Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Het vaststellen van bestuivingsvereisten in Japanse pruim door fenologische monitoring, handbestuivingen, fluorescentiemicroscopie en moleculaire genotypering

2.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61897

⸱

9 november 2020

 ,  , 
1Unidad de Hortofruticultura, Centro de Investigación y Tecnología Agroalimentaria de Aragón (CITA), 2(CITA-Universidad de Zaragoza), Instituto Agroalimentario de Aragón - IA2, 3Departamento de Hortofruticultura, Centro de Investigaciones Científicas y Tecnológicas de Extremadura (CICYTEX), Instituto de Investigaciones Agrarias Finca La Orden

In dit artikel

Samenvatting

Een methodologie voor de bepaling van bestuivingsvereisten in Japanse pruimentype hybriden wordt beschreven, die veld- en laboratoriumbestuivingen en waarnemingen van pollenbuizen onder de fluorescentiemicroscopie combineert met de identificatie van S-genotypen door PCR en de monitoring van de bloei voor de selectie van bestuiver.

Samenvatting

De Japanse pruimencultivars die gewoonlijk worden gekweekt, zijn interspecifieke hybriden die zijn afgeleid van kruisingen tussen de oorspronkelijke Prunus salicina met andere Prunus-soorten. De meeste hybriden vertonen gametofytische zelfincompatibiliteit, die wordt bestuurd door een enkele en zeer polymorfe S-locus die meerdere allelen bevat. De meeste gekweekte hybriden zijn zelfincompatibel en hebben stuifmeel van een compatibele donor nodig om hun bloemen te bevruchten. Het vaststellen van bestuivingseisen bij Japanse pruimen wordt steeds belangrijker door het grote aantal nieuwe cultivars met onbekende bestuivingseisen. In dit werk wordt een methodologie beschreven voor de bepaling van bestuivingsvereisten in Japanse pruim-type hybriden. Zelf-(in)compatibiliteit wordt bepaald door handbestuivingen in zowel het veld als in het laboratorium, gevolgd door het monitoren van pollenbuisverlenging met fluorescentiemicroscopie en ook het monitoren van de fruitrijping in het veld. Selectie van bestuivercultivars wordt beoordeeld door de identificatie van S-genotypen door PCR-analyse te combineren met de monitoring van de bloeitijd in het veld. Het kennen van de bestuivingsvereisten van cultivars vergemakkelijkt de selectie van cultivars voor het ontwerp van nieuwe boomgaarden en maakt de vroege detectie van productiviteitsproblemen in verband met bestuivingstekort in gevestigde boomgaarden mogelijk.

Inleiding

Japanse pruim(Prunus salicina Lindl.) is inheems in China1. In de19e eeuw werd dit gewas vanuit Japan naar de Verenigde Staten geïntroduceerd, waar het werd gekruist met andere Noord-Amerikaanse diploïde pruimen2. In de 20e eeuw werden sommige van deze hybriden verspreid naar gematigdestreken over de hele wereld. Tegenwoordig verwijst de term "Japanse pruim" naar een breed scala aan interspecifieke hybriden afgeleid van kruisingen tussen de oorspronkelijke P. salicina met maximaal 15 andere diploïde Prunus spp.3,4,5.

Japanse pruim vertoont, net als andere soorten van de Rosaceae-familie, Gametophytic Self-Incompatibility (GSI), die wordt gecontroleerd door een enkele en zeer polymorfe S-locusmet meerdere allelen6. De S-locus bevat twee genen die coderen voor een ribonuclease (S-RNase) uitgedrukt in de stamper, en een F-box eiwit (SFB) uitgedrukt in de stuifmeelkorrel7. In de zelfincompatibiliteitsreactie, wanneer het S-alleluitgedrukt in de stuifmeelkorrel (haploïde) hetzelfde is als een van de twee uitgedrukt in de stamper (diploïde), wordt de groei van de stuifmeelbuis over de stijl gestopt als gevolg van de afbraak van het pollenbuis-RNA door de werking van de S-RNase8. Omdat dit proces bevruchting van de vrouwelijke gametofyt in de eicel voorkomt, bevordert GSI de kruising tussen cultivars.

Hoewel sommige Japanse pruimencultivars zelfcompatibel zijn, zijn de meeste cultivars die momenteel worden gekweekt zelfcompatibel en hebben ze stuifmeel van intercompatibele donoren nodig om hun bloemen te bevruchten3. In steenfruitsoorten van het geslacht Prunus zoals amandel9,abrikoos10,11,12 en zoetekers 13kunnen bestuivingsvereisten van cultivars door verschillende benaderingen worden vastgesteld. Zelf-(in)compatibiliteit kan worden bepaald door zelfbestuiving van bloemen in het veld en daaropvolgende monitoring van vruchtzetting, of door semi-in vivo zelfbestuivingen onder gecontroleerde omstandigheden in een laboratorium en de observatie van stuifmeelbuizen onder de microscoop14,15,16,17,18 . Incompatibiliteitsrelaties tussen cultivars kunnen worden bepaald door kruisbestuivingen in het veld of in het laboratorium met behulp van stuifmeel van de potentiële bestuivercultivar, en door de identificatie van S-allelen van elke cultivar door PCR-analyse14,15,16,19,20,21,22 . Bij soorten zoals zoete kers of amandel kan zelf-(in)compatibiliteit ook worden beoordeeld door de identificatie van bepaalde S-allelen geassocieerd met zelfcompatibiliteit, zoals S4' in zoetekers 13 of Sf in amandel23.

Verschillende pruimenveredelingsprogramma's uit de belangrijkste producerende landen brengen een aantal nieuwe cultivars2,14uit,waarvan vele met onbekende bestuivingsvereisten. In dit werk wordt een methodologie beschreven voor de bepaling van bestuivingsvereisten in Japanse pruim-type hybriden. Zelf-(in)compatibiliteit wordt bepaald door zelfbestuivingen in zowel het veld als het laboratorium, gevolgd door observaties van pollenbuizen onder de fluorescentiemicroscopie. Selectie van bestuivercultivars combineert de identificatie van S-genotypen door PCR-analyse met de monitoring van de bloeitijd in het veld.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Handbestuiving in het veld

  1. Pollenextractie
    1. Om stuifmeel te verkrijgen, verzamel bloemknoppen in stadium D24,volgens fase 57 op de BBCH-schaal25,26.
      OPMERKING: Meer bloemknoppen zijn nodig in Japanse pruimen dan in andere Prunus-soorten omdat hun helmknoppen minder stuifmeel produceren.
    2. Verwijder de helmdoeken met behulp van een plastic gaas (poriegrootte van 2 mm x 2 mm) en leg ze gedurende 24 uur op papier bij kamertemperatuur totdat ze verder gaan.
    3. Zeef de stuifmeelkorrels door een fijn gaas (0,26 mm x 0,26 mm poriegrootte) en bewaar ze in een glazen buis van 10 ml met een dop bij 4 °C tot gebruik.
  2. Bestuiving van uitgemergelde bloemen
    1. Wanneer tussen de 10% -20% van de bloemen open is, selecteert en labelt u verschillende takken. Verwijder open bloemen en jonge knoppen, waardoor alleen bloemknoppen overblijven in stadium D24,volgens fase 57 op de BBCH-schaal25,26.
    2. Verwijder de bloemblaadjes, kelkbladen en meeldraden van tussen de 800 en 1.000 bloemknoppen per behandeling met vingernagels of pincetten.
    3. Bestuiving de stampers met behulp van een fijne verfkwast 24 uur na vermagering. Sommige takken bevatten de helft van de stampers met stuifmeel van dezelfde cultivar, en de andere helft met compatibel stuifmeel van andere cultivar als controle. Zorg ervoor dat u de vingertop of verfkwast niet verontreinigt met stuifmeelkorrels van andere cultivars.
    4. Registreer wekelijkse tellingen van bloemen en ontwikkelende vruchten om het fruitdruppelpatroon te karakteriseren en kwantificeer de uiteindelijke vruchtzetting in elke bestuivingsbehandeling.
  3. Aanvullende bestuiving in het veld
    1. Sluit een paar dagen voordat de eerste bloemen opengaan geselecteerde bomen in een gaskooi van 0,8 mm om de komst van bestuivende insecten te voorkomen.
    2. Wanneer 10%-20% bloemen open zijn, selecteert en labelt u verschillende takken per bestuivingsbehandeling, waardoor er 1.000-1.500 bloemen per behandeling overblijven.
    3. Bestuiving de volgende dag, wanneer de bloemen open zijn, elke bloem met behulp van een penseel met het bijbehorende stuifmeel (stuifmeel van dezelfde cultivar voor zelfbestuiving en van andere compatibele cultivars als kruisbestuivingscontrole).
    4. Bestuiving om de dag tot alle bloemen opengaan.
    5. Registreer wekelijkse tellingen van bloemen en het ontwikkelen van vruchten van anthese tot oogst om het fruitdruppelpatroon te karakteriseren en de uiteindelijke vruchtzetting in elke bestuivingsbehandeling te kwantificeren.

2. Handbestuiving in het laboratorium

  1. Verzamel 50-100 bloemen in stadium D24,volgens fase 57 op de BBCH schaal25,26.
  2. In het laboratorium 30 bloemen per behandeling emasculeren (zelf- en kruisbestuiving).
    OPMERKING: Emasculatie moet zorgvuldig worden uitgevoerd om schade aan de stampers te voorkomen.
  3. Maak een verse snee op de basis van elke bloem pedicure onder water voordat je het op een stuk nat bloemistschuim legt (één stuk schuim voor elke bestuivingsbehandeling).
  4. Bestuif elke stamper 24 uur later met de hand met behulp van een fijne verfkwast met eerder verzameld stuifmeel (zie rubriek 1.1). Bestuif een set stampers met stuifmeel van dezelfde cultivar en de andere set met stuifmeel van een compatibele cultivar als bestrijding.
  5. Laat de bestoven stampers 72 uur na bestuiving bij kamertemperatuur staan. Het steekschuim moet continu nat zijn met water.
  6. Bevestig de stampers gedurende ten minste 24 uur in een fixatieve oplossing van ethanol/azijnzuur (3:1) bij 4 °C. Vervang het fixeermiddel door 75% ethanol. Monsters kunnen in deze oplossing bij 4 °C worden bewaard tot gebruik27.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat de monsters volledig in de oplossing zijn ondergedompeld.

3. Microscopische waarnemingen

  1. Evaluatie van in vitro pollenkieming
    1. Om stuifmeelkiemmedium uit te werken, lost u 25 g sucrose op 250 ml gedestilleerd water op en voegt u vervolgens 0,075 g calciumnitraat [Ca(NO3)2] en 0,075 g boorzuur (H3BO3) toe.
    2. Voeg 2 g agar toe aan de oplossing en meng totdat het volledig is opgelost28.
    3. Om het medium te steriliseren, autoclaaf het bij 120 °C gedurende 20 minuten. Koel het medium af en verdeel, voordat het stolt, 3 ml per steriel petrischaaltje (55 mm x 12 mm) in een steriele laminaire stromingskap. Bewaar na medium stolling de petrischaaltjes gewikkeld in aluminiumfolie bij 4 °C tot gebruik.
    4. Verspreid het stuifmeel van elke cultivar die eerder als stuifmeeldonor werd gebruikt in de gecontroleerde bestuivingen in twee petrischalen en incubeer ze bij 25 °C gedurende 24 uur.
      OPMERKING: De geënte kweekmedia kunnen onmiddellijk daarna met microscopie worden waargenomen of tot gebruik bij -20 °C worden bewaard. Voor dit doel moeten de petrischalen 24 uur vóór microscopiewaarnemingen van de vriezer naar de koelkast worden vervangen.
    5. Om de stuifmeelkorrels te observeren, bereidt u 1% (v / v) anilineblauwe oplossing die eeltvlekken. Bereid eerst een 0,1 N kaliumfosfaat tribasisische (K3PO4) oplossing door 7,97 g K3PO4 op te lossen in 1.000 ml gedestilleerd water. Om de anilineblauwe oplossing van 1% (v/v) uit te werken, lost u 1 ml anilineblauw op in 100 ml 0,1 N K3PO4.
    6. Voeg 2-3 druppels anilineblauwe oplossing toe aan elke petrischaalplaat en observeer na 5 minuten onder een UV-epifluorescentiemicroscoop met behulp van exciterfilter BP340-390 en barrièrefilter LP425. Tel levensvatbare en niet-levensvatbare stuifmeelkorrels in drie velden per plaat, elk veld bevat 100-200 stuifmeelkorrels, in twee petrischalen voor elke cultivar.
  2. Groei pollenbuis
    1. Spoel de vaste stampers driemaal met gedestilleerd water (elk 1 uur, 3 uur in totaal) en breng gedurende 24 uur over op 5% (b/v) natriumsulfiet (Na2SO3) bij 4 °C. Om deze oplossing te bereiden, lost u 5 g natriumsulfiet op in 100 ml gedestilleerd water.
    2. Autoclaaf de stampers bij 120 °C gedurende 8 min in 5% (w/v) natriumsulfiet om de weefsels te verzachten.
    3. Pompoen verzachte stampers in een druppel van 1% (v/v) anilineblauwe oplossing onder een dekglas op een glijbaan om eelt te vlekken.
    4. Observeer de groei van stuifmeelbuizen langs de stijl onder een microscoop met UV-epifluorescentie met behulp van exciterfilter BP340-390 en barrièrefilter LP425.

4. Incompatibiliteitsrelaties bepalen

  1. DNA-extractie uit bladeren
    1. Om DNA te extraheren, verzamelt u 3-4 jonge bladeren van elke cultivar in het veld, bij voorkeur in het voorjaar.
      OPMERKING: DNA kan ook worden geëxtraheerd uit volwassen bladeren, maar DNA van jonge bladeren heeft minder fenolische verbindingen.
    2. Isoleer DNA met behulp van een commerciële kit en volg de meegeleverde protocolkit (zie Tabel met materialen).
    3. Kwantificeer de DNA-concentratie en evalueer de kwaliteit van het DNA van elk monster bij 260 nm in een UV-Vis microvolumespectrofotometer. Stel de DNA-concentratie in op 10 ng/μL.
  2. PCR-voorwaarden voor fragmentversterking
    1. Label 0,2 ml PCR-buizen en -doppen.
    2. Bereid de PCR-reagentia volgens tabel 1 en laat ze op ijs ontdooien.
    3. Stel een volume mastermix in van elk paar primers in een microbuis van 1,5 ml op basis van het aantal reacties plus 10% van het overschot, rekening houdend met een volume van 16 μL per reactie. Voeg de reagentia toe volgens de volgorde in tabel 1 en meng grondig.
    4. Aliquot 16 μL mastermix in elke 0,2 ml PCR-buis met 4 μL DNA-sjabloon of 4 μL gesteriliseerd gedestilleerd water als negatieve controle (C-). Gebruik DNA van cultivars met bekend genotype als positieve controles. Meng voorzichtig, sluit de reactiebuizen met de doppen en centrifueer bij 2.000 x g gedurende 30 s om het volledige volume aan de onderkant van de reactiebuis te verzamelen.
    5. Plaats de reactiebuizen in de thermocycler en stel het PCR-programma in met behulp van het volgende temperatuurprofiel: een eerste stap van 3 min bij 94 °C, 35 cycli van 1 min bij 94 °C, 1 min bij 56 °C en 3 min bij 72 °C, en een laatste stap van 7 min bij 72 °C20.
  3. Elektroforese en schatting van de fragmentgrootte
    1. Om een 1,7% (w/v) agarose minigel te bereiden, lost u 0,68 g agarose en 40 ml 1x TBE-buffer op in een Erlenmeyer van 100 ml. Smelt de oplossing door verhitting in een magnetron op 600 W met intervallen van 30 s om koken te voorkomen.
    2. Laat de oplossing op de bank blijven om af te koelen en voeg vervolgens 3,5 μL nucleïnezuurkleuringsoplossing toe.
    3. Plaats de gelbak in de gietstandaard en plaats de geselecteerde kam in de gelvorm. Zorg ervoor dat u voldoende putten hebt voor elk PCR-product en elke DNA-ladder.
    4. Giet de agarose-oplossing in de gelvorm en laat deze afkoelen tot polymerisatie. Verwijder de kam van de gepolymeriseerde gel. Plaats de gel in het horizontale elektroforesesysteem met voldoende 1x TBE-buffer om het oppervlak van de gel te bedekken.
    5. Laad de eerste en laatste putjes met 2 μL van de DNA moleculaire gewichtsladder (1 kb DNA Ladder). Laad 3 μL van elk product van de PCR in de andere putten. Sluit de kamer, schakel de stroom in en voer de gel gedurende 30 minuten op 100 V.
    6. Observeer de gel onder UV-licht met behulp van een geldocumentatiesysteem. Gebruik de DNA-molecuulgewichtsladder om de grootte van het versterkte fragment te bepalen en vergelijk het met de positieve controles om de overeenkomstige allelen te identificeren.

5. Monitoring van bloemdata

  1. Monitor de fenologie van verschillende bomen van elke cultivar bij de bloei over verschillende jaren. Bepaal de lengte van de bloeiperiode van de eerste (ongeveer 5%) tot de laatste open bloemen (ongeveer 95%). Volledige bloei wordt overwogen wanneer ten minste 50% van de bloemen zich in stadium F24bevindt, volgens fase 65 op de BBCH-schaal25,26.
  2. Om de bloeidata van intercompatibele cultivars te vergelijken en die te bepalen die elk jaar in bloeitijd samenvallen, werkt u een kalender van bloeitijden uit met gegevens van meerdere jaren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Elke Japanse pruimenbloemknop bevat een bloeiwijze met 1-3 bloemen. Net als bij andere steenvruchtensoorten bestaat elke bloem uit vier kransen: carpel, meeldraden, bloemblaadjes en kelkbladen, die zijn samengesmolten tot een beker aan de basis van de bloem. Bloemstructuren zijn kleiner dan andere steenvruchten, met een korte en fragiele stamper omringd door de meeldraden die een kleine hoeveelheid stuifmeelkorrels bevatten. Bij volle bloei lijken de bloemen van elke bloeiwijze gescheiden op korte stengels, met de witte ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De hierin beschreven methodologie voor bestuivingsvereisten van Japanse pruimencultivars vereist het bepalen van de zelf-(in)compatibiliteit van elke cultivar door gecontroleerde bestuivingen in het veld of het laboratorium, en de daaropvolgende observatie van pollenbuisgroei met fluorescentiemicroscopie. De incompatibiliteitsrelaties worden vastgesteld door de karakterisering van de S-allelen door moleculaire genotypering. Ten slotte wordt de selectie van bestuivers uitgevoerd door de monitoringfenologie om die...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit onderzoek werd gefinancierd door Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (RFP2015-00015-00 en RTA2017-00003-00); Gobierno de Aragón — Europees Sociaal Fonds, Europese Unie (Grupo Consolidado A12-17R) en Junta de Extremadura — Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER), Plan Regional de Investigación (IB16181), Grupo de Investigación (AGA001, GR18196). B.I. Guerrero werd ondersteund door een fellowship van Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología van Mexico (CONACYT, 471839).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Azijnzuur GlacialPanreac131008.1611
AgariNtRON Biotechnology25999
AnilineblauwDifco8504-88
Boorzuur (H3BO4)Panreac131015.1210
Calciumnitraat 4-hydraat (Ca(NO3)2·4H2O)Panreac131231.1211
DekglaasjeDeltalabD10246024 mm x 60 mm
Digitale CameraImaging Developmet SystemsUI-1490SE
Digitale Camera Software SuiteImaging Developmet Systems4.93.0.
DNA OligosThermoFisher Scientific
dNTP Mix, 10 mM elkThermoSischer ScientificR0193
DreamTaq Green DNA polymeraseThermoFisher ScientificEP0713
Ethanol 96°VWR-Chemicals83804.360
1Kb DNA Ladder (U.S. Patent No. 4.403.036) (500pb-12Kb)Invitrogen15615-016Size: 250µg; Conc: 1.0 µg/µl
Gel Documentatie SysteemBio-Rad1708195
HandtellerTamacoTM-4
Image Lab SoftwareBio-RadImage Analyse Systeem voor Gel Documentatie Systeem
MetaPhor AgaroseLonza50180
Microcentrifuge 5415 REppendorfZ605212
Microscoop met UV epifluorescentieLeicaDM2500Exciter filter BP340-390, Barrier filter LP425
MicroslidesDeltalabD10000426 mm x 76 mm
Mini Electroforese SysteemFisherbrand14955170
MinicentrifugeThermoFisher Scientific15334204
NanoDrop 1000 SpectrofotometerThermoFisher ScientificND1000
Petri SchaaltjesDeltalab20020155 mm x 14 mm
Kaliumfosfaat Tribasic (K3PO4·1.5H2O)Panreac141513
Primer voorwaarts 'Pru C2'ThermoFisher Scientific
Primer voorwaarts Pru T2'ThermoFisher Scientific
Primer reverse 'PCER'ThermoFisher Scientific
RedSafe Nucleïnezuur Kleuring OplossingiNtRON Biotechnology21141
SaccharosePanreac131621.1211
Natriumsulfiet watervrij (Na2SO3)Panreac131717.1211
Speedtools plant DNA extractie KitBiotools21272
TBE Buffer (10X)PanreacA0972,5000PE
Thermische Cycler T100Bio-Rad1861096
Thermomixer comfortEppendorfT1317
Verticale Autoclaaf Presoclave IIJP Selecta4001725
VortexFisherbrand11746744

Referenties

  1. Hendrick, U. P. The Plums of New York. , J. B. Lyon Co., State Printers. (1911).
  2. Okie, W. R., Hancock, J. F. Plums. Temperate Fruit Crop Breeding. Hancock, J. F. , Springer. Dordrecht. 337-357 (2008).
  3. Guerra, M. E., Rodrigo, J. Japanese plum pollination: a review. Scientia Horticulturae. 197, 674-686 (2015).
  4. Okie, W. R. Introgression of Prunus species in plum. New York Fruit Quarterly. 14 (1), 29-37 (2006).
  5. Okie, W. R., Weinberger, J. H. Fruit Breeding, vol. 1. Tree and tropical fruits. Janick, J., Moore, J. , John Wiley and Sons Inc. New York. 559-608 (1996).
  6. Mccubbin, A. G., Kao, T. Molecular recognition and response in pollen and pistil interactions. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 16, 333-364 (2000).
  7. Hegedűs, A., Halász, J. Recent findings of the tree fruit self-incompatibility studies. International Journal of Horticultural Science. 13 (2), 7-15 (2007).
  8. de Nettancourt, D. Incompatibility and Incongruity in Wild and Cultivated Plants. , Springer-Verlag. Berlín. (2001).
  9. Tao, R., et al. Identification of stylar RNases associated with gametophytic self-incompatibility in almond (Prunus dulcis). Plant and Cell Physiology. 38 (3), 304-311 (1997).
  10. Halász, J., Pedryc, A., Ercisli, S., Yilmaz, K., Hegedűs, A. S-genotyping supports the genetic relationships between Turkish and Hungarian apricot germplasm. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135 (5), 410-417 (2010).
  11. Lora, J., Hormaza, J. I., Herrero, M., Rodrigo, J. Self-incompatibility and S-allele identification in new apricot cultivars. Acta Horticulturae. (1231), 171-176 (2019).
  12. Herrera, S., Lora, J., Hormaza, J. I., Rodrigo, J. Determination of self- and inter-(in)compatibility relationships in apricot combining hand-pollination, microscopy and genetic analyses. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (160), (2020).
  13. Cachi, A. M., Wunsch, A. Characterization of self-compatibility in sweet cherry varieties by crossing experiments and molecular genetic analysis. Tree Genetics & Genomes. 10, 1205-1212 (2014).
  14. Guerra, M. E., Guerrero, B. I., Casadomet, C., Rodrigo, J. Self-compatibility, S-RNase allele identification, and selection of pollinizers in new Japanese plum-type cultivars. Scientia Horticulturae. 261, 109022(2020).
  15. Herrera, S., Lora, J., Hormaza, J. I., Herrero, M., Rodrigo, J. Optimizing production in the new generation of apricot cultivars: self-incompatibility, S-RNase allele identification, and incompatibility group assignment. Frontiers in Plant Science. 9, 1-12 (2018).
  16. Herrera, S., Rodrigo, J., Hormaza, J. I., Lora, J. Identification of self-incompatibility alleles by specific PCR analysis and S-RNase sequencing in apricot. International Journal of Molecular Sciences. 19 (11), 3612(2018).
  17. Sociasi Company, R., Kodad, O., Fernández i Martí, J. M., Alonso, J. M. Mutations conferring self-compatibility in Prunus species: from deletions and insertions to epigenetic alterations. Scientia Horticulturae. 192, 125-131 (2015).
  18. Rodrigo, J., Herrero, M. Evaluation of pollination as the cause of erratic fruit set in apricot 'Moniqui. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 71 (5), 801-805 (1996).
  19. Beppu, K., et al. Se-haplotype confers self-compatibility in Japanese plum (Prunus salicina Lindl). Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 80 (6), 760-764 (2005).
  20. Guerra, M. E., Rodrigo, J., López-Corrales, M., Wünsch, A. S-RNase genotyping and incompatibility group assignment by PCR and pollination experiments in Japanese plum. Plant Breeding. 128 (3), 304-311 (2009).
  21. Guerra, M. E., Wunsch, A., López-Corrales, M., Rodrigo, J. Flower emasculation as the cause for lack of fruit set in Japanese plum crosses. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135 (6), 556-562 (2010).
  22. Guerra, M. E., Wünsch, A., López-Corrales, M., Rodrigo, J. Lack of fruit set caused by ovule degeneration in Japanese plum. Journal of the American Society for Horticultural Science. 136 (6), 375-381 (2011).
  23. Fernández i Martí, A., Gradziel, T. M., Socias i Company, R. Methylation of the Sf locus in almond is associated with S-RNase loss of function. Plant Molecular Biology. 86, 681-689 (2014).
  24. Baggiolini, M. Les stades repérés des arbres fruitiers à noyau. Revue romande d'Agriculture et d'Arboriculture. 8, 3-4 (1952).
  25. Meier, U. Growth stages of mono-and dicotyledonous plants: BBCH Monograph. Federal Biological Research Centre for Agriculture and Forestry. , (2001).
  26. Fadón, E., Herrero, M., Rodrigo, J. Flower development in sweet cherry framed in the BBCH scale. Scientia Horticulturae. 192, 141-147 (2015).
  27. Fadon, E., Rodrigo, J. Combining histochemical staining and image analysis to quantify starch in the ovary primordia of sweet cherry during winter dormancy. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (145), (2019).
  28. Hormaza, J. I., Pinney, K., Polito, V. S. Correlation in the tolerance to ozone between sporophytes and male gametophytes of several fruit and nut tree species (Rosaceae). Sexual Plant Reproduction. 9, 44-48 (1996).
  29. Burgos, L., et al. The self-compatibility trait of the main apricot cultivars and new selections from breeding programmes. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 72 (1), 147-154 (1997).
  30. Dicenta, F., Ortega, E., Cánovas, J. A., Egea, J. Self-pollination vs. cross-pollination in almond: pollen tube growth, fruit set and fruit characteristics. Plant Breeding. 121, 163-167 (2002).
  31. Alonso, J. M., Socias i Company, R. Differential pollen tube growth in inbred self-compatible almond genotypes. Euphytica. 144, 207-213 (2005).
  32. Hedhly, A., Hormaza, J. I., Herrero, M. The effect of temperature on pollen germination, pollen tube growth, and stigmatic receptivity in peach. Plant Biology. 7, 476-483 (2005).
  33. Hedhly, A., Hormaza, J. I., Herrero, M. Warm temperatures at bloom reduce fruit set in sweet cherry. Journal of Applied Botany. 81, 158-164 (2007).
  34. Milatović, D., Nikolić, D. Analysis of self-(in)compatibility in apricot cultivars using fluorescence microscopy. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 82, 170-174 (2007).
  35. Jia, H. J., He, F. J., Xiong, C. Z., Zhu, F. R., Okamoto, G. Influences of cross pollination on pollen tube growth and fruit set in Zuili plums (Prunus salicina). Journal of Integrative Plant Biology. 50, 203-209 (2008).
  36. Herrero, M., Salvador, J. La polinización del ciruelo Red Beaut. Información Técnica Econónomica Agraria. 41, 3-7 (1980).
  37. Ramming, D. W. Plum. Register of new fruit and nut varieties: Brooks and Olmo, List 37. HortScience. 30 (6), 1142-1144 (1995).
  38. Hartmann, W., Neümuller, M. Plum breeding. Breeding plantation tree crops: Temperate species. , Springer. New York, NY. 161-231 (2009).
  39. Guerra, M. E., López-Corrales, M., Wünsch, A. Improved S-genotyping and new incompatibility groups in Japanese plum. Euphytica. 186 (2), 445-452 (2012).
  40. Tao, R., et al. Molecular typing of S-alleles through identification, characterization and cDNA cloning for S-RNases in sweet cherry. Journal of the American Society for Horticultural Science. 124 (3), 224-233 (1999).
  41. Yamane, H., Tao, R., Sugiura, A., Hauck, N. R., Lezzoni, A. F. Identification and characterization of S-RNases in tetraploid sour cherry (Prunus cerasus). Journal of the American Society for Horticultural Science. 126, 661-667 (2001).
  42. López, M., Jose, F., Vargas, F. J., Battle, I. Self-(in)compatibility almond genotypes: a review. Euphytica. 150, 1-16 (2006).
  43. Bošković, R., Tobutt, K. R. Correlation of stylar ribonuclease zymograms with incompatibility alleles in sweet cherry. Euphytica. 90, 245-250 (1996).
  44. Beppu, K., Syogase, K., Yamane, H., Tao, R., Kataoka, I. Inheritance of self-compatibility conferred by the Se-haplotype of Japanese plum and development of Se-RNase gene-specific PCR primers. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 85, 215-218 (2010).
  45. Beppu, K., Kumai, M., Yamane, H., Tao, R., Kataoka, I. Molecular and genetic analyses of the S-haplotype of the self-compatible Japanese plum (Prunus salicina Lindl.) "Methley". Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 87 (5), 493-498 (2012).
  46. Beppu, K., Konishi, K., Kataoka, I. S-haplotypes and self-compatibility of the Japanese plum cultivar 'Karari'. Acta Horticulturae. 929, 261-266 (2012).
  47. Sapir, G., Stern, R. A., Shafir, S., Goldway, M. S-RNase based S-genotyping of Japanese plum (Prunus salicina Lindl.) and its implication on the assortment of cultivar-couples in the orchard. Scientia Horticulturae. 118, 8-13 (2008).
  48. Karp, D. Luther Burbank's plums. HortScience. 50 (2), 189-194 (2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

HandbestuivingS genotypeanalysepollenbuiselongatievruchtzettinganalysePCR analyse
Het vaststellen van bestuivingsvereisten in Japanse pruim door fenologische monitoring, handbestuivingen, fluorescentiemicroscopie en moleculaire genotypering
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.