaldhoudersFST12060-01chirurgisch instrument
micro schaarFST15000-03chirurgisch instrument
MoorFLPI-2 bloedstroombeeldvormerMoor780-nm laserbronLaser Speckle Contrast Imaging
MuisadapterRWD68014chirurgische setup
Puralube Vet zalfFisherNC0138063oogdroogte preventie
Retractor tipsKent ScientificSurgi-5014-2chirurgische setup
Rose BengalSigma198250fototrombose
TrombineSigmaT7513fototrombose
Weefsel lijmAbbott LaboratoriesNC9855218chirurgische benodigdheden
tPAGenetechCathflo activase 2mgtrombolytische behandeling
VibratomeStoelting51425TTC infarct
XylazinCCM, UVAanesthesie

Referenties

  1. Lyden, P. D. Thrombolytic Therapy for Acute Stroke. 3/e. , Springer. (2015).
  2. Linfante, I., Cipolla, M. J. Improving reperfusion therapies in the era of mechanical thrombectomy. Translational Stroke Research. 7 (4), 294-302 (2016).
  3. Campbell, B. C., et al. Endovascular Therapy for Ischemic stroke with perfusion-imaging selection. The New England Journal of Medicine. 372 (11), 1009-1018 (2015).
  4. Hossmann, K. A. The two pathophysiologies of focal brain ischemia: implications for translational stroke research. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 32 (7), 1310-1316 (2012).
  5. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  6. Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Annals of Neurology. 17 (5), 497-504 (1985).
  7. Watson, B. D., Prado, R., Veloso, A., Brunschwig, J. P., Dietrich, W. D. Cerebral blood flow restoration and reperfusion injury after ultraviolet laser-facilitated middle cerebral artery recanalization in rat thrombotic stroke. Stroke. 33 (2), 428-434 (2002).
  8. Uzdensky, A. B. Photothrombotic stroke as a model of ischemic stroke. Translational Stroke Research. 9 (5), 437-451 (2018).
  9. Karatas, H., et al. Thrombotic distal middle cerebral artery occlusion produced by topical FeCl(3) application: a novel model suitable for intravital microscopy and thrombolysis studies. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 31 (3), 1452-1460 (2011).
  10. Orset, C., et al. Mouse model of in situ thromboembolic stroke and reperfusion. Stroke. 38 (10), 2771-2778 (2007).
  11. Orset, C., et al. Efficacy of Alteplase in a mouse model of acute ischemic stroke: A retrospective pooled analysis. Stroke. 47 (5), 1312-1318 (2016).
  12. Kudo, M., Aoyama, A., Ichimori, S., Fukunaga, N. An animal model of cerebral infarction. Homologous blood clot emboli in rats. Stroke. 13 (4), 505-508 (1982).
  13. Busch, E., Kruger, K., Hossmann, K. A. Improved model of thromboembolic stroke and rt-PA induced reperfusion in the rat. Brain Research. 778 (1), 16-24 (1997).
  14. Lapchak, P. A., Araujo, D. M., Zivin, J. A. Comparison of Tenecteplase with Alteplase on clinical rating scores following small clot embolic strokes in rabbits. Experimental Neurology. 185 (1), 154-159 (2004).
  15. Sun, Y. Y., et al. Synergy of combined tPA-Edaravone therapy in experimental thrombotic stroke. PLoS One. 9 (6), 98807(2014).
  16. Sun, Y. Y., et al. Prophylactic Edaravone prevents transient hypoxic-ischemic brain injury: Implications for perioperative neuroprotection. Stroke. 46 (7), 1947-1955 (2015).
  17. Sun, Y. Y., et al. Sickle mice are sensitive to hypoxia/ischemia-induced stroke but respond to tissue-type plasminogen activator treatment. Stroke. 48 (12), 3347-3355 (2017).
  18. Sun, Y. Y., Kuan, C. Y. A thrombotic stroke model based on transient cerebral hypoxia-ischemia. Journal of Visualized Experiments. (102), e52978(2015).
  19. Pena-Martinez, C., et al. Pharmacological modulation of neutrophil extracellular traps reverses thrombotic stroke tPA (tissue-type plasminogen activator) resistance. Stroke. 50 (11), 3228-3237 (2019).
  20. Denorme, F., et al. ADAMTS13-mediated thrombolysis of t-PA-resistant occlusions in ischemic stroke in mice. Blood. 127 (19), 2337-2345 (2016).
  21. Marder, V. J., et al. Analysis of thrombi retrieved from cerebral arteries of patients with acute ischemic stroke. Stroke. 37 (8), 2086-2093 (2006).
  22. Bacigaluppi, M., Semerano, A., Gullotta, G. S., Strambo, D. Insights from thrombi retrieved in stroke due to large vessel occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 39 (8), 1433-1451 (2019).
  23. Sun, Y. Y., et al. A murine photothrombotic stroke model with an increased fibrin content and improved responses to tPA-lytic treatment. Blood Advances. 4 (7), 1222-1231 (2020).
  24. Su, E. J., et al. Activation of PDGF-CC by tissue plasminogen activator impairs blood-brain barrier integrity during ischemic stroke. Nature Medicine. 14 (7), 731-737 (2008).
  25. Gupta, A. K., et al. Protective effects of gelsolin in acute pulmonary thromboembolism and thrombosis in the carotid artery of mice. PLoS One. 14 (4), 0215717(2019).
  26. Carroll, B. J., Piazza, G. Hypercoagulable states in arterial and venous thrombosis: When, how, and who to test. Vascular Medicine. 23 (4), 388-399 (2018).
  27. Coutts, S. B., Berge, E., Campbell, B. C., Muir, K. W., Parsons, M. W. Tenecteplase for the treatment of acute ischemic stroke: A review of completed and ongoing randomized controlled trials. International Journal of Stroke. 13 (9), 885-892 (2018).
  28. McFadyen, J. D., Schaff, M., Peter, K. Current and future antiplatelet therapies: emphasis on preserving haemostasis. Nature Reviews Cardiology. 15 (3), 181-191 (2018).
  29. Bang, O. Y., Goyal, M., Liebeskind, D. S. Collateral crculation in ischemic stroke: Assessment tools and therapeutic strategies. Stroke. 46 (11), 3302-3309 (2015).
  30. Faber, J. E., Chilian, W. M., Deindl, E., van Royen, N., Simons, M. A brief etymology of the collateral circulation. Arteriosclerosis, Thrombsis, Vascular Biology. 34 (9), 1854-1859 (2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Thrombine Rose Bengalfibrinverrijkt stolseltPA-gevoelig modelmiddelste cerebrale arterielaser speckle contrastimmunofluorescentie-labelingmonitoring van de cerebrale bloedstroomretro-orbitale injectieproximale MCA-tak
Een fibrine-verrijkt en tPA-gevoelig fototrombotisch beroertemodel
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.