Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Verzameling van monsters en analyse van het microbioom van de twaalfvingerige darm

2.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61900

⸱

12 januari 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Gastroenterology, Hepatology and Parenteral Nutrition, Veterans Administration Greater Los Angeles Healthcare System, 2The Vatche and Tamar Manoukian Division of Digestive Diseases, Department of Medicine, David Geffen School of Medicine at University of California, 3UCLA Microbiome Center, David Geffen School of Medicine at University of California, 4Department of Surgery, University of California, Los Angeles, 5Department of Medicine and Human Genetics, David Geffen School of Medicine at University of California, 6Cedars-Sinai Cancer and Department of Medicine, Cedars-Sinai Medical Center

In dit artikel

Samenvatting

In dit manuscript bespreken we een nieuwe methode om het microbioom van de twaalfvingerige darm te bemonsteren en te analyseren. Deze methode geeft een nauwkeurige weergave van de microbiële diversiteit en samenstelling in de twaalfvingerige darm en kan nuttig zijn voor verder onderzoek van het microbioom van de twaalfvingerige darm.

Samenvatting

Verschuivingen in het microbioom zijn gecorreleerd met de fysiologie en pathofysiologie van veel orgaansystemen, zowel bij mensen als bij muizen. Het darmmicrobioom is meestal bestudeerd door middel van collecties fecale monsters. Het gemak van het verkrijgen van fecale monsters heeft geresulteerd in veel onderzoeken die informatie hebben onthuld over het distale luminale maagdarmkanaal. Er zijn echter maar weinig studies die het belang van het microbioom in de proximale darm hebben aangegaan. Aangezien de twaalfvingerige darm een belangrijke plaats is voor spijsvertering en absorptie, is het microbioom relevant voor voeding en leveraandoeningen en rechtvaardigt het verder onderzoek. Hier beschrijven we een nieuwe methode voor het bemonsteren van het proximale luminale en mucosale darmmicrobioom bij menselijke proefpersonen die een bovenste endoscopie ondergaan door het verkrijgen van duodenale aspiratie en biopsieën. Het verkrijgen van monsters is gemakkelijk en wordt niet beïnvloed door artefacten zoals voorbereidende therapietrouw van de patiënt, zoals het geval kan zijn bij het verkrijgen van colonmonsters tijdens colonoscopie. De voorlopige resultaten tonen aan dat de luminale en mucosale microbiomen aanzienlijk verschillen, wat waarschijnlijk verband houdt met omgevingsomstandigheden en barrièrefuncties. Daarom geeft een combinatie van aspiratie van de twaalfvingerige darm en biopsieën een uitgebreider beeld van het microbioom in de twaalfvingerige darm. Biopsieën worden verkregen uit de dalende en horizontale segmenten van de twaalfvingerige darm, die anatomisch dicht bij de lever en de galboom liggen. Dit is belangrijk bij het bestuderen van de rol van galzuurbiologie en de darm-lever-as bij leveraandoeningen. Biopsieën en aspiraat kunnen worden gebruikt voor 16S ribosomale RNA-sequencing, metabolomics en andere soortgelijke toepassingen.

Inleiding

Het darmmicrobioom is de laatste jaren een gebied van toenemende belangstelling geworden. Het is nu duidelijk dat de diverse bacteriepopulatie in de darm kan verschillen op basis van verschillende factoren, waaronder genetica, voeding, medicatie en omgevingsinvloeden1. Studies hebben ook unieke microbiële profielen geïdentificeerd die verband houden met verschillende gastro-intestinale aandoeningen, zoals obesitas, inflammatoire darmaandoeningen en leveraandoeningen 2,3. De meeste onderzoeken richten zich op het profileren van het microbioom van de dikke darm door middel van de analyse van fecale en distale mucosale monsters4. Hoewel de hoogste concentratie darmbacteriën zich in de dikke darm bevindt (1012 bacteriën/gram), is er niettemin een complexe gemeenschap van microben in de twaalfvingerige darm (103/g), jejunum (104/g) en ileum (107/g) die een sleutelrol speelt in het spijsverteringsmetabolisme en de absorptie5.

De dunne darm dient als de primaire plaats van afbraak en absorptie van voedingsstoffen in het maagdarmkanaal. Commensale bacteriën die de dunne darm bekleden, spelen een fundamentele rol bij de chemische afbraak van voedselsubstraten en bij het vrijkomen van bioactieve stoffen die helpen bij de opname van voedingsstoffen6. Deze interacties dragen bij aan een complexe omgeving van microbe-microbe en gastheer-microbe activiteit in de dunne darm7. Een studie die de dunne darmmicrobiota in muizenmodellen observeerde, wees uit dat kiemvrije muizen die een vetrijk dieet kregen, een verminderde lipidenabsorptie hadden, maar wanneer ze werden gekoloniseerd met jejunale microbiota, een directe toename van de lipidenabsorptie hadden6. Een menselijke pilotstudie die de duodenale microbiota van zwaarlijvige en gezonde personen profileerde, wees uit dat de duodenale microbiota van zwaarlijvige personen veranderingen vertoonde in de afbraakroutes van vetzuren en sucrose, waarschijnlijk geïnduceerd in een dieetafhankelijke relatie8. Bovendien is dysbiose in de dunne darmmicrobiota geïdentificeerd bij verschillende ziekten, waaronder bacteriële overgroei in de dunne darm, kortedarmsyndroom, pouchitis, enterische disfunctie in de omgeving en prikkelbare darmsyndroom7.

We zijn geïnteresseerd in de relatie tussen het microbioom en verschillende stadia van chronische leverziekte. In het bijzonder dient de twaalfvingerige darm als de eerste plaats van chemische afbraak en voedingsabsorptie in de dunne darm. Bovendien brengt de portale levercirculatie voedingsstoffen en metabolieten naar de lever, waar ze worden verwerkt en gereguleerd in de bloedbaan. De anatomische nabijheid tussen de darm en de lever creëert een omgeving die vatbaar is voor pro-inflammatoire reacties die kunnen ontstaan als gevolg van falen van de darmbarrière of veranderingen in het darmmicrobioom9. Studies die het microbioom en de progressie van leverziekte onderzoeken, hebben microbiële dysbiose geïdentificeerd bij patiënten met niet-alcoholische leververvetting (NAFLD), steatohepatitis (NASH), alcoholische leverziekte en cirrose10,11. Hoewel de meeste onderzoeken het microbioom van de dikke darm karakteriseren, waren we geïnteresseerd in het onderzoeken van het microbioom van de dunne darm in relatie tot leveraandoeningen. Door gebruik te maken van de nieuwe methode die hier wordt gepresenteerd, hebben we unieke microbiële profielen van de twaalfvingerige darm geïdentificeerd bij patiënten met levercirrose in relatie tot dieet12.

Aangezien de karakterisering van het microbioom van de dunne darm steeds meer in de belangstelling staat, is het noodzakelijk om uniforme technieken te ontwikkelen voor het verkrijgen van monsters die de microbiota van de dunne darm nauwkeurig weergeven. Er zijn echter uitdagingen in verband met het verkrijgen van monsters die de studie van de microbioomomgeving van de dunne darm hebben bemoeilijkt. De huidige bemonsteringsmethoden vereisen invasieve procedures die vaak onderhevig zijn aan besmetting, zoals uiteengezet door Kastl et al7. Hier beschrijven we een nieuwe methode voor het verkrijgen van duodenale aspiratie en biopsieën voor microbiële analyse van patiënten met een leveraandoening die oesofagogastroduodenoscopie ondergaan.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Duodenale monsters werden verkregen in het Veteran Affairs Greater Los Angeles Healthcare System, het Cedars-Sinai Medical Center en het Ronald Reagan UCLA Medical Center nadat het klinische protocol voor de studie Microbiome, Microbial Markers and Liver Disease (M3LD) was geaccepteerd door de institutionele beoordelingsraad van de lokale ethische beoordelingscommissie. Van alle deelnemende patiënten werd schriftelijke geïnformeerde toestemming verkregen.

1. Toestemming van de deelnemers

  1. Benader proefpersonen met een diagnose van levercirrose van welke etiologie dan ook met endoscopieën gepland voor varicesscreening of portale hypertensie voor rekrutering. Sluit patiënten met hepatocellulair carcinoom (HCC) uit.
  2. Introduceer het onderzoek, zorg er zorgvuldig voor dat de deelnemer het begrijpt en vraag de deelnemer of hij of zij vrijwilligerswerk wil doen voor het onderzoek. Vul een formulier voor geïnformeerde toestemming in als ze akkoord gaan.
  3. Zorg ervoor dat een goed opgeleide en gediplomeerde medische professional de endoscopie uitvoert.

2. Verzameling van specimens

  1. Verdoof de patiënt met 50 mg fentanyl en 2 mg midazolam. Verhoog de dosering indien nodig totdat de patiënt matig verdoofd is en de endoscoop kan verdragen.
  2. Plaats een endoscoop (bijv. Pentax EG29-i10) in de slokdarm van de patiënt en ga verder naar de pylorus.
    OPMERKING: De grootte van de endoscoop is afhankelijk van de fysiologie van de patiënt. Gebruik de endoscoop niet voor aspiratie voorafgaand aan het verzamelen van monsters om te voorkomen dat het endoscoopkanaal besmet raakt met maag- of orofaryngeale secreties.
  3. Verkrijg een microscoopglaasje en een stompe naald van 18 gauge om u voor te bereiden op de aanschaf van het monster. Bereid een steriel kussen voor dat zal worden gebruikt om biopsieën van het microscoopglaasje naar cryovials over te brengen.
  4. Wanneer de scoop aankomt in het tweede deel van de twaalfvingerige darm distaal van de ampulla van Vater, zuigt u alle aanwezige vloeistof op via een steriele wegwerpaspiratiekatheter die door het werkkanaal van de bovenste endoscoop wordt geleid en verzamelt u deze in een wegwerpmonstercontainer van 40 ml. Spoel tot 30 ml extra steriel water met een spuit in de twaalfvingerige darm en zuig de vloeistof op in een vloeistofafscheider om in totaal 15 ml te verzamelen.
  5. Verwijder onmiddellijk de aspiratiecontainer die aan het afzuigonderdeel van de katheter is bevestigd en sluit deze af. Plaats de container in een thermoskan over ijs en in een transportzak voor monsters voor transport naar het verwerkingslaboratorium.
  6. Steek een biopsietang van 2.8 mm voor eenmalig gebruik in de poort aan de zijkant van de endoscoop om weefselmonsters te verwijderen voor onderzoek. Voer 2 willekeurige passages van de tang uit in het tweede deel van de twaalfvingerige darm en verzamel in elke gang twee happen weefsel.
  7. Gebruik een stompe naald van een 18-gauge spuit om weefselmonsters uit de tang en op het microscoopglaasje te extraheren voordat u de monsters overbrengt naar vier afzonderlijke lege cryovials van 2 ml. Schroef de doppen stevig vast.
  8. Plaats alle 4 goed afgedekte cryovials in een lege container, zoals een urinebeker, en maak een bad, bestaande uit 20 ml ethanol en droogijs, om de biopsieën snel te bevriezen.
  9. Plaats de biopsie cryovials in een geïsoleerde piepschuimcontainer op een bed van droogijs en breng de monsters over naar een vriezer van -80 °C voor langdurige opslag om de monsters te bewaren.

3. Verwerking van aspiratie

  1. Breng de biospecimens na het verzamelen van biospecimens onmiddellijk over naar een BSL2 of hoger laboratorium voor verwerking.
  2. Keer de container met aanzuigvloeistof vier keer voorzichtig om en verdeel vervolgens ongeveer 1,5 ml van de vloeistof in cryovials van 2 ml.
  3. Bewaar monsters bij -80 °C totdat batchanalyse kan worden uitgevoerd.

4. Beheer van de vragenlijst en verzameling van klinische gegevens

  1. Vraag deelnemers om vragenlijsten in te vullen om informatie te verkrijgen over voeding, demografie, rook-/alcoholgewoonten, medische aandoeningen/medicijnen en kwaliteit van leven13.
  2. Bekijk medische dossiers om klinische gegevens vast te leggen, waaronder klinische laboratoria, beeldvormingsgegevens, medicijnen en medische complicaties.

5. DNA-extractie

  1. Voer DNA-extractie uit onmiddellijk na het verwijderen van de duodenale biopsieën en aspireer uit opslag bij -80 °C. Er zijn geen voorbereidende stappen nodig om DNA uit duodenale biopsiemonsters te extraheren.
  2. Voer DNA-extractie en -sequencing uit voor alle monsters op dezelfde dag om het risico op een batcheffect tijdens de analyse te verminderen. Zet een bibliotheek op die specifiek is voor de verzamelde monsters voordat de monsters kunnen worden gesequenced.
  3. Gebruik een DNA-microprep-kit om DNA te extraheren uit duodenale biopsiemonsters, volgens protocol14 van de fabrikant.
  4. Voeg de maximale hoeveelheid monster volgens de protocolrichtlijnen toe aan een lysisbuis met 750 μl lysisoplossing en een droog volume van 0,7 ml glasparels van 2 mm.
  5. Zet de lysisbuizen vast in een kralenklopper met een buishouder en laat de klopper gedurende ten minste vijf minuten op maximale snelheid draaien. De tijd is afhankelijk van de kralenklopper en het monster dat wordt geanalyseerd.
  6. Centrifugeer de lysisbuisjes in een microcentrifuge op 10.000 x g gedurende 1 min.
  7. Breng tot 400 μl supernatans over via een gefilterde verzamelbuis en centrifugeer opnieuw bij 8000 x g gedurende 1 min.
  8. Voeg 1200 μL bindingsbuffer toe aan het filtraat in een microcentrifugebuis en meng grondig tot het homogeen is.
  9. Breng 800 μL van het mengsel over naar een spinkolom en buis. Centrifugeer op 10.000 x g gedurende 1 min. Gooi de doorstroom weg.
  10. Plaats de centrifugekolom op een nieuwe centrifugebuis met 400 μL DNA-wasbuffer en meng grondig tot een homogeen. Centrifugeer op 10.000 x g gedurende 1 min. Gooi de doorstroom weg.
  11. Herhaal stap 5.10 twee keer, met 700 μL en vervolgens 200 μL DNA-wasbuffer per wasbeurt.
  12. Voeg 20 μL elutiebuffer toe aan de spinkolom in een nieuwe centrifugebuis. Incubeer gedurende één minuut en centrifugeer vervolgens gedurende 1 minuut bij 10.000 x g om het DNA te elueren. Gooi de kolom weg.
  13. Filter het DNA opnieuw. Het DNA is nu klaar voor PCR-amplificatie.

6. DNA-amplificatie

  1. Voer PCR-amplificatie uit van het V4-gebied van het 16S-ribosomale RNA-gen door 250 × 2 paired-end sequencing op aMiSeq-, HiSeq- of NovaSeq-sequencer15.
  2. Maak een grondplaat met 96 putjes. Maak een mastermix van 165 μL ILHS_515f geconserveerde voorwaartse primer (100 mM voorraad) en 2970 μL water van moleculair biologische kwaliteit. Voeg 28,5 μL van dit mengsel toe aan elk putje.
  3. Voeg 1,5 μL van de corresponderende reverse primer toe van de 96 wells plaat van IL_806r unieke primers met streepjescode (100 μM voorraad). Deze barcodes identificeren unieke patiëntmonsters.
  4. Maak een mastermix van water (23,1 μL x 3,3 x aantal monsters), PCR-buffer (3 μL x 3,3 x aantal monsters), dNTP's (0,6 μL x 3,3 x aantal monsters) en JumpStart Taq DNA-polymerase (0,3 μL x 3,3 x aantal monsters).
    OPMERKING: 16S DNA-amplificatie moet in drievoud worden uitgevoerd.
  5. Voeg 81 μL mastermix toe aan elk putje in de eerste plaat met 96 putjes. Voeg 6 μL DNA en 3 ml primermix toe aan elk putje. Gebruik een P200 meerkanaalspipet om de putjes te mengen en pipetteer vervolgens 30 μL in het overeenkomstige putje van elk van de andere twee PCR-platen. Sluit de plaat af.
  6. Gebruik de volgende instellingen van de thermische cycler: 94 °C x 3 min; 35 cycli: 94 °C x 45 s, 50 °C x 1 min, 72 °C x 1,5 min. Na 35 cycli: 72 °C x 10 min, 94 °C x 5 min, 4 °C voor onbepaalde tijd.

7. Opschonen en instellen van de bibliotheek

  1. Gebruik een PCR- of DNA-opruimkit om de PCR-producten te zuiveren. Elueer het DNA met 30 μL PCR-kwaliteit (DEPC-behandeld) water.
  2. Gebruik een spectrofotometer met zichtbaar UV-spectrum die de mogelijkheid heeft om PCR-monsters te kwantificeren.
  3. Open de spectrofotometersoftware op het bureaublad van de computer. Klik op nucleïnezuur.
  4. Veeg de poort af met gedestilleerd water. Voeg 1 μL 1x PCR-buffer/water toe aan de haven en kalibreer.
  5. Voer de monster-ID in en pipetteer 1 μL monster op de poort.
  6. Sluit de poort en druk op Meten.
    NOTITIE: Vermijd luchtbellen bij het toevoegen van monsters aan de poort.
  7. Veeg het monster af met laboratoriumdoekjes en gedestilleerd water en bereid vervolgens het volgende monster voor. Noteer waarden bij elk monster. De computer moet ook automatisch opslaan.
  8. Combineer 250 ng van elk geamplificeerd PCR-product in 1 buisje. Dit is de DNA-bibliotheek.
  9. Lever de bibliotheek, samen met lezingen 1 en 2 en de primers voor indexsequencing, aan een sequencinglab voor sequencing.
    OPMERKING: Als er geen lokaal laboratorium beschikbaar is, kan voor deze stap een commercieel sequencinglaboratorium worden gebruikt.

8. Opmaak van gegevens

  1. Sequencing-gegevens leveren resultaten op in voorwaartse en achterwaartse .fastq-bestanden. Zet deze gegevens om in een gegevensblad en schoon ze op, zodat de informatie kan worden geanalyseerd voor downstream-toepassingen.
  2. Open de R-programmeersoftware. Volg de instructies en code in het aanvullende coderingsbestand om door de DADA2-pijplijn te gaan en de DNA-sequencinggegevens16 op te schonen. Download de SILVA-referentiedatabase voor de taxonomietoewijzing nadat de sequenties door de pijpleiding17 zijn gegaan.
  3. Kort gezegd, laad het DADA2-pakket in R. Definieer een pad waarin alle .fastq-bestanden in dezelfde map worden opgeslagen en pak de bestanden uit in R.
  4. Lees de namen van de fastq-bestanden en match de lijsten met vooruit- en achteruit fastq-bestanden.
  5. Inspecteer de kwaliteit van de voorwaartse en achterwaartse metingen.
    OPMERKING: Nucleotidesequenties kunnen worden afgekapt om sequenties van hoge kwaliteit te behouden.
  6. Filter en trim de fastq-bestanden. Gebruik de methode learnErrors om het parametrische foutmodel te leren dat DADA2 gebruikt. Dit toont de waargenomen en verwachte foutenpercentages voor elke mogelijke nucleotidesubstitutie (A → C, A → T, A → G, enz.).
  7. Pas het algoritme voor monsterinferentie toe om het aantal unieke sequenties in elk monster te bepalen en inspecteer het object van de dada-klasse verder om tot het aantal echte unieke varianten per monster te komen.
  8. Voeg de voorwaartse en achterwaartse lezingen samen om volledige en ruisvrije sequenties te verkrijgen.
  9. Construeer een tabel met ampliconsequentievarianten (ASV).
  10. Verwijder chimaera's van de ASV-tafel. Chimere sequenties zijn een enkele sequentie die het resultaat is van twee meer overvloedige oudersequenties.
  11. Houd het totale aantal leesbewerkingen bij dat door de pijplijn is gegaan. DADA2 zal SILVA gebruiken om taxonomie toe te kennen aan elke unieke sequentie. De nauwkeurigheid kan worden geanalyseerd door een gemeenschap van bekende bacteriesequenties in de DADA2-pijplijn op te nemen en DADA2-sequentievarianten te vergelijken met de verwachte samenstelling van de gemeenschap.
    OPMERKING: De DNA-sequencinggegevens zijn nu opgeschoond en klaar voor analyse op basis van de specifieke reikwijdte en doelen van het onderzoeksproject.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Populatieverschillen tussen mucosale en luminale microbioom van proximale darm
Eerdere studies hebben verschillen gevonden in de microbiële populaties van luminale en mucosale colonmonsters 4,5,18. De voorlopige resultaten tonen aan dat aspiratie- en biopsiemonsters in de twaalfvingerige darm zowel luminale als mucosale microbiota in de proximale darm kunnen meten. Bovendien ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Studies van het microbioom zijn ongelooflijk belangrijk, aangezien dit complexe ecosysteem een cruciale rol speelt in de energiehomeostase, immunologische reacties en metabolisme19. Er bestaan regionale microbioomverschillen die een weerspiegeling kunnen zijn van de verschillende fysiologische functies van verschillende regio's van het maagdarmkanaal, die verschillende ziektetoestanden kunnen beïnvloeden20. Het fecale microbioom wordt het m...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen concurrerende financiële belangenconflicten te melden.

Dankbetuigingen

Dit onderzoek werd gefinancierd door de National Institutes of Health/National Cancer Institute subsidie nummer RO1CA204145.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2 mL cryovialsCorning430659
96-well platesApplied Biosystems4306737
dNTPsSigmaD7295
Dry iceVerstrekt door instelling
EG29-i10 endoscoopPentaxN/AEndoscoopgrootte kan variëren afhankelijk van de fysiologie van de patiënt
Epoch microplatespectrofotometerBiotekN/A
EthanolSigma Aldrich676829
HiSeq 2500IlluminaN/A
IL_806r reverse primerIDT DNA technologiescustomcustom primers
ILHS_515f forward primerIDT DNA technologiescustomcustom primers
JumpStart Taq DNASigmaD4184
SlijmmonstervalBusse Hospital Disposables40540 cc monsterval met transportdop
Nanodrop Gen5 softwareThermoFisher Scientific
PCR bufferSigmaP2192
PCR opruimingskitZymo ResearchD4204
Radial Jaw 4 Jumbo ForcepsBoston ScientificM005133432,8 mm kaak OD
Vioscreen voedingsvragenlijstVioCareN/A
ZymoBIOMICS DNA Microprep KitZymo ResearchD430025 µg bindingscapaciteit

Referenties

  1. Kau, A., Ahern, P., Griffin, N., Goodman, A. L., Gordon, J. I. Human nutrition, the gut microbiome and the immune system. Nature. 474, 327-336 (2011).
  2. Young, V. B. The intestinal microbiota in health and disease. Current Opinion in Gastroenterology. 28 (1), 63-69 (2012).
  3. Kolodziejczyk, A. A., Zheng, D., Elinav, E. Diet-microbiota interactions and personalized nutrition. Nature Reviews Microbiology. 17 (12), 742-753 (2019).
  4. Tuddenham, S., Sears, C. L. The intestinal microbiome and health. Current Opinion in Infectious Diseases. 28 (5), 464-470 (2015).
  5. Dieterich, W., Schink, M., Zopf, Y. Microbiota in the Gastrointestinal Tract. Medical Sciences (Basel). 6 (4), 116(2018).
  6. Martinez-Guryn, K., et al. Small Intestine Microbiota Regulate Host Digestive and Absorptive Adaptive Responses to Dietary Lipids. Cell Host Microbe. 23 (4), 458-469 (2018).
  7. Kastl, A. J., Terry, N. A., Wu, G. D., Albenberg, L. G. The Structure and Function of the Human Small Intestinal Microbiota: Current Understanding and Future Directions. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 9 (1), 33-45 (2020).
  8. Angelakis, E., et al. A Metagenomic Investigation of the Duodenal Microbiota Reveals Links with Obesity. PLoS One. 10 (9), 0137784(2015).
  9. Yu, L. X., Schwabe, R. F. The gut microbiome and liver cancer: mechanisms and clinical translation. Nature Reviews. Gastroenterology and Hepatology. 14 (9), 527-539 (2017).
  10. Schnabl, B., Brenner, D. A. Interactions between the intestinal microbiome and liver diseases. Gastroenterology. 146 (6), 1513-1524 (2014).
  11. Shen, T. D., Pyrsopoulos, N., Rustgi, V. K. Microbiota and the liver. Liver Transplant. 24 (4), 539-550 (2018).
  12. Hussain, S. K., et al. Dietary Protein, Fiber and Coffee Are Associated with Small Intestine Microbiome Composition and Diversity in Patients with Liver Cirrhosis. Nutrients. 12, 1395(2020).
  13. Kristal, A. R., et al. Evaluation of web-based, self-administered, graphical food frequency questionnaire. Journal of the Academy of Nutrition and Dietetics. 114 (4), 613-621 (2014).
  14. Benhammou, J. N., et al. Novel Lipid Long Intervening Noncoding RNA, Oligodendrocyte Maturation-Associated Long Intergenic Noncoding RNA, Regulates the Liver Steatosis Gene Stearoyl-Coenzyme A Desaturase As an Enhancer RNA. Hepatology Communications. 3 (10), 1356-1372 (2019).
  15. Earth Microbiome Project. 16S Illumina Amplicon Protocol. , Available from: https://earthmicrobiome.org/protocols-and-standards/16s/ (2020).
  16. Callahan, B. J., McMurdie, P. J., Rosen, M. J., Han, A. W., Johnson, A. J. A., Holmes, S. P. DADA2: High-resolution sample inference from Illumina amplicon data. Nature Methods. 13, 581-583 (2016).
  17. Quast, C., et al. The SILVA ribosomal RNA gene database project: improved data processing and web-based tools. Nucleic Acids Research. 41, 590-596 (2013).
  18. Eckburg, P. B., et al. Diversity of the human intestinal microbial flora. Science. 308 (5728), 1635-1638 (2005).
  19. Nieuwdorp, M., Gilijamse, P. W., Pai, N., Kaplan, L. M. Role of the microbiome in energy regulation and metabolism. Gastroenterology. 146 (6), 1525-1533 (2014).
  20. Jacob, N., et al. Inflammation-independent TL1A-mediated intestinal fibrosis is dependent on the gut microbiome. Mucosal Immunology. 11 (5), 1466-1476 (2018).
  21. Fujimori, S. What are the effects of proton pump inhibitors on the small intestine. World Journal of Gastroenterology. 21 (22), 6817-6819 (2015).
  22. Garcia-Tsao, G., Abraldes, J. G., Berzigotti, A., Bosch, J. Portal hypertensive bleeding in cirrhosis: Risk stratification, diagnosis, and management: 2016 practice guidance by the American Association for the study of liver diseases. Hepatology. 65 (1), 310-335 (2016).
  23. Prodan, A., Tremaroli, V., Brolin, H., Zwinderman, A. H., Nieuwdorp, M., Levin, E. Comparing bioinformatic pipelines for microbial 16S rRNA amplicon sequencing. PLoS One. 15 (1), (2019).
  24. Bolyen, E., et al. interactive, scalable and extensible microbiome data science using QIIME 2. Nature Biotechnology. 37, 852-857 (2019).
  25. Li, G., et al. Diversity of Duodenal and Rectal Microbiota in Biopsy Tissues and Luminal Contents in Healthy Volunteers. Journal of Microbiology and Biotechnology. 25 (7), 1136-1145 (2015).
  26. de Groot, P. F., et al. Distinct fecal and oral microbiota composition in human type 1 diabetes, an observational study. PLoS One. 12 (12), (2017).
  27. Kong, X., et al. New and Preliminary Evidence on Altered Oral and Gut Microbiota in Individuals with Autism Spectrum Disorder (ASD): Implications for ASD Diagnosis and Subtyping Based on Microbial Biomarkers. Nutrients. 11 (9), 2128(2019).
  28. Dethlefsen, L., Huse, S., Sogin, M. L., Relman, D. A. The Pervasive Effects of an Antibiotic on the Human Gut Microbiota, as Revealed by Deep 16S rRNA Sequencing. PLOS Biology. 6 (11), 280(2008).
  29. Dethlefsen, L., Relman, D. A. Incomplete recovery and individualized responses of the human distal gut microbiota to repeated antibiotic perturbation. PNAS. 108 (1), 4554-4561 (2011).
  30. Williams, R. C., Showalter, R., Kern, F. In vivo effect of bile salts and cholestyramine on intestinal anaerobic bacteria. Gastroenterology. 69 (2), 483-491 (1975).
  31. Seto, C. T., Jeralod, P., Orenstein, R., Chia, N., DiBiase, J. K. Prolonged use of a proton pump inhibitor reduces microbial diversity: implications for Clostridium difficile susceptibility. Microbiome. 2 (42), (2014).
  32. De Luca, F., Shoenfeld, Y. The microbiome in autoimmune diseases. Clinical and Experimental Immunology. 195 (1), 74-85 (2019).
  33. Belkaid, Y., Hand, T. W. Role of the microbiota in immunity and inflammation. Cell. 157 (1), 121-141 (2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

DarmmicrobioomMicrobioomanalyseDuodenumaspiraatDuodenumbiopsieBovenrichtingsendoscopie16S-sequencingMetabolomicsDarm-leveras

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.