Methodenartikel

Een reproduceerbaar intensive care-unit-georiënteerd endotoxinemodel bij ratten

1.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62024

⸱

20 februari 2021

 , 
1Institute of Physiology, University of Zurich, 2Institute of Anesthesiology, University Hospital of Zurich

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een reproduceerbaar intensive care unit-georiënteerd endotoxine model bij ratten.

Samenvatting

Sepsis en septische shock blijven de belangrijkste doodsoorzaak op intensive care-afdelingen. Ondanks significante verbeteringen in sepsisbeheer, varieert de mortaliteit nog steeds tussen 20 en 30%. Nieuwe behandelingsbenaderingen om sepsis-gerelateerd multiorganisch falen en overlijden te verminderen zijn dringend nodig. Robuuste diermodellen maken een of meerdere behandelingsbenaderingen mogelijk en testen hun effect op fysiologische en moleculaire parameters. In dit artikel wordt een eenvoudig diermodel gepresenteerd.

Ten eerste wordt algemene anesthesie geïnduceerd bij dieren, hetzij met het gebruik van vluchtige of door intraperitoneale anesthesie. Na plaatsing van een intraveneuze katheter (staartader), tracheostomie en het inbrengen van een intraarteriële katheter (staartslagader) wordt begonnen met mechanische beademing. Baseline waarden van de gemiddelde arteriële bloeddruk, arteriële bloedzuurstofverzadiging en hartslag worden geregistreerd.

De injectie van lipopolysacchariden (1 milligram/kilogram lichaamsgewicht) opgelost in fosfaat-gebufferde zoutoplossing induceert een sterke en reproduceerbare ontstekingsreactie via de toll-like receptor 4. Vloeistofcorrecties en de toepassing van noradrenaline worden uitgevoerd op basis van gevestigde protocollen.

Het diermodel dat in dit artikel wordt gepresenteerd, is gemakkelijk te leren en sterk gericht op klinische sepsisbehandeling op een intensive care-afdeling met sedatie, mechanische ventilatie, continue bloeddrukmonitoring en herhaalde bloedafname. Ook is het model betrouwbaar, waardoor reproduceerbare gegevens met een beperkt aantal dieren mogelijk zijn in overeenstemming met de 3R-principes (verminderen, vervangen, verfijnen) van dieronderzoek. Hoewel dierproeven in sepsisonderzoek niet gemakkelijk kunnen worden vervangen, zorgen repetitieve metingen voor een vermindering van dieren en het verdoving van septische dieren vermindert het lijden.

Inleiding

Sepsis en zijn meer ernstige vorm, septische shock, zijn syndromen op de grond van een infectie, resulterend in een overschietende ontstekingsreactie met de afgifte van cytokines, wat leidt tot fysiologische en biochemische veranderingen met een onderdrukte immuunafweer en fatale resultaten 1,2. Deze onevenwichtige ontstekingsreactie resulteert in orgaandisfunctie en orgaanfalen in verschillende vitale organen zoals longen, nieren en lever. Sepsis is met 37%3 een van de meest voorkomende redenen voor een patiënt om opgenomen te worden op een intensive care (ICU). De mortaliteit van sepsis varieert momenteel rond de 20-30%4. Vroege en effectieve antibioticabehandeling is van het grootste belang5. Vloeistof- en vasopressorreanimatie moeten vroeg worden geïnstalleerd, anders dan dat, is de behandeling puur ondersteunend6.

Sepsis wordt gedefinieerd als een bewezen of vermoedelijke infectie met bacteriën, schimmels, virussen of parasieten, die gepaard gaat met orgaandisfunctie. Aan de criteria voor septische shock wordt voldaan wanneer een verdere cardiovasculaire collaps die niet reageert op vloeistofbehandeling alleen, en een lactaatgehalte van meer dan 2 millimol / liter aanwezig is2. Sepsis gerelateerd orgaanfalen kan in elk orgaan voorkomen, maar komt zeer vaak voor in het cardiovasculaire systeem, de hersenen, de nieren, de lever en de longen. De meeste patiënten die lijden aan sepsis hebben endotracheale intubatie nodig om de luchtwegen van de patiënt te beveiligen, om te beschermen tegen aspiratie en om positieve expiratoire beademing toe te passen met een hoge fractie geïnspireerde zuurstof om hypoxie te voorkomen of te overwinnen. Om een tracheale buis en mechanische beademing te verdragen, hebben patiënten meestal sedatie nodig.

Endotoxinen, zoals lipopolysacchariden (LPS) als onderdeel van het membraan van gramnegatieve bacteriën induceren een sterke ontstekingsreactie via de toll-like receptor (TLR) 47. Activering van een gedefinieerde route zorgt voor een stabiele ontstekingsreactie. Cytokines zoals cytokine geïnduceerd neutrofiel chemoattractant eiwit 1 (CINC-1), monocyt chemoattractant eiwit 1 (MCP-1) en interleukine 6 (IL-6) staan bekend als prognostische factoren voor ernst en uitkomst in dit model8. Intraveneuze LPS-toepassing is met succes gebruikt om verschillende aspecten van sepsis bij rattente bestuderen 8,9.

Behandeling van sepsis is nog steeds een uitdaging, vooral vanwege het gebrek aan voorspellende diermodellen. Of endotoxemie met activering van systemische ontsteking een adequaat model is voor de ontwikkeling van farmacologische therapieën is discutabel. Met de bekende LPS-geïnduceerde TLR 4 pathway kan echter belangrijke kennis worden opgedaan.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimenten in dit protocol zijn goedgekeurd door de veterinaire autoriteiten van het kanton Zürich, Zwitserland (goedkeuringsnummers 134/2014 en ZH088/19). Bovendien waren alle stappen die in dit experiment werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen voor dierproeven van de Zwitserse Academie voor Mediale Wetenschappen (SAMS) en richtlijnen van de Federatie van European Laboratory Animal Science Associations (FELASA).

1. Anesthesie-inductie en dierbewaking

  1. Houd mannelijke Wistar-ratten met een gewicht van 250-300 gram (g) in geventileerde kooien onder pathogeenvrije omstandigheden. Zorg voor een licht/donkercyclus van 12-12 uur bij een omgevingstemperatuur van 22 ± 1 °C en vrije toegang tot voedsel en water.
  2. Induceer algemene anesthesie door vluchtige inductie met isofluraan (concentratie van 3-5%) in een anesthesie-inductiebox gedurende 30 seconden (figuur 1A) of induceer anesthesie met een eenmalige injectie van ketamine / xylazine (10/1 milligram (mg) per 100 g lichaamsgewicht).
  3. Breng het dier over naar een werkplek en leg het dier gedurende het hele experiment op een verwarmingsmat. Houd de lichaamstemperatuur tussen 36,5 en 37 °C.
  4. Gebruik een neuskegel om zuurstof te leveren (600 ml / minuut). Voeg isofluraan 2-3% toe als vluchtige anesthesie werd gekozen voor anesthesieonderhoud. Zorg ervoor dat het dier spontaan ademt.
  5. Bevestig het niveau van anesthesie door de afwezigheid van de teen-knijpreflex voorafgaand aan de installatie van tracheostomie en arteriële en veneuze katheters.
  6. Controleer een voldoende oxygenatie door perifere zuurstofverzadigingsmonitoring (normale zuurstofverzadiging 98 - 100%).
  7. Gebruik een zalf (Vitamine A zalf) om de ogen te beschermen.
  8. Bereid steriele chirurgische instrumenten en katheters voor op een bijzettafel zoals weergegeven in figuur 1B.
  9. Bereid bovendien druk- en zuurstofverzadigingsmonitoring voor zoals weergegeven in figuur 1C.

2. Intraveneuze toegang

  1. Breng een tourniquet aan op de proximale staart van de rat om de veneuze toegang te vergemakkelijken (figuur 2A).
  2. Desinfecteer de staart 3 keer met alcohol.
  3. Induceer een G26 intraveneuze katheter in een van de twee laterale staartaders.
    OPMERKING: Uit onze ervaring is het gemakkelijker om de intraveneuze toegang bij het distale deel van de staart van de rat te plaatsen, omdat de ader zich hier dichter bij de huid bevindt. Bovendien is er bij een mislukte cannulatie voldoende ruimte om proximaal te bewegen.
  4. Vermijd strikt luchtinjectie.
  5. Maak het tourniquet los na het plaatsen van de intraveneuze katheter.
  6. Bevestig de intraveneuze katheter op zijn plaats met plakband (figuur 2B).
  7. Sluit spuitpompen aan op de intraveneuze toegang voor continue vloeistof- en medicijntoepassing.
  8. Gebruik 3-weg stopkranen voor bolusvloeistof, medicijntoepassing en veneuze bloedafname.

3. Tracheostoma

  1. Scheer het voorste nekgebied van het dier.
  2. Desinfecteer de geschoren huid 3 keer met providone-jodiumoplossing.
  3. Voer een longitudinale incisie van ongeveer 2 cm uit met behulp van een scalpel (met een mes nummer 10).
  4. Trek de huid terug met 2-0 zijden hechtingen.
  5. Bereid het strottenhoofd en de luchtpijp botweg voor met een chirurgische schaar (figuur 3A).
  6. Zorg ervoor dat u de luchtpijp opent met een chirurgische microschaar bij de3-5e tracheale sluiting.
  7. Plaats een steriele tracheale canule in de luchtpijp. Wees voorzichtig, steek de canule niet te diep in om eenzijdige beademing te voorkomen.
  8. Bevestig de canule op zijn plaats met een 2-0 zijden hechtdraad.
  9. Sluit de canule aan op een ventilator voor druk- of volumegestuurde ventilatie (figuur 3B).

4. Arteriële toegang

  1. Desinfecteer de rattenstaart 3 keer met povidon-jodiumoplossing.
  2. Snijd de huid met een scalpel (met een mesje nummer 10) circa 1 cm in de lengterichting aan de ventrale zijde.
  3. Wees voorzichtig, snijd niet te diep om een verwonding van de staartslagader te voorkomen.
  4. Gebruik een chirurgische microscoop om de slagader zorgvuldig bloot te leggen. Knip de fascia rond de slagader af met een chirurgische microschaar.
  5. Ligate het distale deel van de slagader met behulp van een 6-0 zijden hechtdraad.
  6. Bereid een proximale 6-0 zijde hechtdraad, maar span de zijde niet aan (figuur 4A).
  7. Breng een G-26-katheter aan in de slagader tussen de distale en proximale zijdehechting.
  8. Zodra de katheter zich in de slagader bevindt, spant u de proximale zijden hechting aan en bevestigt u de katheter op zijn plaats (figuur 4B).
  9. Sluit de katheter aan op een drukomvormer voor een continue arteriële drukmeting (normale gemiddelde arteriële druk: 60 - 100 mmHg) (figuur 4C).
  10. Plaats bovendien een 3-weg stopkraan tussen de katheter die is aangesloten op de drukomvormer en de G-26-katheter voor arteriële bloedafname.

5. Nulmeting, sepsis-inductie en vervolgmetingen

  1. Nadat het dier een stabiele toestand heeft bereikt, injecteert u de LPS.
  2. Verzamel bloedmonsters wanneer een stabiele toestand wordt bereikt (meestal na 15-30 minuten).
  3. Vervang vochtverlies uit bloedmonsters door ringer's oplossing in een verhouding van 1:4.
  4. Om sepsis te induceren, injecteert u de LPS als een bolus of als een continue LPS-toepassing.
  5. Injecteer voor de bolustoepassing 1 mg LPS/kilogram lichaamsgewicht (kg) opgelost in fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) in een concentratie van 1 mg/ml.
  6. Injecteer voor continue toepassing 300 μg LPS/kg/uur gedurende het hele experiment met behulp van een spuitpomp (voorraadoplossing van LPS: 1 mg/ml in PBS).
  7. Vermijd te allen tijde luchtinjectie om luchtembolie te voorkomen.
  8. Definieer vloeistofvervangingsprotocollen, vasoconstrictortoepassingsprotocollen en abortuscriteria (bijvoorbeeld hypotensie gedefinieerd als een gemiddelde arteriële bloeddruk onder 50 mmHg gedurende meer dan 30 minuten ondanks vloeistofvervanging) voordat u het experiment opzet.
    OPMERKING: Wij stellen een continue infusie van Ringer's oplossing voor met een snelheid van 10 ml /kg / uur.
  9. Trek elke continue toediening van vloeistoffen (bijvoorbeeld voor continue LPS-toepassing) af van de geïnfundeerde hoeveelheid, zodat de resultaten vergelijkbaar zijn met die van de controlegroepen.
    OPMERKING: Aan het einde van het experiment en voorafgaand aan het oogsten van organen zoals lever, nieren of milt voor verdere analyses zoals histologisch of biochemisch onderzoek, kunnen dieren worden geëuthanaseerd door een incisie van de inferieure cava-ader. De aanbevolen methode van euthanasie is om de dieren naar een chirurgisch niveau van anesthesie te brengen voorafgaand aan de incisie van de inferieure vena cava en injectie van ijskoude zoutoplossing in het linker hart, vooral als ontstekingsmarkers in organen moeten worden beoordeeld. Zorg ervoor dat u voldoet aan de wettelijke vereisten en lokale richtlijnen. Om sepsis-gerelateerd orgaanfalen te verifiëren, kan pro-apoptosemarker zoals caspase-3 worden geanalyseerd, evenals α1-microglobuline om tubulaire schade in de nieren te verifiëren. De orgaanspecifieke analyse van markers zoals CINC-1, MCP-1 en IL-6 kan ook informatie geven over de orgaanspecifieke ontstekingsreactie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het gepresenteerde systeem maakt endotoxemie mogelijk bij hemodynamisch stabiele dieren zoals eerder gemeld9. Terwijl de gemiddelde arteriële druk stabiel blijft bij dieren met en zonder LPS-stimulatie, ontwikkelen lps-behandelde dieren kenmerken van sepsis zoals een negatieve base-overmaat en een sterke ontstekingsreactie gemeten door plasmacytokinen (6 uur na toediening) zoals CINC-1 (867 ng / ml), MCP-1 (5027 ng / ml) en IL-6 (867 ng / ml) 8, Figuur...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het hier beschreven protocol zorgt voor een zeer reproduceerbaar, maar toch eenvoudig te leren sepsismodel, dat kan worden aangepast aan de onderzoeksvraag. Essentiële in vivo gegevens met betrekking tot orgaanfunctie zoals hartslag, bloeddruk en perifere arteriële zuurstofverzadiging kunnen continu worden verzameld en bloedafname kan gedurende het hele experiment herhaaldelijk worden uitgevoerd. Daarnaast kunnen aanpassingen met betrekking tot vloeistofvervangingsprotocollen en vasopressorondersteuning worden geïnstalle...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten met betrekking tot de gepresenteerde studie. Martin Schläpfer heeft een patent ingediend om de negatieve effecten van chirurgie en/of anesthesie te verzachten voor patiënten die medische gassen gebruiken, met name zuurstof (O2) en koolstofdioxide (CO2). Hij heeft onbeperkte onderzoeksbeurzen ontvangen van Sedana Medical, Zweden, en van Roche, Zwitserland, niet gerelateerd aan dit werk.

Dankbetuigingen

De auteurs willen Beatrice Beck-Schimmer (MD) en Erik Schadde (MD) bedanken voor hun kritische onderzoek en hun waardevolle bijdrage aan dit manuscript.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2-0 zijde suturenEthicon, Sommerville, NJK833Standaard chirurgisch
26 intraveneuze katheterBecton Dickinson, Franklin Lakes, NJ391349Standaard anesthesie apparatuur
6-0 LOOK zwart gevlochten zijdeSurgical Specalities Corporation, Wyomissing, PASP114Standaard chirurgisch
Alaris SpuitpompBencton Dickinson
BetadineMundipharma, Basel, Zwitserland7.68034E+12GTIN-nummer
Geboogde fijne punten microforcepsWorld precision instruments (WPI), Sarasota, FL504513Maakt vasculaire voorbereiding mogelijk
Fijne punten microforcepsWorld precision instruments (WPI), Sarasota, FL501976Punten moeten regelmatig worden gepolijst
Infinity Delta XL Anesthesie monitoringDraeger, Lübeck, Duitsland
Isofluraan, 250 mL flessenAttane, Piramal, Mumbai, IndiaLDNI 22098Standaard vet. apparatuur
Ketamine (Ketalar)Pfitzer, New York, NY
Lipopolysacharide (LPS) van Escherichia coli, serotype 055:B5Sigma, Buchs, Zwitserland
Q-tips kleinCarl Roth GmbH, Karlsruhe, DuitslandEH11.1Standaard chirurgisch
RingerfundinBbraun, Melsungen, Duitsland
Tec-3 Isofluoraan VerdamperOhmeda, GE-Healthcare, Chicago, ILniet meer beschikbaarStandaard vet. apparatuur
Xylazin (Xylazin Streuli)Streuli AG, Uznach, Zwitserland

Referenties

  1. Hotchkiss, R. S., Karl, I. E. The pathophysiology and treatment of sepsis. New England Journal of Medicine. 348 (2), 138-150 (2003).
  2. Singer, M., et al. The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3). Journal of the American Medical Association. 315 (8), 801-810 (2016).
  3. Vincent, J. L., et al. Assessment of the worldwide burden of critical illness: the intensive care over nations (ICON) audit. Lancet Respiratory Medicine. 2 (5), 380-386 (2014).
  4. Fleischmann, C., et al. Assessment of Global Incidence and Mortality of Hospital-treated Sepsis. Current Estimates and Limitations. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (3), 259-272 (2016).
  5. Kumar, A., et al. Duration of hypotension before initiation of effective antimicrobial therapy is the critical determinant of survival in human septic shock. Critical Care Medicine. 34 (6), 1589-1596 (2006).
  6. Gotts, J. E., Matthay, M. A. Sepsis: pathophysiology and clinical management. British Medical Journal. 353, (2016).
  7. Akira, S., Takeda, K. Toll-like receptor signalling. Nature Reviews Immunology. 4 (7), 499-511 (2004).
  8. Urner, M., et al. Insight into the beneficial immunomodulatory mechanism of the sevoflurane metabolite hexafluoro-2-propanol in a rat model of endotoxaemia. Clinical and Experimental Immunology. 181 (3), 468-479 (2015).
  9. Beck-Schimmer, B., et al. Which Anesthesia Regimen Is Best to Reduce Morbidity and Mortality in Lung Surgery?: A Multicenter Randomized Controlled Trial. Anesthesiology. 125 (2), 313-321 (2016).
  10. Deitch, E. A. Animal models of sepsis and shock: a review and lessons learned. Shock. 9 (1), 1-11 (1998).
  11. Buras, J. A., Holzmann, B., Sitkovsky, M. Animal models of sepsis: setting the stage. Nature Reviews Drug Discovery. 4 (10), 854-865 (2005).
  12. Perretti, M., Duncan, G. S., Flower, R. J., Peers, S. H. Serum corticosterone, interleukin-1 and tumour necrosis factor in rat experimental endotoxaemia: comparison between Lewis and Wistar strains. British Journal of Pharmacology. 110 (2), 868-874 (1993).
  13. Marechal, X., et al. Endothelial glycocalyx damage during endotoxemia coincides with microcirculatory dysfunction and vascular oxidative stress. Shock. 29 (5), 572-576 (2008).
  14. Thiemermann, C., Ruetten, H., Wu, C. C., Vane, J. R. The multiple organ dysfunction syndrome caused by endotoxin in the rat: attenuation of liver dysfunction by inhibitors of nitric oxide synthase. British Journal of Pharmacology. 116 (7), 2845-2851 (1995).
  15. Osuchowski, M. F., et al. Minimum quality threshold in pre-clinical sepsis studies (MQTiPSS): an international expert consensus initiative for improvement of animal modeling in sepsis. Intensive Care Medicine Experimental. 6 (1), 26(2018).
  16. Fink, M. P., Heard, S. O. Laboratory models of sepsis and septic shock. Journal of Surgical Research. 49 (2), 186-196 (1990).
  17. Buras, J. A., Holzmann, B., Sitkovsky, M. Animal models of sepsis: Setting the stage. Nature Reviews Drug Discovery. 4 (10), 854-865 (2005).
  18. Balls, M. The principles of humane experimental technique: timeless insights and unheeded warnings. Altex-Alternatives to Animal Experimentation. 27 (2), 144-148 (2010).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Sepsismodelratmodellipopolysaccharide injectiemechanische ventilatiearteri le catheterisatiebloeddrukmetingcytokinenmetingprincipes van dierenwelzijn

Gerelateerde artikelen