Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Cardiale respons op β-adrenerge stimulatie bepaald door druk-volume lusanalyse

2.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62057

⸱

19 mei 2021

 ,  ,  ,  , 
1Pharmakologisches Institut, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, 2DZHK (German Centre for Cardiovascular Research), partner site Heidelberg/Mannheim, 3Department of Internal Medicine III, University of Heidelberg, 4Department of Anesthesiology, University Hospital RWTH Aachen

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier beschrijven we een cardiale druk-volume lusanalyse onder toenemende doses intraveneus geïnfundeerd isoproterenol om de intrinsieke hartfunctie en de β-adrenerge reserve bij muizen te bepalen. We gebruiken een aangepaste open-borstbenadering voor de druk-volume lusmetingen, waarbij we ventilatie met positieve eind-expiratoire druk opnemen.

Samenvatting

Bepaling van de hartfunctie is een robuuste eindpuntanalyse in diermodellen van hart- en vaatziekten om de effecten van specifieke behandelingen op het hart te karakteriseren. Door de haalbaarheid van genetische manipulaties is de muis het meest voorkomende diermodel voor zoogdieren geworden om de hartfunctie te bestuderen en te zoeken naar nieuwe potentiële therapeutische doelen. Hier beschrijven we een protocol om de hartfunctie in vivo te bepalen met behulp van druk-volume lusmetingen en analyse tijdens basale omstandigheden en onder β-adrenerge stimulatie door intraveneuze infusie van toenemende concentraties isoproterenol. We bieden een verfijnd protocol inclusief beademingsondersteuning, rekening houdend met de positieve eind-expiratoire druk om negatieve effecten tijdens open borstmetingen te verbeteren, en krachtige analgesie (Buprenorfine) om oncontroleerbare myocardiale stress te voorkomen die wordt opgeroepen door pijn tijdens de procedure. Alles bij elkaar maakt de gedetailleerde beschrijving van de procedure en discussie over mogelijke valkuilen een sterk gestandaardiseerde en reproduceerbare druk-volume lusanalyse mogelijk, waardoor de uitsluiting van dieren uit het experimentele cohort wordt verminderd door mogelijke methodologische bias te voorkomen.

Inleiding

Hart- en vaatziekten hebben meestal invloed op de hartfunctie. Dit probleem wijst op het belang bij het beoordelen van in vivo gedetailleerde hartfunctie in dierziektemodellen. Dierproeven worden omgeven door een raamwerk van de drie Rs (3V's) leidende principes (Reduce/Refine/Replace). In het geval van het begrijpen van complexe pathologieën met systemische reacties (d.w.z. hart- en vaatziekten) op het huidige ontwikkelingsniveau, is de belangrijkste optie om de beschikbare methoden te verfijnen. Raffinage zal ook leiden tot een vermindering van de vereiste dieraantallen vanwege minder variabiliteit, wat de kracht van de analyse en conclusies verbetert. Bovendien biedt de combinatie van cardiale contractiliteitsmetingen met diermodellen van hartaandoeningen, waaronder die geïnduceerd door neurohumorale stimulatie of door drukoverbelasting zoals aortabanding, die bijvoorbeeld veranderde catecholamine / β-adrenerge niveaus1,2,3,4nabootst, een krachtige methode voor preklinische studies. Rekening houdend met het feit dat de kathetergebaseerde methode de meest gebruikte benadering blijft voor een diepgaande beoordeling van cardiale contractiliteit5, wilden we hier een verfijnde meting van de in vivo hartfunctie bij muizen presenteren door druk-volume lus (PVL) metingen tijdens β-adrenerge stimulatie op basis van eerdere ervaring, waaronder de evaluatie van specifieke parameters van deze aanpak6, 7.

Voor het bepalen van cardiale hemodynamische parameters zijn benaderingen beschikbaar die beeldvorming of kathetergebaseerde technieken omvatten. Beide opties gaan gepaard met voor- en nadelen die zorgvuldig moeten worden overwogen voor de respectieve wetenschappelijke vraag. Beeldvormingsbenaderingen omvatten echocardiografie en magnetische resonantie beeldvorming (MRI); beide zijn met succes gebruikt bij muizen. Echocardiografische metingen brengen hoge initiële kosten met zich mee van een sonde met hoge snelheid die nodig is voor de hoge hartslag van de muizen; het is een relatief eenvoudige niet-invasieve benadering, maar het is variabel onder operators die idealiter zouden moeten worden ervaren bij het herkennen en visualiseren van cardiale structuren. Bovendien kunnen er geen drukmetingen rechtstreeks worden uitgevoerd en worden berekeningen verkregen uit combinatie van groottegroottes en debietmetingen. Aan de andere kant heeft het als voordeel dat er meerdere metingen kunnen worden uitgevoerd op hetzelfde dier en de hartfunctie kan worden gemonitord, bijvoorbeeld tijdens ziekteprogressie. Met betrekking tot de volumemeting is de MRI de gouden standaardprocedure, maar net als bij echocardiografie zijn er geen directe drukmetingen mogelijk en kunnen alleen preload-afhankelijke parameters worden verkregen8. Beperkende factoren zijn ook de beschikbaarheid, analyse-inspanning en operationele kosten. Hier zijn kathetergebaseerde methoden om de hartfunctie te meten een goed alternatief dat bovendien de directe monitoring van de intracardiale druk en de bepaling van belastingsonafhankelijke contractiliteitsparameters zoals preload recrupuleerbaar beroertewerk (PRSW) mogelijk maakt9. Ventriculaire volumes gemeten door een drukgeleidingskatheter (door geleidbaarheidsbepaling) zijn echter kleiner dan die van de MRI, maar groepsverschillen worden in hetzelfde bereik gehouden10. Om betrouwbare volumewaarden te bepalen is de bijbehorende kalibratie vereist, wat een kritieke stap is tijdens de PVL-metingen. Het combineert ex vivo metingen van bloedgeleiding in volume-gekalibreerde cuvetten (omzetting van geleiding in volume) met de in vivo analyse voor de parallelle geleiding van het myocard tijdens de bolusinjectie van de hypertone zoutoplossing11,12. Daarnaast zijn de positionering van de katheter in de ventrikel en de juiste oriëntatie van de elektroden langs de lengteas van de ventrikel van cruciaal belang voor het detectievermogen van het omringende elektrische veld dat door hen wordt geproduceerd. Nog steeds met de kleinere grootte van het muizenhart is het mogelijk om artefacten te vermijden die worden geproduceerd door veranderingen in de intraventriculaire oriëntatie van de katheter, zelfs in verwijde ventrikels5,10, maar artefacten kunnen evolueren onder β-adrenerge stimulatie6,13. Naast de geleidingsmethoden leek de ontwikkeling van een op toelating gebaseerde methode de kalibratiestappen te vermijden, maar hier worden de volumewaarden nogal overschat14,15.

Aangezien de muis een van de belangrijkste preklinische modellen is in cardiovasculair onderzoek en de β-adrenerge reserve van het hart van centraal belang is in de hartfysiologie en pathologie, presenteren we hier een verfijnd protocol om de in vivo hartfunctie bij muizen te bepalen door PVL-metingen tijdens β-adrenerge stimulatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven werden goedgekeurd en uitgevoerd volgens de voorschriften van de Regionale Raad van Karlsruhe en de Universiteit van Heidelberg (AZ 35-9185.82/A-2/15, AZ 35-9185.82/A-18/15, AZ 35-9185.81/G131/15, AZ 35-9185.81/G121/17) in overeenstemming met de richtlijnen van Richtlijn 2010/63/EU van het Europees Parlement inzake de bescherming van dieren die voor wetenschappelijke doeleinden worden gebruikt. De gegevens in dit protocol zijn afgeleid van wilde type C57Bl6/N mannelijke muizen (17 ± 1,4 weken oud). Muizen werden gehouden onder gespecificeerde pathogeenvrije omstandigheden in de dierenfaciliteit (IBF) van de heidelbergse medische faculteit. Muizen werden gehuisvest in een licht-donkercyclus van 12 uur, met een relatieve vochtigheid tussen 56-60%, een 15-voudige luchtverversing per uur en een kamertemperatuur van 22 °C +/- 2 °C. Ze werden lang gehouden in conventionele kooien type II of type II, voorzien van dierlijk strooisel en tissuepapier als verrijking. Standaard geautoclaveerd voedsel en geautoclaveerd water waren beschikbaar om ad libitumte consumeren.

1. Bereiding van instrumenten en geneesmiddelenoplossingen

  1. Centraal veneuze katheter: Snijd de microbuis (0,6 mm buitendiameter) in ~20 cm lange katheterbuizen. Gebruik een tang om het ene uiteinde van de buis op de punt van een 23-gauge canule te trekken. Snijd het andere uiteinde van de slang diagonaal af om een scherpe punt te creëren die de dijbeenader kan doorboren.
  2. Endotracheale buis: Knip voor een intubatiebuis een 20-gauge venapunctuur-canule van 3 cm lang om de spuitbevestiging te verwijderen.
    1. Als de intubatiebuis niet perfect op de ventilatoraansluiting past, wikkelt u parafilm over het uiteinde van de buis waar het ventilatieapparaat is aangesloten. De verbinding moet stabiel zijn en afgedicht door de verdikking(figuur 1A). Verkort de metalen geleidepen van de 20-gauge venapunctuur-canule tot 2,7 cm en gebruik deze als intubatiehulpmiddel. Verfijnde benaderingen voor intubatie inclusief lichte vezels om visualisatie van de luchtpijp te vergemakkelijken, worden ook goed beschreven, bijvoorbeeld door Das en medewerkers16.
  3. Anesthetisch mengsel gebruikt voor intubatie: Meng 200 μL heparine (1000 IE/ml) met 50 μL van 0,9% NaCl en 750 μL van 2 mg/ml etomidate uit een product op basis van olie-in-water emulsie. Gebruik 7 μL/g lichaamsgewicht voor elke muis (0,1 mg/kg LG Buprenorfine 10 mg/kg LICHAAMSGEWICHT etomidate).
  4. Spierverslapper: Los 100 mg Pancuronium-bromide op in 100 ml van 0,9% NaCl. Gebruik 1,0 μL/g lichaamsgewicht (1 mg/kg LG) voor elke muis.
  5. Isoproterenol-oplossingen: Los 100 mg isoproterenol op in 100 ml van 0,9% NaCl (1 μg/μL). Bereid de volgende verdunningen (tabel 1) en breng ze over in een spuit van 1 ml.
    1. Om verdunning 1 te verkrijgen, verdunt u de bouillon 1:1.8. Om verdunning 2 te verkrijgen, verdunt u de bouillon 1:6. Om verdunning 3 te verkrijgen, verdun verdunning 1 tot 1:10. Verkrijg ten slotte verdunning 4 door een verdunning van verdunning 1:10 2.
  6. 15% Hypertone NaCl (w/v): Los 1,5 g van 0,9% NaCl op in 10 ml dubbel gedestilleerd H2O. Filtreer de oplossing met een poriespuitfilter van 0,45 μm.
  7. Bereiding van 12,5% albumine-oplossing (w/v): Los 1,25 g runderserumalbumine op in 10 ml van 0,9% NaCl. Incubeer de oplossing bij 37 °C gedurende 30 minuten. Koel af tot kamertemperatuur en filtreer de oplossing met een 0,45 μm poriespuitfilter.
  8. Voorbereiding van de opstelling: Schakel eerst de verwarmingsplaat in en stel deze in op 39-40 °C. Plaats een spuit gevuld met zoutoplossing op het verwarmingskussen en breng de pvl-katheter (pressure-volume loop) over in de spuit. Incubeer de katheter minstens 30 minuten voor gebruik voor stabilisatie. De opstelling die we gebruiken bestaat uit een 1,4-F drukgeleidingskatheter, een besturingseenheid en de bijbehorende software, en het is grafisch beschreven in figuur 1B en referenties van de provider staan vermeld in de tabel met materialen.

2. Anesthesie

  1. Injecteer buprenorfine (0,1 mg/kg LG intraperitoneaal) 30 min voor intubatie.
  2. Plaats de muis in een acrylglaskamer die is voorverzadigd met 2,5% isofluraan en voorverwarmd met een verwarmingskussen op de basis van de kamer.
  3. Zodra de muis slaapt (gebrek aan reflex), injecteert u het anestheticummengsel (7 ml/kg LICHAAMSGEWICHT) met 10 mg/kg etomidate en heparine (1.200 IE/kg LICHAAMSGEWICHT) intraperitoneaal.

3. Ventilatie

  1. Breng het dier 3-4 minuten na de anesthesie-injectie over naar het intubatieplatform (figuur 1C). De muis hangt aan de tanden met het dorsale zicht naar de operator gericht.
  2. Til de tong voorzichtig op met een tang. Om de glottis te identificeren, tilt u de onderkaak van de muis iets op met een tweede tang.
  3. Steek de endotracheale buis(figuur 1A)voorzichtig in de luchtpijp en verwijder de geleidestaaf.
  4. Breng het dier over op de verwarmingsplaat, plaats het op de rug en sluit de intubatiebuis aan op het gasmasker van het kleine dier.
  5. Pas de ademhalingsfrequentie aan op 53,5 x (lichaamsgewicht in grammen)-0,26 [min-1],zoals beschreven door anderen12, en getijdenvolumes om inspiratoire drukken te pieken van 11 ± 1 cmH2O. Stel een PEEP van 2 cmH2O.
  6. Bevestig de ledematen van de muis zorgvuldig op de verwarmingsplaat met plakstrips en breng oogzalf aan op beide ogen om uitdroging te voorkomen.
  7. Plaats een rectale temperatuurvoeler en houd de kerntemperatuur van het lichaam op 37 ± 0,2 °C.
  8. Installeer een 1-afleidings-ECG en controleer de hartslag online als indicator voor anesthesiediepte en stabiliteit.
  9. Bij afwezigheid van interdigitale reflexen, injecteer 1 mg/kg LG van de spierverslapper pancuronium-bromide intraperitoneaal. Dit voorkomt ademhalingsartefacten tijdens PVL-metingen.

4. Chirurgie

  1. Algemene aanbevelingen
    1. Ventileer tijdens de operatie met ~ 1,5-2% isofluraan verdampt met O2. De isofluraanconcentratie kan ook afhangen van variabelen zoals muizenstam, geslacht, leeftijd en gewicht van de dieren, maar deze moet individueel en experimenteel worden bepaald en de waarden hier zijn referentie voor de C57BL6 / N-muizenstam. Belangrijk is dat de ventilator is aangesloten op een afzuigsysteem om te voorkomen dat de operator isofluraan inademt.
    2. Gebruik een vergroting tussen 1,5-4x van de stereomicroscoop voor chirurgische ingrepen.
      OPMERKING: Raadpleeg de institutionele/lokale richtlijnen voor de voorbereiding van het dier op niet-overlevingsoperaties.
  2. Femorale cannulatie
    1. Spoel de achterpoot af met 70% ethanol, snijd het linker liesgebied in en leg de linker femurader bloot.
    2. Blaas de epigastrische slagader en ader met een cautery.
    3. Ligate de femorale ader met een hechting geplaatst distale naar de katheter toegang.
    4. Breng een hechting onder de dijbeenader en bereid een knoop schedel van punctie plaats. Prik de dijbeenader door met de voorbereide microbuis (zie stap 1.1) die is bevestigd aan een spuit van 1 ml.
    5. Bind de knoop vast om de buis in het vat te bevestigen.
    6. Ga vochtverlies tegen door de infusie van 0,9% NaCl aangevuld met 12,5% albumine bij een infusiesnelheid van 15 μL/min met een automatische spuitpomp. Houd bovendien blootgesteld weefsel vochtig met voorverwarmd 0,9% NaCl.
  3. Thoracotomie
    1. Spoel de thorax af met 70% ethanol.
    2. Snijd de huid net onder het xyfusproces en scheid de borstspieren botweg van de borstwand met een tang of een cautery.
    3. Til het xyfusproces op met een tang en snijd vervolgens door de borstwand die aan beide zijden zijdelings beweegt met een cautery totdat het diafragma van onderaf volledig zichtbaar is.
    4. Snijd het diafragma van onderaf in en stel de harttop bloot. Verwijder vervolgens voorzichtig het hartzakje met een tang.
    5. Voer een beperkte costotomie uit aan de linkerkant zoals eerder beschreven6.
    6. Passeer een hechting onder de inferieure cavalader om in latere stadia een voorspanningsreductie uit te voeren.
    7. Prik voorzichtig de harttop met een 25-gauge canule (maximaal 4 mm). Verwijder de canule en breng de PV-katheter in totdat alle elektroden zich in de ventrikel bevinden.
    8. Pas de positie van de katheter aan met zachte bewegingen en draaiingen totdat rechthoekige lussen zijn verkregen(figuur 2A).
    9. Houd altijd al het blootgestelde weefsel vochtig met voorverwarmd 0,9% NaCl.

5. Metingen

  1. Algemene aanbevelingen
    1. Ventileer tijdens metingen met ~1,5-2% isofluraan verdampt met 100% O2.
    2. Voer 2 nulmetingen en 2 vena cava occlusies uit bij elke stap van het dosisresponsprotocol.
      OPMERKING: Het is belangrijk dat na de eerste en tweede vena cava occlusie zowel de druk- als de volumewaarden terugkeren naar steady-state waarden zoals vóór de eerste occlusie. Deze observatie is nodig om een verschuiving in de katheterpositie te herkennen als gevolg van seriële verminderingen van het intraventriculaire volume. Als een verschuiving in de katheterpositie het geval zou zijn, zouden vooral volumewaarden worden verschoven.
  2. Voer een online analyse uit van parameters (hartslag, slagvolume, dP/dtmax)en wacht tot de steady-state hartfunctie is verkregen. Voor het verwachte parameterbereik met de hier gebruikte instelling in C57Bl6/N-muizen raadpleegt u de gepubliceerde resultaten6.
  3. Stop het beademingsapparaat op eind-expiratoire positie en noteer basislijnparameters. Verminder na 3 tot 5 seconden de cardiale voorbelasting door de hechtdraad onder de inferieure cavalader met een tang op te tillen om preload onafhankelijke parameters te verkrijgen(figuur 2B). Zet de ventilator aan. Wacht ten minste 30 seconden op de tweede occlusie totdat de hemodynamische parameters zijn gestabiliseerd.
  4. Na het verkrijgen van de metingen onder basale omstandigheden gaat u over tot de dosis-respons van isoproterenol door over te schakelen naar de bereide spuiten. Hier blijft de infusiesnelheid ongewijzigd om aanpassingen van de cardiale voorspanning te voorkomen. Zorg ervoor dat u geen luchtbellen infundeert bij het vervangen van de spuit.
    1. Wacht ten minste 2 minuten totdat een nieuwe steady-state hartfunctie is verkregen en stop het beademingsapparaat opnieuw op eind-expiratoire positie en noteer basislijnparameters. Verminder na 3 tot 5 seconden de cardiale voorspanning door de hechtdraad onder de inferieure cavalader op te tillen om preload onafhankelijke parameters te verkrijgen.
    2. Wacht minstens 30 seconden op de tweede occlusie. Schakel daarna over op de bereide spuit met de volgende isoproterenolconcentratie en herhaal de registraties van baseline- en preload-onafhankelijke parameters.
      OPMERKING: Artefacten zoals de end-systolische druk-spike (ESPS, Figuur 2C) kunnen optreden tijdens de verhoging van de dosering van isoproterenol, die het gevolg is van katheterbeknelling. Artefacten die optreden vóór het begin van basale parameters kunnen eenvoudig worden gecorrigeerd door de katheter opnieuw te positioneren.

6. Kalibratie

OPMERKING: Kalibratieprocedures kunnen variëren afhankelijk van het gebruikte PVL-systeem.

  1. Kalibratie met parallelle geleiding
    1. Sluit een spuit met een 15% NaCl-oplossing aan op de heupcanule na de laatste meting van de dosis-respons van isoproterenol. Infundeer voorzichtig 5 μL van de hypertone oplossing die in de buis achterblijft totdat PVL iets naar rechts verschuift tijdens online visualisatie. Wacht dan tot de lussen weer stabiel zijn.
    2. Stop het gasmasker bij de eindbeginning en injecteer één bolus van 10 μL van 15% NaCl binnen 2 tot 3 seconden. Controleer of PVL grotendeels verbreden en naar rechts worden verschoven tijdens online visualisatie.
  2. Geleiding-naar-volume kalibratie
    1. Wacht 5 minuten, niet minder, zodat de hypertone zoutoplossing bolus volledig wordt verdund. Verwijder daarna de katheter en zuig ten minste 600 μL bloed uit de linker ventrikel van het kloppende hart met behulp van een spuit van 1 ml en een canule van 21 gauge. Op dit moment wordt het dier geëuthanaseerd onder diepe anesthesie en analgesie door massale bloedingen, door de beademing te stoppen en het hart te verwijderen.
    2. Breng het bloed over in het voorverwarmde (in een waterbad bij 37 °C) kalibratiecuvet met cilinders met een bekend volume. Plaats de PV-katheter centraal in elke cilinder en noteer de geleiding. Door voor elk dier een standaardcurve te berekenen, kunnen de geleidingseenheden worden omgezet in absolute volumewaarden.

7. Analyse

  1. Na succesvolle PVL-metingen onder basale omstandigheden en isoproterenolstimulatie, visualiseer, digitaliseer, bereken en extraheer parameters die kenmerkend zijn voor de hartfunctie (zoals PRSW, dP / dt, einddiastolische druk en volume, eind-systolische druk en volume, relaxatieconstante Tau, onder andere) met behulp van een geschikte PVL-analysesoftware. Verdere statistische analyse en grafische weergaven kunnen worden uitgevoerd met standaard analysesoftware.
  2. Analyse van preload onafhankelijke parameters
    OPMERKING: Voor deze stap is het cruciaal om de procedure te standaardiseren.
    1. Selecteer de eerste 5-6 PVL's met afnemende voorspanning gedurende alle metingen voor de analyse van preload onafhankelijke parameters(Figuur 2D). Een constant aantal PVL's geselecteerd voor analyse tijdens preloadreductie zal de variabiliteit tussen metingen van de verkregen parameters verminderen.
    2. Bereken de gemiddelde waarde van de twee metingen bij elke stap van het protocol.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De drukvolumelusmeting (PVL) is een krachtig hulpmiddel om de cardiale farmacodynamiek van geneesmiddelen te analyseren en het hartfenotype van genetisch gemodificeerde muismodellen onder normale en pathologische omstandigheden te onderzoeken. Het protocol maakt de beoordeling van cardiale β-adrenerge reserve in het volwassen muismodel mogelijk. Hier beschrijven we een open-thoraxmethode onder isofluraan-anesthesie in combinatie met buprenorfine (pijnstillend) en pancuronium (spierverslapper), die zich richt op de cardia...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Hier bieden we een protocol om de in vivo hartfunctie bij muizen te analyseren onder toenemende β-adrenerge stimulatie. De procedure kan worden gebruikt om zowel de uitgangsparameters van de hartfunctie als de adrenerge reserve (bijv. Inotropie en chronotropie) bij genetisch gemodificeerde muizen of bij interventies aan te pakken. Het meest prominente voordeel van druk-volume lus (PVL) metingen in vergelijking met andere middelen om de hartfunctie te bepalen, is de analyse van de intrinsieke, belastingsonafhankelijke har...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Er hoeft geen belangenconflict te worden aangegeven.

Dankbetuigingen

We zijn Manuela Ritzal, Hans-Peter Gensheimer, Christin Richter en het team van de Interfakultäre Biomedizinische Forschungseinrichtung (IBF) van de Universiteit van Heidelberg dankbaar voor deskundige technische assistentie.

Dit werk werd ondersteund door het DZHK (Duits Centrum voor Cardiovasculair Onderzoek), het BMBF (Duitse Ministerie van Onderwijs en Onderzoek), een Innovatiefonds van de deelstaat Baden-Württemberg en de Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) Project-ID 239283807 - TRR 152, FOR 2289 en het Collaborative Research Center (SFB) 1118.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1.4F SPR-839 catheterMillar Instruments, USA840-8111
1 ml syringesBeckton Dickinson, USAREF303172
Bio AmplifierADInstruments, USAFE231
Bridge-AmplifierADInstruments, USAFE221
Bovine Serum AlbuminRoth, Germany8076.2
Buprenorphine hydrochlorideBayer, Germany4007221026402
Calibration cuvetteMillar, USA910-1049
Differential pressure transducer MPXHugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, GermanyType 39912
Dumont Forceps #5/45Fine Science tools Inc.11251-35
Dumont Forceps #7BFine Science tools Inc.11270-20
Graefe ForcepsFine Science tools Inc.11051-10
GraphPad PrismGraphPad SoftwareVer. 8.3.0
EcoLab-PE-MicotubeSmiths, USA004/310/168-1
Etomidate LipuroBraun, Germany2064006
ExcelMicrosoft
HeparinRatiopharm, GermanyR26881
Hot plate and control unitLabotec, GermanyHot Plate 062
IsofluranBaxter, GermanyHDG9623
Isofluran VaporizerAbbotVapor 19.3
IsoprenalinhydrochlorideSigma-Aldrich, USAI5627
Fine Bore Polythene tubing 0.61 mm OD, 0.28 mm IDSmiths Medical International Ltd, UKRef. 800/100/100
MiniVent ventilator for miceHugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, GermanyType 845
MPVS Ultra PVL SystemMillar Instruments, USA
NaClAppliChem, GermanyA3597
NaCl 0.9% isotonicBraun, Germany2350748
Pancuronium-bromideSigma-Aldrich, USABCBQ8230V
Perfusor 11 PlusHarvard ApparatusNr. 70-2209
Powerlab 4/35 control unitADInstruments, USAPL3504
Rechargeable cautery-SetFaromed, Germany09-605
ScissorsFine Science tools Inc.140094-11
Software LabChart 7 ProADInstruments, USALabChart 7.3 Pro
Standard mouse foodLASvendi GmbH, GermanyRod18
Stereo microscopeZeiss, GermanyStemi 508
Surgical suture 8/0Suprama, GermanyCh.B.03120X
Venipuncture-cannula Venflon Pro Safty 20-gaugeBeckton Dickinson, USA393224
Vessel Cannulation ForcepsFine Science tools Inc.00574-11
Water bathThermo Fisher Scientific, USA
Syringe filter (Filtropur S 0.45)Sarstedt, GermanyRef. 83.1826

Referenties

  1. Bacmeister, L., et al. Inflammation and fibrosis in murine models of heart failure. Basic Research in Cardiology. 114 (3), 19(2019).
  2. Hartupee, J., Mann, D. L. Neurohormonal activation in heart failure with reduced ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (1), 30-38 (2017).
  3. Hasenfuss, G. Animal models of human cardiovascular disease, heart failure and hypertrophy. Cardiovascular Research. 39 (1), 60-76 (1998).
  4. Lefkowitz, R. J., Rockman, H. A., Koch, W. J. Catecholamines, cardiac beta-adrenergic receptors, and heart failure. Circulation. 101 (14), 1634-1637 (2000).
  5. Cingolani, O. H. K. Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301, 2198-2206 (2011).
  6. Bacmeister, L., et al. Assessment of PEEP-Ventilation and the Time Point of Parallel-Conductance Determination for Pressure-Volume Analysis Under beta-Adrenergic Stimulation in Mice. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 36(2019).
  7. Segin, S., et al. Cardiomyocyte-Specific Deletion of Orai1 Reveals Its Protective Role in Angiotensin-II-Induced Pathological Cardiac Remodeling. Cells. 9 (5), (2020).
  8. Clark, J. E., Marber, M. S. Advancements in pressure-volume catheter technology - stress remodelling after infarction. Experimental Physiology. 98 (3), 614-621 (2013).
  9. Glower, D. D., et al. Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work. Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).
  10. Winter, E. M., et al. Left ventricular function in the post-infarct failing mouse heart by magnetic resonance imaging and conductance catheter: a comparative analysis. Acta Physiologica. 194 (2), 111-122 (2008).
  11. Krenz, M. Conductance, admittance, and hypertonic saline: should we take ventricular volume measurements with a grain of salt. Journal of Applied Physiology. 107 (6), 1683-1684 (2009).
  12. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).
  13. Wei, A. E., Maslov, M. Y., Pezone, M. J., Edelman, E. R., Lovich, M. A. Use of pressure-volume conductance catheters in real-time cardiovascular experimentation. Heart, Lung and Circulation. 23 (11), 1059-1069 (2014).
  14. van Hout, G. P., et al. Admittance-based Pressure-Volume Loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287(2014).
  15. Wei, C. L., Shih, M. H. Calibration Capacity of the Conductance-to-Volume Conversion Equations for the Mouse Conductance Catheter Measurement System. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (6), 1627-1634 (2009).
  16. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).
  17. Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavior Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
  18. Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure. Journal of Clinical Investigation. 58 (3), 751-760 (1976).
  19. Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavioral Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
  20. Jacoby, C., et al. Direct comparison of magnetic resonance imaging and conductance microcatheter in the evaluation of left ventricular function in mice. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 87-95 (2006).
  21. Georgakopoulos, D., Kass, D. A. Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), 443-450 (2000).
  22. Calligaris, S. D., Ricca, M., Conget, P. Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50050(2013).
  23. Abraham, D., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e52942(2015).
  24. Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume. Conference proceedings - IEEE engineering in medicine and biology society. 2010, 3556-3558 (2010).
  25. Nielsen, J. M., et al. Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (1), 534-540 (2007).
  26. Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810(2016).
  27. Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiological Genomics. 42 (2), 103-113 (2010).
  28. Oosterlinck, W., Vanderper, A., Flameng, W., Herijgers, P. Glucose tolerance and left ventricular pressure-volume relationships in frequently used mouse strains. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 281312(2011).
  29. Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (5), 1829-1837 (2002).
  30. Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Hartfunctieb ta adrenerge stimulatieisoproterenol infusiemuishartmodelopen borstbenaderingventilatieondersteuningpreload reductiecardiale contractiliteithemodynamische parameters
Cardiale respons op β-adrenerge stimulatie bepaald door druk-volume lusanalyse
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.