Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Cryopreservatie van eicellen gewonnen uit eierstokweefsel om het behoud van de vruchtbaarheid bij prepuberale meisjes en vrouwen te optimaliseren

6.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61777

⸱

23 oktober 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Développement Embryonnaire Précoce Humain et Pluripotence, Univ Montpellier, INSERM 1203, 2Département de Biologie de la Reproduction, Biologie de la Reproduction/DPI et CECOS, CHU Montpellier, Univ Montpellier, 3Centre d'AMP-CECOS, CHU Grenoble-Alpes, Univ Grenoble-Alpes

In dit artikel

Samenvatting

We stellen een protocol voor voor het behoud van de vruchtbaarheid bij prepuberale meisjes en vrouwen met een risico op premature ovariële insufficiëntie. Het combineert het invriezen van eierstokweefsel en cryopreservatie van eicellen die uit eierstokweefsel zijn gehaald. Deze strategie verbetert de veiligheid en optimaliseert het reproductieve potentieel van vruchtbaarheidsbehoud, waardoor de kans op een bevalling wordt gemaximaliseerd.

Samenvatting

Cryopreservatie van humaan ovariumweefsel (OTC) wordt wereldwijd steeds vaker gebruikt om de vrouwelijke vruchtbaarheid te behouden bij prepuberale meisjes en vrouwen met een risico op premature ovariële insufficiëntie (POI) in de context van dringende gonadotoxische behandelingen of eierstokchirurgie. Vruchtbaarheidsbehoud is een uitdaging omdat er geen consensus bestaat over patiëntenbeheer, vruchtbaarheidsstrategieën voor behoud of zelfs technische laboratoriumprotocollen, wat inhoudt dat elke procedure moet worden aangepast aan de kenmerken van het patiëntprofiel en zijn eigen risico-batenverhouding. Tijdens OTC kunnen rijpe/onrijpe eicellen rechtstreeks worden opgezogen uit grote/kleine antrale follikels in eierstokweefselmonsters en/of worden vrijgegeven in kweekmedia vanuit groeiende follikels tijdens ovariële weefseldissectie bij prepuberale meisjes en vrouwen. In dit manuscript presenteren we een protocol dat het invriezen van eierstokweefsel combineert met de cryopreservatie van rijpe/onrijpe eicellen die zijn verkregen uit eierstokweefselmonsters, waardoor het reproductieve potentieel van vruchtbaarheidsbehoud wordt verbeterd. Er wordt beschreven hoe het op de juiste manier wordt verzameld, gehanteerd en bewaard van eierstokweefsel en eicellen voor, tijdens en na de cryopreservatie. Het daaropvolgende gebruik en de veiligheid van ingevroren/ontdooide eierstokweefselmonsters en eicellen zullen ook worden besproken, evenals de optimale timing voor in vitro rijping van onrijpe eicellen. We raden het systematische gebruik van dit protocol aan bij het behoud van de vruchtbaarheid van prepuberale meisjes en vrouwen, aangezien het het volledige reproductieve potentieel van het behoud van de vruchtbaarheid verhoogt (d.w.z. vitrificatie van de eicel naast OTC) en ook de veiligheid en het gebruik van het behoud van de vruchtbaarheid verbetert (d.w.z. ontdooien van eicellen versus eierstoktransplantaat), waardoor de kans op een succesvolle bevalling wordt gemaximaliseerd voor de patiënten met een risico op POI.

Inleiding

Het gebied van vruchtbaarheidsbehoud is de afgelopen twee decennia gegroeid als gevolg van het toenemende aantal patiënten met een risico op premature ovariële insufficiëntie (POI)1,2,3. De huidige beschikbare medische opties om de vruchtbaarheid te behouden zijn cryopreservatie van eierstokweefsel (OTC)4, invriezen van eicellen/embryo's na stimulatie van de eierstokken5, toediening van GnRH-analogen6 of ovariële transpositie7. OTC is een belangrijke vooruitgang voor het behoud van de vruchtbaarheid, vooral bij prepuberale meisjes, waar het momenteel de enige optie is die beschikbaar is om de vruchtbaarheid te behouden, en ook bij vrouwen die het begin van hun gonadotoxische behandeling niet kunnen uitstellen 2,4.

OTC maakt het mogelijk om een groot aantal primordiale follikels te behouden, die zich in de buitenste 1 mm van de ovariële cortex2 bevinden. Ingevroren/ontdooid eierstokweefsel kan vervolgens worden gebruikt door middel van een transplantaat (orthotopisch of heterotopisch, autoloog of donor) of in vitro worden gekweekt om rijpe eicellente verkrijgen 2. Het is aangetoond dat het transplantaat van ingevroren-ontdooide prepuberale eierstokweefselmonsters de puberteit induceert 8,9. Bij vrouwen zijn de reproductieve resultaten na orthotope autotransplantatie van ingevroren-ontdooide ovariële cortex geruststellend, met levendgeborenen die 57,5% bereiken na natuurlijke concepties10 en tussen 30% en 70% na conceptie met geassisteerde voortplantingstechnieken (ART)11. Sinds de eerste levendgeborene door orthotope transplantatie van ingevroren/ontdooid menselijk eierstokweefsel in 200412, maakte deze techniek de geboorte van ten minste 130 kinderen wereldwijd mogelijk2. De hormonale en reproductieve functies van het transplantaatweefsel duren over het algemeen meerdere jaren 11,13,14, wat de functionaliteit op lange termijn bevestigt.

Autotransplantatie van eierstokweefselmonsters brengt echter een theoretisch risico met zich mee van het opnieuw introduceren van levensvatbare kwaadaardige cellen bij sommige patiënten 15,16,17,18, met name bij overlevenden van leukemie 19. Tot op heden is er geen geval van overdracht van kanker via het transplantaat van bevroren/ontdooide ovariële cortex gemeld bij gezonde overlevenden van kanker11, wat suggereert dat de fibreuze avasculaire aard van de eierstokcortex een onherbergzame micro-omgeving zou kunnen vertegenwoordigen voor de verspreiding van kwaadaardige cellen. Desalniettemin is het transplantaat van eierstokweefsel nog steeds een experimentele en uitdagende techniek, wat aangeeft dat het gebruik van eicellen momenteel moet worden beschouwd als een gemakkelijkere en veiligere benadering dan eierstokweefseltransplantaat om de vruchtbaarheid te herstellen. Interessant is dat onrijpe eicellen gemakkelijk uit eierstokweefsel kunnen worden gehaald tijdens OTC bij zowel prepuberale meisjes als vrouwen16, wat suggereert dat het een betrouwbare bron zou kunnen zijn om het vruchtbaarheidsherstellende potentieel te maximaliseren naast het bevriezen van ovariumcorticaal weefsel. Deze eicellen kunnen in het ART-laboratorium handmatig ex vivo worden opgezogen uit zichtbare antrale follikels of worden geïsoleerd uit gebruikte media na dissectie van eierstokweefsel. Opgehaalde eicellen kunnen dan direct worden gevitrificeerd in een onrijp stadium of worden gerijpt vóór de vitrificatiestap met behulp van in-vitromaturatie (IVM)20,21.

In dit manuscript stellen we een protocol voor dat de cryopreservatie van eierstokweefsel combineert met de isolatie en cryopreservatie van rijpe eicellen (MII-stadium) en/of onrijpe eicellen (d.w.z. kiemblaasjes (GV) en metafase I (MI)-stadium eicellen) afkomstig uit eierstokweefsel. Dit protocol schetst alle specifieke stappen die nodig zijn om het potentieel voor vruchtbaarheidsbehoud bij zowel prepuberale meisjes als vrouwen te maximaliseren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle vrouwen (ouder dan 18 jaar) en alle minderjarige meisjes en hun ouders hebben een formulier voor geïnformeerde toestemming ondertekend om de vruchtbaarheid van de patiënt met een risico op POI te behouden. Dit protocol wordt beschouwd als een routinematige ART-procedure in ons centrum voor vruchtbaarheidsbehoud. Het volgt de richtlijnen van de ethische commissie voor menselijk onderzoek van onze instellingen.

1. Kwaliteitscontrole

  1. Inclusief vrouwen van ≤ 38 jaar, met een circulerende anti-mulleriaanse hormoonconcentratie >1 ng/ml en met de aanwezigheid van een verhoogd risico op POI als gevolg van gonadotoxische behandeling. Sluit vrouwen uit die in aanmerking komen voor eicelvitrificatie voor een procedure voor het behoud van vruchtbaarheid, vrouwen met een aandoening die het geven van volledig geïnformeerde toestemming verhindert of vrouwen met een hoog risico op complicaties door anesthesie of operatie.
  2. Bevestig de aanwezigheid van een ondertekende toestemming van de patiënt voordat u deze procedure start.
  3. Identificeer twee lege locaties binnen twee verschillende cryopreservatie-opslagtanks. De helft van de cryobuizen/rietjes wordt in de eerste opslagtank bewaard, terwijl de andere helft van de cryobuizen/rietjes in de andere tank wordt bewaard om het risico op totaal verlies van de monsters in het geval van een tankstoring te minimaliseren.
  4. Controleer de beschikbaarheid en functionaliteit van alle medische apparaten die in dit protocol vereist zijn. Voor de dissectiestap wordt een steriele chirurgische dissectieschaar met scherpe, rechte messen en fijn geslepen punten en een steriele atraumatische weefseltang aanbevolen.
  5. Controleer of alle kwaliteitscontrolestappen voor alle medische hulpmiddelen zijn nageleefd (met name validatie en routinematige controle van sterilisatieprocessen, verificatie van vervaldatum/lotnummer en tracering).
  6. Zorg tijdens de procedure voor een aseptische/steriele omgeving en realiseer met de nodige voorzichtigheid alle veiligheidsmaatregelen.
  7. Gebruik voor elke patiënt verschillende schalen, pipetten en chirurgische instrumenten.

2. De dag voor de bewaring

  1. Bereid een steriel IVF-petrischaaltje van 60 mm voor met een IVF-medium bedekt met minerale olie en incubeer het schaaltje een nacht bij 37 °C in een atmosfeer van 5% O2 en 5% CO2. Gebruik dit schaaltje om de cumulus-eicelcomplexen (COC's) te verzamelen die mogelijk uit het weefsel worden gehaald (zie rubriek 7.2).
  2. Bereid een steriel IVF-petrischaaltje van 35 mm met IVF-medium voor en incubeer het schaaltje een nacht bij 37 °C in een atmosfeer van 5% O2 en 5% CO2 . Gebruik dit schaaltje voor de stap van de eiceldenudatie (zie rubriek 9.1).
  3. Bereid een steriel IVF-petrischaaltje van 35 mm met IVF-medium bedekt met minerale olie voor en incubeer het schaaltje een nacht bij 37 °C in een atmosfeer van 5% O2 en 5% CO2. Gebruik dit schaaltje om de eicellen te verzamelen na de denudatiestap (zie rubriek 9.4).

3. Verzameling en transport van eierstokweefsel

  1. Voer de laparoscopische operatie uit onder algemene anesthesie met behulp van een poort van 10 mm bij de navel en twee poorten van 5 mm, één in het links-onderste kwadrant en een andere aan de rechterkant.
  2. Voer een gedeeltelijke of volledige unilaterale ovariëctomie uit volgens de consensusbeslissing van de oncoloog, de chirurg en de medische staf van de ART-eenheid op basis van de ovariële reserve, de grootte en het macroscopische aspect van beide eierstokken (Figuur 1, A1-B1) en het geplande gonadotoxische protocol. Voer een ovariëctomie uit met een scherpe schaar of een chirurgisch nietje. Gebruik geen dissectieapparaat dat onderpand, elektrisch of thermisch letsel kan veroorzaken aan het eierstokweefsel dat moet worden bewaard.
    OPMERKING: Een volledige unilaterale ovariëctomie wordt over het algemeen uitgevoerd bij prepuberale meisjes16,22 jaar, terwijl een gedeeltelijke unilaterale ovariëctomie vaak kan worden bereikt bij volwassen patiënten met grote eierstokken en/of een hoge ovariële reserve.

figure-protocol-1
Figuur 1: Cryopreservatie van eierstokweefsel. Cryopreservatie van eierstokweefsel bij een prepuberaal meisje (A, 7-jarige patiënt) en bij een vrouw (B, 28-jarige patiënt) die beiden leden aan acute myeloïde leukemie. (A1-B1) Laparoscopische weergave van de eierstok. (A2-B2-B3) Dissectie van eierstokweefsel. (B4) Corticaal eierstokweefsel. CL: corpus luteum. SAF: kleine antrale follikel. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

  1. Voer de evacuatie van het eierstokweefsel uit met behulp van een handgemaakte of commerciële laparoscopische zak voor het ophalen van monsters.
  2. Doe het eierstokweefsel in een steriel buisje met kweekmedium bij 4 °C. Het weefsel moet volledig worden ondergedompeld in het kweekmedium.
  3. Transporteer het eierstokweefsel onmiddellijk in een geïsoleerd zakje bij 4 °C naar het ART-laboratorium voor een optimaal resultaat.
    OPMERKING: Indien nodig kan het eierstokweefsel tot 26 uur na de afname bij lage temperaturen (ongeveer 4 °C) naar het laboratorium worden vervoerd zonder de kwaliteit van het weefsel in gevaar te brengen23.

4. Preparaat van het eierstokweefsel

  1. Breng het eierstokweefsel over in een steriel IVF-petrischaaltje van 90 mm met 20 ml voorgekoeld kweekmedium bij 4 °C.
  2. Plaats de petrischaal met het eierstokweefsel op een koude plaat (bij 4 °C) op een verticale laminaire stroom schone bank om het risico op besmetting met micro-organismen te minimaliseren.

5. Handmatige follikelaspiratie uit monsters van eierstokweefsel

  1. Zuig zichtbare antrale follikels op (indien aanwezig op het oppervlak van het eierstokweefsel) met een injectienaald van 21 G die is aangesloten op een wegwerpspuit van 1 ml.
    OPMERKING: Deze stap kan lastig zijn. Een alternatief kan zijn om elke zichtbare antrale follikel voorzichtig te openen met een scalpel en de binnenkant van elke follikel te spoelen met IVF-media om COC's zachtjes vrij te geven in de dissectiemedia.
  2. Spoel de verzamelde folliculaire vloeistoffen bij kamertemperatuur in een steriel IVF-petrischaaltje van 60 mm met 5 ml IVF-kweekmedium.
  3. Spoel de spuit met 1 ml IVF-kweekmedium bij kamertemperatuur en spoel de vloeistof in hetzelfde IVF-petrischaaltje. Herhaal deze stap twee keer.
  4. Identificeer en isoleer de COC's onder een omgekeerde microscoop (vergroting van 50x-200x).
  5. Breng de gezonde COC's met een pipet over in een nieuw steriel IVF-petrischaaltje van 60 mm met voorgebalanceerd IVF-medium bedekt met olie bij 37 °C in een atmosfeer van 5% O2 en 5% CO2.
    LET OP: Gezonde COC's bevatten een doorschijnende eicel. Gooi de atretische COC's met een bruin gekleurde eicel weg.
  6. Bewaar het IVF-petrischaaltje in de broedmachine bij 37 °C in een atmosfeer van 5% O2 en 5% CO2 tot de denudatiestap (zie stap 9).

6. Dissectie van eierstokweefsel

  1. Bereid de verse vriesoplossing in een steriele tube van 50 ml. De vriesoplossing bevat 1,5 M dimethylsulfoxide (DMSO) en 10% humaan serumalbumine in IVF-kweekmedium. Zachte draaikolk.
    OPMERKING: Het moet vlak voor gebruik worden voorbereid.
  2. Snijd het eierstokweefsel door en verwijder de medulla zoveel mogelijk (Figuur 1, B4).
  3. Snijd de ovariële cortex in plakjes van respectievelijk 10 mm x 10 mm x 1 mm of 0,5 mm x 0,5 mm x 1 mm in het geval van volledige of gedeeltelijke unilaterale ovariëctomie (Figuur 1, A2-B2-B3). Het knippen wordt uitgevoerd met een steriele chirurgische scherpe schaar en een atraumatische tang.
    OPMERKING: Een plakje eierstokweefsel wordt intact gehouden met zowel de eierstokcortex als de medulla voor verdere histologische analyse (zie stap 8).
  4. Voer na de dissectie twee wasstappen (of meer, indien nodig) uit voor elk ovariële corticale monster in 1 ml IVF-kweekmedium om bloed te verwijderen. Breng na het wassen alle weefselmonsters over in een nieuw petrischaaltje van 60 mm met vers IVF-kweekmedium.
  5. Plaats elk monster van de eierstokcorticus in een cryobuis met 1 ml vriesoplossing.
    OPMERKING: Mengen is niet nodig. Het plakje eierstokweefsel dat voor verdere histologische analyse wordt bewaard, wordt niet gecryopreserveerd (zie stap 8).
  6. Bewaar de monsters 30 minuten bij 4 °C om ze in evenwicht te brengen met de vriesoplossing.
  7. Cryopreten van alle monsters met een langzame vriestechniek. De afkoelsnelheid is -2 °C/min van +4 °C tot -9 °C, -50 °C/min tot -30 °C; vasthouden gedurende 1 min, +4 °C/min tot -15 °C, -2 °C/min tot -40 °C; en tenslotte -25 °C/min tot -150 °C met behulp van een programmeerbare vriezer.
  8. Verwijder de cryobuisjes onmiddellijk en dompel ze onder in vloeibare stikstof bij -196 °C.
  9. Plaats de helft van de cryobuizen in een eerste opslagtank voor vloeibare stikstof en de andere helft van de cryobuizen in een tweede tank voor vloeibare stikstof.

7. Handmatige COC-isolatie van de dissectie gebruikte media

  1. Identificeer COC's aan de hand van de door dissectie gebruikte media onder een microscoop (vergroting van 50x-200x) (Figuur 2).

figure-protocol-2
Figuur 2: Rijpe en onrijpe COC's afkomstig uit eierstokweefsel. Rijpe (A) en onrijpe (B1-B3, C1-C2) COC's afkomstig uit eierstokweefsel. (A) Rijp COC met een rijpe eicel (aanwezigheid van het eerste poollichaam, metafase II-stadium eicel). (B1) Gezonde onrijpe COC met een onrijpe eicel (geen poollichaam, metafase I-stadium eicel). (B2-B3) Gezonde onrijpe COC's die onrijpe eicellen in het kiembare blaasstadium bevatten (geen polair lichaam, eicellen in het profase I-stadium). (C1-C2) Ongezonde COC's met een atretische bruin gekleurde eicel. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

  1. Breng de gezonde COC's met een pipet over in een nieuw steriel IVF-petrischaaltje van 60 mm met voorgebalanceerd IVF-medium bedekt met olie bij 37°C in een atmosfeer van 5% O2 en 5% CO2 (zie stap 2.1).
    OPMERKING: Gooi de atretische COC's weg.
  2. Bewaar het IVF-petrischaaltje in de broedmachine bij 37 °C in een atmosfeer van 5% O2 en 5% CO2 tot de denudatiestap (zie stap 9).

8. Histologische analyse van eierstokweefsel

  1. Fixeer het resterende plakje eierstokweefsel (dat zowel de eierstokcortex als het medulla bevat) in een 3% formaline-oplossing in een chemische, schone bank voor histologisch onderzoek.
    OPMERKING: Het mag alleen worden uitgevoerd als de corticale monsters met succes zijn ingevroren en bewaard.
    LET OP: De formalineoplossing is irriterend, bijtend en giftig. Deze stap moet zorgvuldig en buiten het IVF-laboratorium worden uitgevoerd.
  2. Schrijf een volledige histologische analyse van dit eierstokweefselmonster voor met een evaluatie van de mogelijke aanwezigheid van kwaadaardige cellen en een beschrijving van het aantal en type ovariële follikels (d.w.z. respectievelijk primordiale, primaire, secundaire en antrale follikels).

9. Denudatie en selectie van eicellen

  1. Voer eiceldenudatie uit. Stel COC's kort bloot aan hyaluronidaseoplossing (80 IE/ml of eindconcentratie 0,1 mg/ml) met voorzichtig pipetteren (herhaaldelijk opzuigen en verdrijven van de COC's in de denudatieoplossing) met behulp van een pipetpunt met een grote diameter (volume 0,1-20 μl, lengte: 40,5 mm, diameter werkkegel: 6 mm, diameter opening: 0,36 mm) gedurende 30 s, onmiddellijk gevolgd door twee wasstappen in een voorgeëquilibreerd medium bedekt met minerale olie om het overtollige enzym te verwijderen (zie stap 2.1).
  2. Optimaliseer de verwijdering van cumulus- en corona radiata-cellen door voorzichtig te pipetteren met een pipetpunt van 150 μm in een voorgebalanceerd IVF-medium (zie stap 2.1).
  3. Voer een selectiestap uit van gezonde eicellen met behulp van een omgekeerde microscoop (vergroting van 200x-400x). Het rijpingsstadium van gezonde eicellen kan GV-, MI- of MII-stadium eicellen zijn (Figuur 3). Gezonde eicellen hebben de volgende morfologische kenmerken: een intact en rond cytoplasma, een grootte tussen 100-150 μm en een bleke kleur.
    OPMERKING: Gooi atretische en ongezonde eicellen weg (Figuur 3, D1-D3).

figure-protocol-3
Figuur 3: Rijpe en onrijpe eicellen afkomstig uit eierstokweefsel. (A) Rijpe eicel (Metafase II-stadium eicel: aanwezigheid van het eerste poollichaam (PB, pijl), geen zichtbare kern), (B1-B2) Onrijpe eicellen (Metafase I-stadium eicel: geen poollichaam, geen zichtbare kern), (C1-C3) Onrijpe eicellen (Germinal Vesicle-stadium (VG) eicellen: geen poollichaam, aanwezigheid van een grote halo met nucleoli in het cytoplasma (pijl)). In C1 vertonen de eicellen in het kiemstadium van het blaasje een heterogene grootte. (D1-D3) Atretische eicellen. PB: poollichaam. GV: Kiemblaasje. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

  1. Incubeer gezonde eicellen in de incubator bij 37 °C, 5% O2 en 5% CO2 tot de vitrificatiestap (zie stap 2.1).

10. Vitrificatie van de eicel

  1. Bevestig de identificatie van de patiënt/het monster.
  2. Voer een nieuwe selectiestap uit van gezonde eicellen met behulp van een omgekeerde microscoop (vergroting van 200x-400x).
    OPMERKING: Gooi atretische en ongezonde eicellen weg.
  3. Maak een foto van elke gezonde eicel met behulp van een omgekeerde microscoop vlak voor de vitrificatiestap. Let op de rijpingsfase van elke eicel.
    OPMERKING: Voeg al deze gegevens (afbeelding, grootte, rijpingsfase) toe aan het dossier van de patiënt.
  4. Gebruik verschillende identificatienummers per rietje om ze te onderscheiden als u meer dan één rietje per patiënt cryopeert.
  5. Cryopreserveer één of twee eicel(en) per rietje.
    OPMERKING: Rijpe en onrijpe levensvatbare eicellen moeten afzonderlijk worden ingevroren. Bij het cryopreserveren van twee eicellen samen in hetzelfde rietje, wordt aanbevolen om eicellen met vergelijkbare morfologische kenmerken te selecteren.
  6. Cryopreserveer gezonde eicellen met behulp van een vitrificatiekit volgens de instructies van de fabrikant (zie materiaaltabel).
  7. Laad de cryopreservatie-eicellen op een geschikt apparaat voor cryoopslag in vloeibare stikstof volgens de instructies van de fabrikant (zie materiaaltabel).
  8. Plaats de helft van de rietjes in een eerste opslagtank voor vloeibare stikstof en de andere helft van de rietjes in een tweede tank met vloeibare stikstof.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Tussen 2007 en 2020 zijn in totaal 81 OTC van 81 vrouwelijke patiënten uitgevoerd, waaronder 43 prepuberale meisjes en 38 vrouwen. De gemiddelde leeftijd van vrouwelijke patiënten (prepuberale meisjes en vrouwen) was 14,21 ± 9,61 jaar (gemiddelde ± standaardfout). De jongste patiënt was 5 maanden oud en de oudste was 33,6 jaar oud (Tabel 1). De gemiddelde leeftijd van prepuberale meisjes en vrouwen was respectievelijk 6,84 ± 4,81 jaar oud (min-max: 0,5-15,1) en 22,76 ± 5...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het huidige manuscript biedt een protocol dat het invriezen van eierstokweefsel combineert met cryopreservatie van eicellen die uit eierstokweefsel zijn gehaald, waardoor het vruchtbaarheidspotentieel bij prepuberale meisjes en vrouwen met een risico op POI wordt vergroot. We raden ten zeerste aan om dit protocol uit te voeren vóór de start van een gonadotoxische therapie om de kwantiteit (d.w.z. het aantal levensvatbare eicellen) en de kwaliteit (d.w.z. DNA-integriteit en cytoplasmacomp...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Geen van de auteurs heeft concurrerende belangen.

Dankbetuigingen

We danken alle leden van onze centra die betrokken zijn bij de activiteit van het behoud van vruchtbaarheid (gynaecologen, biologen, oncologen en anatomopatologen). De studie werd uitgevoerd als onderdeel van de routineprocedures voor het behoud van de vruchtbaarheid. Er werd geen financiering ontvangen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 ml wegwerpspuitCDD1323101/7002655Ander materiaal en maten kunnen ook geschikt zijn
21-gauge spuitnaaldMerckZ192481Ander materiaal en maten kunnen ook geschikt zijn
35 mm IVF Petri-schaaltjeNunc150255Ander materiaal en maten kunnen ook geschikt zijn
60 mm IVF Petri-schaaltjeNunc150270Ander materiaal en maten kunnen ook geschikt zijn
90 mm IVF Petri-schaaltjeNunc150360Ander materiaal en maten kunnen ook geschikt zijn
Atraumatische pincetMedlanePI 299 04Ander materiaal en maten kunnen ook geschikt zijn
Continuous Single Culture Complete met HSAIrvine Scientific90165IVF-kweekmedium voor het verzamelen van folliculaire vloeistof, COCs-incubatie, ontbloting van oocyten en oocyten-incubatie tot de vitrificatiestap.
CryotubeThermo Scientific368632Andere producten kunnen ook geschikt zijn
Dimethylsulfoxide (DMSO)MILTENYI BIOTEC SAS170-076-303CryoMACS DMSO 10 (EP)
GT40Air Liquide1,13,517Opslagtank
HSV High Security Vitrification StrawIrvine Scientific25251Vitrificatiestrooiers
Humaine serumalbumineVitrolife10064Andere producten kunnen ook geschikt zijn
Leibovitz L15 mediumEurobioCM1L15000UKweekmedium voor het verzamelen van ovariumweefsel, transport en weefseldissectie
Leibovitz L15 mediumEurobioCM1L15000UKweekmedium voor bevriezingsoplossing
Mars-IVF Class II Workstation/L126 IVF DualCooperSurgicalWM1500/6-133-911-121Werkstation
Programmeerbare vriezerPlanner KRYO 500Kryo 560-16Andere apparatuur kan ook geschikt zijn
Schaar met scherpe rechte bladen en fijngeslepen puntenMedlaneCI 034 03Ander materiaal en maten kunnen ook geschikt zijn
StripperCooperSurgicalMXL3-STR-CGRAndere producten kunnen ook geschikt zijn
Tips (150µm) voor StripperCooperSurgicalMXL3-150Andere producten kunnen ook geschikt zijn
VitrificatiekitIrvine Scientific90133Protocollen zijn beschikbaar op http://www.irvinesci.com/products/90133-so-vitrification-freeze-solutions. Andere producten kunnen ook geschikt zijn

Referenties

  1. Ataman, L. M., et al. Creating a global community of practice for oncofertility. Journal of Global Oncology. 2 (2), 83-96 (2016).
  2. Rivas Leonel, E. C., Lucci, C. M., Amorim, C. A. Cryopreservation of human ovarian tissue: a review. Transfusion Medicine and Hemotherapy. 46 (3), 173-181 (2019).
  3. Chae-Kim, J. J., Gavrilova-Jordan, L. Premature ovarian insufficiency: procreative management and preventive strategies. Biomedicines. 7 (1), (2018).
  4. Anderson, R. A., Wallace, W. H. B., Telfer, E. E. Ovarian tissue cryopreservation for fertility preservation: clinical and research perspectives. Human Reproduction Open. 2017 (1), (2017).
  5. Donnez, J., Dolmans, M. M. Fertility preservation in women. The New England Journal of Medicine. 377 (17), 1657-1665 (2017).
  6. Lambertini, M., et al. Ovarian suppression using luteinizing hormone-releasing hormone agonists during chemotherapy to preserve ovarian function and fertility of breast cancer patients: a meta-analysis of randomized studies. Annals of Oncology. 26 (12), 2408-2419 (2015).
  7. Gubbala, K., et al. Outcomes of ovarian transposition in gynaecological cancers; a systematic review and meta-analysis. Journal of Ovarian Research. 7, 69(2014).
  8. Poirot, C., et al. Induction of puberty by autograft of cryopreserved ovarian tissue. Lancet. 379 (9815), 588(2012).
  9. Ernst, E., Kjaersgaard, M., Birkebaek, N. H., Clausen, N., Andersen, C. Y. Case report: stimulation of puberty in a girl with chemo- and radiation therapy induced ovarian failure by transplantation of a small part of her frozen/thawed ovarian tissue. European Journal of Cancer. 49 (4), 911-914 (2013).
  10. Pacheco, F., Oktay, K. Current success and efficiency of autologous ovarian transplantation: a meta-analysis. Reproductive Sciences. 24 (8), 1111-1120 (2017).
  11. Silber, S., Kagawa, N., Kuwayama, M., Gosden, R. Duration of fertility after fresh and frozen ovary transplantation. Fertility and Sterility. 94 (6), 2191-2196 (2010).
  12. Donnez, J., et al. Livebirth after orthotopic transplantation of cryopreserved ovarian tissue. Lancet. 364 (9443), 1405-1410 (2004).
  13. Donnez, J., et al. Restoration of ovarian activity and pregnancy after transplantation of cryopreserved ovarian tissue: a review of 60 cases of reimplantation. Fertility and Sterility. 99 (6), 1503-1513 (2013).
  14. Jensen, A. K., et al. Outcomes of transplantations of cryopreserved ovarian tissue to 41 women in Denmark. Human Reproduction. 30 (12), 2838-2845 (2015).
  15. Abir, R., et al. Occasional involvement of the ovary in Ewing sarcoma. Human Reproduction. 25 (7), 1708-1712 (2010).
  16. Abir, R., et al. Cryopreservation of in vitro matured oocytes in addition to ovarian tissue freezing for fertility preservation in paediatric female cancer patients before and after cancer therapy. Human Reproduction. 31 (4), 750-762 (2016).
  17. Abir, R., et al. Ovarian minimal residual disease in chronic myeloid leukaemia. Reproductive BioMedicine Online. 28 (2), 255-260 (2014).
  18. Dolmans, M. M., Luyckx, V., Donnez, J., Andersen, C. Y., Greve, T. Risk of transferring malignant cells with transplanted frozen-thawed ovarian tissue. Fertility and Sterility. 99 (6), 1514-1522 (2013).
  19. Soares, M., et al. Eliminating malignant cells from cryopreserved ovarian tissue is possible in leukaemia patients. The British Journal of Haematology. 178 (2), 231-239 (2017).
  20. Son, W. Y., Henderson, S., Cohen, Y., Dahan, M., Buckett, W. Immature oocyte for fertility preservation. Frontiers in Endocrinology. 10, 464(2019).
  21. Yang, Z. Y., Chian, R. C. Development of in vitro maturation techniques for clinical applications. Fertility and Sterility. 108 (4), 577-584 (2017).
  22. Imbert, R., et al. Safety and usefulness of cryopreservation of ovarian tissue to preserve fertility: a 12-year retrospective analysis. Human Reproduction. 29 (9), 1931-1940 (2014).
  23. Duncan, F. E., et al. Ovarian tissue transport to expand access to fertility preservation: from animals to clinical practice. Reproduction. 152 (6), 201-210 (2016).
  24. Abir, R., et al. Selection of patients before and after anticancer treatment for ovarian cryopreservation. Human Reproduction. 23 (4), 869-877 (2008).
  25. Yasui, T., et al. Factors associated with premature ovarian failure, early menopause and earlier onset of menopause in Japanese women. Maturitas. 72 (3), 249-255 (2012).
  26. Cobo, A., Diaz, C. Clinical application of oocyte vitrification: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Fertility and Sterility. 96 (2), 277-285 (2011).
  27. Mohsenzadeh, M., Salehi-Abargouei, A., Tabibnejad, N., Karimi-Zarchi, M., Khalili, M. A. Effect of vitrification on human oocyte maturation rate during in vitro maturation procedure: A systematic review and meta-analysis. Cryobiology. 83, 84-89 (2018).
  28. Anderson, R. A., McLaughlin, M., Wallace, W. H., Albertini, D. F., Telfer, E. E. The immature human ovary shows loss of abnormal follicles and increasing follicle developmental competence through childhood and adolescence. Human Reproduction. 29 (1), 97-106 (2014).
  29. Revel, A., et al. At what age can human oocytes be obtained. Fertility and Sterility. 92 (2), 458-463 (2009).
  30. Margulis, S., et al. morphogenetic protein 15 expression in human ovaries from fetuses, girls, and women. Fertility and Sterility. 92 (5), 1666-1673 (2009).
  31. Kedem, A., et al. Alginate scaffold for organ culture of cryopreserved-thawed human ovarian cortical follicles. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 28 (9), 761-769 (2011).
  32. Lerer-Serfaty, G., et al. Attempted application of bioengineered/biosynthetic supporting matrices with phosphatidylinositol-trisphosphate-enhancing substances to organ culture of human primordial follicles. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 30 (10), 1279-1288 (2013).
  33. Ben-Haroush, A., Sapir, O., Fisch, B. Aspiration of immature oocytes during cesarean section for fertility preservation and future surrogacy. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 203 (1), 12-14 (2010).
  34. Farhi, J., Sapir, O., Maman, M., Fisch, B., Ben-Haroush, A. Novel protocol for scheduling oocyte retrieval in IVM cycles in PCOS patients: a case series. Reproductive BioMedicine Online. 23 (6), 765-768 (2011).
  35. Segers, I., et al. In vitro maturation (IVM) of oocytes recovered from ovariectomy specimens in the laboratory: a promising "ex vivo" method of oocyte cryopreservation resulting in the first report of an ongoing pregnancy in Europe. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 32 (8), 1221-1231 (2015).
  36. Ellenbogen, A., Shavit, T., Shalom-Paz, E. IVM results are comparable and may have advantages over standard IVF. Facts, Views & Vision in ObGyn. 6 (2), 77-80 (2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Cryopreservatie van eiersteweefselcryopreservatie van oocytenin vitro rijpingdissectie van eiersteweefseloocytaspiratiepremature ovari le insuffici ntiegonadotoxische behandelingenontdooien van eiersteweefseltransplantatenvitrificatie van oocyten
Video binnenkort beschikbaar
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.