Methodenartikel

Laser Doppler Perfusion Imaging in de hindlimb van de muis

DOI:

10.3791/62012

⸱

18 april 2021

 , 
1Division of Vascular Surgery, University of Washington, 2VA Puget Sound Health Care System

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier presenteren we een protocol dat de techniek en noodzakelijke controles demonstreert voor Laser Doppler perfusiebeeldvorming om de bloedstroom in de achterpoten van de muis te meten.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bloedstroomherstel is een kritische uitkomstmaat na experimentele hindlimb ischemie of ischemie-reperfusie. Laser Doppler perfusion imaging (LDPI) is een veelgebruikte, niet-invasieve, herhaalbare methode voor het beoordelen van het herstel van de bloedstroom. De techniek berekent de totale bloedstroom in het bemonsterde weefsel van de Doppler-verschuiving in frequentie veroorzaakt wanneer een laser bewegende rode bloedcellen raakt. Metingen worden uitgedrukt in willekeurige perfusie-eenheden, dus de contralaterale niet-ingegrepen op het been wordt meestal gebruikt om metingen te helpen controleren. Meetdiepte ligt tussen 0,3-1 mm; voor hindlimb ischemie betekent dit dat dermale perfusie wordt beoordeeld. Huidperfusie is afhankelijk van verschillende factoren - het belangrijkste is de huidtemperatuur en het verdovingsmiddel, dat zorgvuldig moet worden gecontroleerd om betrouwbare metingen te kunnen opleveren. Bovendien kan haar- en huidpigmentatie het vermogen van de laser veranderen om de dermis te bereiken of door te dringen. Dit artikel demonstreert de techniek van LDPI in de muis hindlimb.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Huidzweren met onvoldoende wondgenezing is een belangrijke oorzaak van amputaties bij menselijke patiënten1. Adequate wondgenezing vereist hogere niveaus van arteriële perfusie dan nodig is om een intacte huid te behouden, die wordt aangetast bij patiënten met perifere arteriële ziekte2,3,4. Verschillende andere rheumatologische aandoeningen en diabetes kunnen ook leiden tot een verstoorde en ontoereikende huidmicrocirculatie om wonden te genezen5,6. Veel diabetespatiënten hebben gelijktijdige perifere arteriële aandoeningen, waardoor ze een bijzonder hoog risico lopen op amputatie. Laser Doppler perfusie beeldvorming (LDPI) wordt gebruikt in klinische situaties om de microcirculatie van de huid te evalueren, evenals in onderzoekssituaties om de bloedstroom en het herstel van de bloedstroom te evalueren na experimentele hindlimb ischemie, ischemie-reperfusie en microchirurgische flaps7.

Het LDPI-systeem projecteert een laagvermogen laserstraal die wordt afgebogen door een scanspiegel om zich over een interessant gebied te bewegen. Dit verschilt van Laser Doppler flowmetrie, die een perfusiemeting biedt voor het kleine weefselgebied dat in direct contact staat met de flowmetriesonde8. Wanneer de laserstraal interageert met bewegend bloed in het microvasculatuur, ondergaat het een Doppler-frequentieverschuiving, die door de scanner wordt gedetecteerd en omgezet in willekeurige perfusie-eenheden. Omdat LDPI een op licht gebaseerde techniek is, is deze beperkt in termen van penetratiediepte tot 0,3-1 mm, wat betekent dat voor het grootste deel dermale perfusie wordt beoordeeld7. De huidstroom kan worden gewijzigd door de huidtemperatuur en het sympathische zenuwstelsel, dat kan worden beïnvloed door verschillende verdovende middelen9. Metingen van de optische laser worden ook beïnvloed door omgevingslichtomstandigheden, huidpigmentatie en kunnen worden geblokkeerd door een overtolkend bont of haar7.

LDPI is de meest gebruikte onderzoekstechniek om perfusieherstel na ischemie te controleren, omdat het niet-invasief is, geen contrasttoediening vereist en snelle scantijden heeft waarmee gegevens over meerdere dieren kunnen wordenverzameling. Dit maakt het ideaal om te helpen bepalen of behandelingen gericht op therapeutische arteriogenese of angiogenese effectief zijn in modellen voor kleine dieren. Het herstel van de bloedstroom na hindlimb ischemie zoals gemeten door LDPI correleert goed met de ontwikkeling van de collaterale slagader wanneer beoordeeld met andere middelen zoals Microfil casting of micro-CT10,11. Het doel van dit protocol is om de beoordeling van hindlimbperfusie met behulp van LDPI aan te tonen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dierproeven werden uitgevoerd volgens een protocol goedgekeurd door de University of Washington Institutional Animal Care and Use Committee.

1. Scannervoorbereiding

  1. Stel de scannerhoogte zo in dat de afstand tot het gescande onderwerp ongeveer 30 cm is.
  2. Schakel de imager in en start de bijbehorende software.
  3. Open het meetprogramma. Als de software correct communiceert met de scanner, verschijnt de waarschuwing voor het inschakelen van de infraroodlaser.
  4. Kalibreer de machine met de door de fabrikant verstrekte normen (niet weergegeven in de video en is afhankelijk van het specifieke model machine dat wordt gebruikt).
  5. Pas de scannerinstellingen aan op de achtergrondmateriaal- en verlichtingsinstellingen in de ruimte.
    1. Stel de versterkingsniveaus DC FLUX en CONCin volgens de instructies van de fabrikant (niet weergegeven in de video).
    2. Stel de achtergronddrempel in door de laserstraal op het zwarte achtergrondmateriaal te richten en druk op Auto BK Set.

2. Voorbereiding voor het scannen van de muis

  1. Stel de isofluraaninductiekamer in met de juiste opruiming van het afvalgas.
    OPMERKING: Door de inductiekamer op een warmhoudkussen te plaatsen, voorkomt u temperatuurverlies van de muis tijdens anesthesie-inductie.
  2. Zet de homeothermische deken aan, die in het scangebied onder een niet-reflectief oppervlak wordt geplaatst (in dit geval een zwarte neopreenstof). Stel de homeothermische deken in op een lichaamstemperatuur van 37 °C.
  3. Plaats de temperatuursonde voor de homeothermische deken en het smeermiddel zo dat ze klaar zijn voor plaatsing.
  4. Plaats het anesthesiemasker en het opruimsysteem in het scangebied.
  5. Verdoof de muis met een isofluraan vaporizer. Stel de zuurstofsnelheid in op 1 L/min stroom en stel de isofluraan in op 4% voor anesthesie-inductie. Schakel de stroom naar de anesthesie-inductiekamer in en de ademhalingssnelheid van de muis zal vertragen. Adequate anesthesie wordt bereikt wanneer de muis zijn juiste reflex verliest.
  6. Breng de muis over op een verdovingsmasker/neuskegel met aangesloten afvalgasopruimer en stel de isofluraan in op 1,5%.
    OPMERKING: Dit anesthesieniveau is over het algemeen voldoende om de muis relatief stil te houden tijdens het scannen, maar is niet bedoeld om chirurgische anesthesieniveaus te bieden, dus de diepte van de anesthesie wordt niet gecontroleerd. Het veranderen van het isofluraanniveau veroorzaakt veranderingen in hartslag, ademhaling en huidperfusie, dus een consistent percentage moet worden gebruikt tijdens elk tijdscursusexperiment en voor alle experimentele proefpersonen. Alternatieve verdovingstechnieken zoals IP-injectie van ketamine xylazine kunnen ook worden gebruikt, maar dezelfde verdovingstechniek moet gedurende elke cursusstudie worden gebruikt, omdat verschillende anesthetica de huidperfusie anders beïnvloeden.
  7. (Optioneel afhankelijk van het scangebied) Als de geplande regio van belang die moet worden gescand, bedekt is met bont, gebruik dan een kleine elektrische trimmer of ontharingscrème om het haar uit de interesseregio te verwijderen.
    OPMERKING: De ontharingscrème moet volledig worden verwijderd en de muishuid moet worden gedroogd voordat deze wordt gescand.
  8. Plaats de muis in de juiste scanpositie op het zwarte niet-reflectieve oppervlak dat de homeothermische deken bedekt, en bevestig dat beide achterpoten tijdens de equilibratie en het scannen op de warmtebron blijven (figuur 1).
    OPMERKING: Het is belangrijk om beide voeten op de homeothermische deken te houden om regionale temperatuurschommelingen te voorkomen.
  9. Plaats de gesmeerde rectale temperatuursonde die is gekoppeld aan de homeothermische deken.
  10. Equilibreer de muistemperatuur tot de gewenste scantemperatuur (37 °C); ongeveer 5-10 minuten.
  11. Selecteer Scannerinstellingen, die toegankelijk zijn via het bovenste menu of via het pictogram voor het instellen van de scanner. Pas het scangebied aan door de X-Y-coördinaten aan te passen aan het interessegebied. De scansnelheid is afhankelijk van de scanresolutie. Een hogere resolutie resulteert in langere scantijden. Voor herhaalde scanning gericht op globale perfusie, in tegenstelling tot een hogere resolutie gericht op anatomische perfusie, is een scansnelheid van 4 ms / pixel voldoende.
    OPMERKING: Een hogere resolutie en een enkele scan moeten worden overwogen als de onderzoeker probeert de zich ontwikkelende collaterale circulatie direct te bestuderen (het best afgebeeld in de ventrale dij en het kalf waar deze dichter bij de huid ligt). Herhaalde scan met een lagere resolutie/snelheid (bijv. 4 ms/pixel) is voldoende bij het beoordelen van globale perfusie naar het eindorgaan van het muisvoetkussen. De software die in de video wordt weergegeven, laadt automatisch de eerder gebruikte sjabloon voor het scangebied, de snelheid en de resolutie wanneer deze opnieuw wordt opgestart, of kan worden opgehaald uit een opgeslagen bestand als verschillende interessegebieden worden gebruikt voor verschillende experimenten.
  12. Als u herhalingsscans uitvoert, selecteert u het tabblad Herhalen en Lijnscan. Het aantal scans kan worden gewijzigd (in dit geval 3 scans) en het herhalingsinterval. De minimale tijd voor het herhalingsinterval is de geschatte scantijd, die wordt weergegeven in het grijs weergegeven gebied aan de rechterkant van het vak, bepaald door het scangebied en de scanresolutie. Door een paar seconden toe te voegen, kan de gebruiker de muis pauzeren en indien nodig verplaatsen tussen scans.

3. Scannen

  1. Selecteer het tabblad Afbeeldingsscan en selecteer de knop Markeren. De laser beweegt om het scangebied te schetsen. Pas de muispositie aan zodat het te scannen doel zich binnen het gemarkeerde gebied bevindt.
    OPMERKING: Voor voetpad- of voetpad- en kuitscanning biedt een gevoelige positionering met de achterpoten verlengd een consistenter interessegebied dan liggende positionering. De femurslagader en sapheneuze slagader en collateralen bevinden zich zeer dicht bij het ventrale oppervlak van de dij en het kalf, dus supine positionering heeft de voorkeur bij het gebruik van deze gebieden van belang.
  2. Begin met herhaalde metingen door het pictogram Herhalen scannen te selecteren en druk op de afspeelknop om de scan te starten.
  3. Bevestig de scanafstand in het pop-upvenster en klik op OK om te beginnen met scannen.
  4. Bewaak de muis tijdens het scannen op muisbewegingen; als de muis voldoende beweegt zodat de achterpoten zich niet meer in het scangebied in het midden van een scan bevinden, start u de scan opnieuw. Kleine variaties in de positie van de achterpoot van de muis kunnen worden ondergebracht in de analysesoftware.
  5. Controleer de muistemperatuur tijdens het scanproces, omdat deze zelfs bij gebruik van de homeothermische deken kan fluctueren. Als er te veel variatie is in de muistemperatuur, kan dit leiden tot aanzienlijke variatie tussen scans. Over het algemeen zal een temperatuurbereik van 36,8-37,2 °C resulteren in aanvaardbare gegevens.
  6. Sla de vastgelegde scan op onder het venster Opslaan als met een bestandsnaam met muisidentificatie en tijdspunt voor eenvoudigere gegevensanalyse. Voer indien gewenst muis- en tijdpuntgegevens in het venster met onderwerpdetails in.
  7. Schakel de isofluraan uit en verwijder de rectale temperatuursonde.
  8. Desinfecteer de rectale temperatuursonde met 70% ethanol, zodat deze klaar is voor gebruik in de volgende muis.
  9. Laat de muis herstellen van anesthesie tot het punt waar hij een rechtse reflex weergeeft door van de rugpositie naar de gevoelige positie te draaien voordat hij deze teruggeeft aan de kooi.
    OPMERKING: Herstel kan worden uitgevoerd op een verwarmende deken voor isofluraan, omdat het herstel zeer snel is of in een verwarmde herstelkooi voor ketamine/xylazine.

4. LDPI-gegevens vastleggen (Figuur 3)

  1. Open het imaging review softwareprogramma.
  2. Ga naar het bestandsmenu, open en zoek het opgeslagen bestand.
  3. Selecteer het ROI-pictogram op de werkbalk.
  4. Selecteer de knop Polygoon toevoegen.
  5. Traceer de regio van belang (ROI) voor de controle hindlimb met behulp van de muis. Polygoontracering hoeft niet exact te zijn, omdat de grijze achtergrond niet wordt opgenomen in de berekende gemiddelden.
  6. Herhaal stap 4.3-4.5 voor de chirurgische achterpoot.
  7. Kies het pictogram Statistieken om het pu-venster (Image ROIs Statistics Results) te openen.
  8. Exporteer de resultaten voor Polygon 1 (control hindlimb) en Polygon 2 (surgical hindlimb) naar een dataverzamelingsvoorstel via copy/paste.

5. Analyse

  1. Leg de gegevens vast als chirurgische/controleverhouding voor elke scan.
  2. Gebruik de gemiddelde chirurgische/controle voor alle drie de scans voor het gegevenspunt voor die specifieke muis op dat moment. Vanwege de biologische variabiliteit in de respons op hindlimb ischemie, zijn over het algemeen 8-10 muizen per tijdspunt nodig om reproduceerbare resultaten te bereiken met ~ 10% standaardfout.
    OPMERKING: Voordat u de muis laat herstellen van anesthesie, is het de moeite waard om een snelle analyse van de herhaalde scans uit te voeren om te controleren of de gegevens te variabel zijn (bijv. meer dan 100-150 perfusie-eenheden verschillend tussen scans 1-3). Een grote variatie tussen herhaalde scans suggereert dat de muis tijdens de scan niet volledig is geëquilibreerd(figuur 2),en een herhalingsscan kan worden uitgevoerd zonder een gegevenspunt te verliezen, wat zou gebeuren als de afbeeldingen pas op een later tijdstip worden geanalyseerd. Het wijzigen van het kleurenpalet om het dynamische bereik van weergegeven fluxwaarden te optimaliseren, kan nodig zijn om de scanvariatie beter weer te geven (figuur 2).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Succesvolle LDPI moet resulteren in consistente scans met herhaalde metingen, met niet meer dan 100-150 variatie perfusie-eenheid (overeenkomend met ongeveer 10% van de gebruikelijke gemiddelde perfusie voor het muisvoetkussen) tussen de drie scans (figuur 2). Zoals aangetoond in figuur 2,helpen herhaalscans te bepalen dat de muis op de juiste manier is geëquilibreerd, zodat de ischemische/controleverhouding het beste de onderliggende bloedstroom weerspiegelt in...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Consistente techniek is van cruciaal belang voor het verkrijgen van betrouwbare resultaten met LDPI. Dezelfde verdoving, temperatuurinstellingen, muispositie en interessegebied moeten gedurende de hele tijd worden gebruikt. Verschillende anesthesiemiddelen resulteren in hogere of lagere perfusiewaarden9. Isofluraan anesthesie is handig vanwege het snelle begin en de opkomst, evenals de algehele veiligheid. Een consistent percentage isofluraan moet worden gebruikt als diepte van anesthesie met dit ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dr Tang heeft geen belangenverstrengeling te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd uitgevoerd met behulp van faciliteiten en middelen in het VA Puget Sound Health Care Center. Het werk is dat van de auteur en weerspiegelt niet noodzakelijkerwijs de positie of het beleid van het Department of Veterans Affairs of de regering van de Verenigde Staten. Dr Tang wordt momenteel gefinancierd via de VA (Merit 5 I01 BX004975-02).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Zwart niet-reflecterend materiaalStofwinkel, zwart neopreen aanbevolen door bedrijf
F/air-busA.M. Bickford Inc80120
Homeotherme deken met star metalen sondeHarvard ApparatusKomt ook met flexibele sonde, maar deze is minder duurzaam
IsofluraangeanesthesietoestelDragerMeerdere fabrikanten
IsofluraaninductiekamerVetEquip9414442 L kamer
Moor laser Doppler perfusie imagerMoor InstrumentsMoorLDI2-IRImager met hogere resolutie (MoorLDI2-HIR)
Muisanesthesie snuitkapMeerdere fabrikanten
NairNair
ZuurstoftankMeerdere fabrikanten
SurgilubeMeerdere distributeurs

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Varma, P., Stineman, M. G., Dillingham, T. R. Epidemiology of limb loss. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 25 (1), 1-8 (2014).
  2. Farber, A. Chronic Limb-Threatening Ischemia. New England Journal of Medicine. 379 (2), 171-180 (2018).
  3. Abularrage, C. J., et al. Evaluation of the microcirculation in vascular disease. Journal of Vascular Surgery. 42 (3), 574-581 (2005).
  4. Houben, A., Martens, R. J. H., Stehouwer, C. D. A. Assessing Microvascular Function in Humans from a Chronic Disease Perspective. Journal of the American Society of Nephrology. 28 (12), 3461-3472 (2017).
  5. Mahe, G., Humeau-Heurtier, A., Durand, S., Leftheriotis, G., Abraham, P. Assessment of skin microvascular function and dysfunction with laser speckle contrast imaging. Circulation: Cardiovascular Imaging. 5 (1), 155-163 (2012).
  6. Murray, A. K., Herrick, A. L., King, T. A. Laser Doppler imaging: a developing technique for application in the rheumatic diseases. Rheumatology (Oxford). 43 (10), 1210-1218 (2004).
  7. Greco, A., et al. Repeatability, reproducibility and standardisation of a laser Doppler imaging technique for the evaluation of normal mouse hindlimb perfusion. Sensors (Basel). 13 (1), 500-515 (2012).
  8. Sonmez, T. T., et al. A novel laser-Doppler flowmetry assisted murine model of acute hindlimb ischemia-reperfusion for free flap research. PLoS One. 8 (6), 66498(2013).
  9. Gargiulo, S., et al. Effects of some anesthetic agents on skin microcirculation evaluated by laser Doppler perfusion imaging in mice. BMC Veterinary Research. 9, 255(2013).
  10. Ankri-Eliahoo, G., Weitz, K., Cox, T. C., Tang, G. L. p27(kip1) Knockout enhances collateralization in response to hindlimb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 63 (5), 1351-1359 (2016).
  11. McEnaney, R. M., Shukla, A., Madigan, M. C., Sachdev, U., Tzeng, E. P2Y2 nucleotide receptor mediates arteriogenesis in a murine model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 63 (1), 216-225 (2016).
  12. Padgett, M. E., McCord, T. J., McClung, J. M., Kontos, C. D. Methods for Acute and Subacute Murine Hindlimb Ischemia. Journal of Visualized Experiments. (112), e54166(2016).
  13. Niiyama, H., Huang, N. F., Rollins, M. D., Cooke, J. P. Murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments. (23), e1035(2009).
  14. Chalothorn, D., Faber, J. E. Strain-dependent variation in collateral circulatory function in mouse hindlimb. Physiological Genomics. 42 (3), 469-479 (2010).
  15. Helisch, A., et al. Impact of mouse strain differences in innate hindlimb collateral vasculature. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 26 (3), 520-526 (2006).
  16. Faber, J. E., et al. Aging causes collateral rarefaction and increased severity of ischemic injury in multiple tissues. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 31 (8), 1748-1756 (2011).
  17. Forrester, K. R., Stewart, C., Tulip, J., Leonard, C., Bray, R. C. Comparison of laser speckle and laser Doppler perfusion imaging: measurement in human skin and rabbit articular tissue. Medical & Biological Engineering & Computing. 40 (6), 687-697 (2002).
  18. Briers, J. D. Laser Doppler, speckle and related techniques for blood perfusion mapping and imaging. Physiological Measurement. 22 (4), 35-66 (2001).
  19. Heeman, W., Steenbergen, W., van Dam, G., Boerma, E. C. Clinical applications of laser speckle contrast imaging: a review. Journal of Biomedical Optics. 24 (8), 1-11 (2019).
  20. Nguyen, T., Davidson, B. P. Contrast Enhanced Ultrasound Perfusion Imaging in Skeletal Muscle. Journal of Cardiovascular Imaging. 27 (3), 163-177 (2019).
  21. Zaccagnini, G., et al. Magnetic Resonance Imaging Allows the Evaluation of Tissue Damage and Regeneration in a Mouse Model of Critical Limb Ischemia. PLoS One. 10 (11), 0142111(2015).
  22. Penuelas, I., et al. PET as a measurement of hindlimb perfusion in a mouse model of peripheral artery occlusive disease. Journal of Nuclear Medicine. 48 (13), 1216-1223 (2007).
  23. Jia, Y., Qin, J., Zhi, Z., Wang, R. K. Ultrahigh sensitive optical microangiography reveals depth-resolved microcirculation and its longitudinal response to prolonged ischemic event within skeletal muscles in mice. Journal of Biomedical Optics. 16 (8), 086004(2011).
  24. Turaihi, A. H., et al. Combined Intravital Microscopy and Contrast-enhanced Ultrasonography of the Mouse Hindlimb to Study Insulin-induced Vasodilation and Muscle Perfusion. Journal of Visualized Experiments. (121), e54912(2017).
  25. Liu, C., et al. Enhanced autophagy alleviates injury during hindlimb ischemia/reperfusion in mice. Experimental and Therapeutic Medicine. 18 (3), 1669-1676 (2019).
  26. Liu, D. L., Svanberg, K., Wang, I., Andersson-Engels, S., Svanberg, S. Laser Doppler perfusion imaging: new technique for determination of perfusion and reperfusion of splanchnic organs and tumor tissue. Lasers in Surgery and Medicine. 20 (4), 473-479 (1997).
  27. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243(2018).
  28. Zhang, D., Li, S., Wang, S., Ma, H. An evaluation of the effect of a gastric ischemia-reperfusion model with laser Doppler blood perfusion imaging. Lasers in Medical Science. 21 (4), 224-228 (2006).
  29. Fitzal, F., et al. Circulatory changes after prolonged ischemia in the epigastric flap. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (7), 535-543 (2001).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

AchterpotischemieHerstel van de bloedstroomBeelding van de achterpoot van de muisHuidmicrocirculatiePerfusiemetingIschemie reperfusieAnesthesiecontroleArteriele perfusieOntwikkeling van collaterale arteri n

Gerelateerde artikelen