Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Positron Emissie Tomography Imaging voor In Vivo Meten van Myeline Inhoud in de Lysolecithine Rat Model van Multiple Sclerose

4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62094

⸱

28 februari 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Nuclear Medicine (LIM-43), Departamento de Radiologia e Oncologia, Faculdade de Medicina, Universidade de Sao Paulo, 2Nuclear Medicine Division, Hospital Sirio-Libanes

In dit artikel

Erratum-melding

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Samenvatting

Dit protocol heeft tot doel in vivo myelineveranderingen (demyelinatie en remyelinatie) te monitoren door positronemissietomografie (PET) beeldvorming in een diermodel van multiple sclerose.

Samenvatting

Multiple sclerose (MS) is een neuro-inflammatoire ziekte met uitdijende axonale en neuronale degeneratie en demyelinatie in het centrale zenuwstelsel, wat leidt tot motorische disfuncties, psychische beperkingen en cognitieve stoornissen tijdens ms-progressie. Positronemissietomografie (PET) is een beeldvormingstechniek die in vivo cellulaire en moleculaire veranderingen kan kwantificeren.

Radiotracers met affiniteit met intacte myeline kunnen worden gebruikt voor in vivo beeldvorming van myeline-inhoudsveranderingen in de loop van de tijd. Het is mogelijk om een toename of afname van het myelinegehalte te detecteren, wat betekent dat deze beeldvormingstechniek demyelinatie- en remyelinatieprocessen van het centrale zenuwstelsel kan detecteren. In dit protocol laten we zien hoe we PET-beeldvorming kunnen gebruiken om myelineveranderingen in het lysolecithine-ratmodel te detecteren, een model van focale demyelinatielaesie (geïnduceerd door stereotactische injectie) (d.w.z. een model van multiple scleroseziekte). 11 jaar C-PIB PET-beeldvorming werd uitgevoerd bij aanvang en 1 week en 4 weken na stereotaxische injectie van lysolecithine 1% in het rechter striatum (4 μL) en corpus callosum (3 μL) van de rattenhersenen, waardoor kwantificering van focale demyelinatie (injectieplaats na 1 week) en het remyelinatieproces (injectieplaats na 4 weken) mogelijk werd.

Myeline PET-beeldvorming is een interessant hulpmiddel voor het monitoren van in vivo veranderingen in het myelinegehalte, wat nuttig kan zijn voor het monitoren van demyelinerende ziekteprogressie en therapeutische respons.

Inleiding

Multiple sclerose (MS) is een neuro-inflammatoire ziekte die het centrale zenuwstelsel aantast, gekenmerkt door ontsteking, demyelinatie en axonaal verlies1. De prognose van deze ziekte is variabel, zelfs met vooruitgang in de behandeling, en het is een van de meest voorkomende oorzaken van neurologische tekorten bij jongeren1. De diagnose van MS is gebaseerd op de criteria van klinische manifestatie en visualisatie van karakteristieke laesies door magnetische resonantie beeldvorming (MRI)2,3.

Positronemissietomografie (PET) kan een nuttig hulpmiddel zijn voor in vivo monitoring van MS-progressie en therapeutische effecten. De Pittsburgh compound B radiotracer (PIB) gelabeld met koolstof-11 (11C-PIB) wordt veel gebruikt om β-amyloïde plaques te kwantificeren; in het afgelopen decennium is het echter bestudeerd om het myelinegehalte te kwantificeren en dynamische demyelinatie en remyelinatie4,5,6te tonen .

Verschillende amyloïde PET-tracers(11C-PIB, 18F-florbetaben,18F-florbetapir, 18F-flutemetamol) kunnen worden gebruikt om myeline te kwantificeren en belangrijke informatie te verstrekken over ziekteprogressie en therapeutische respons, waardoor demyelinatie- en remyelinatieprocessen kunnen worden geïdentificeerd, zonder de interferentie van neuro-inflammatie, die kan optreden bij conventionele magnetische resonantiebeelden (MRI)7. Amyloïde PET-beeldvorming vertoonde een verminderde traceropname bij actieve MS-patiënten in vergelijking met niet-actieve patiënten, wat kon worden verklaard door vroege schade aan witte stof bij de actieve patiënten8. Lagere amyloïde traceropname werd ook geassocieerd met cognitieve achteruitgang in een vervolgstudie, waaruit bleek dat deze techniek een waardevol hulpmiddel was voor het bestuderen van de pathofysiologie van de ziekte en klinische resultaten9.

Het lysolecithine (LPC) rattenmodel is een chemisch geïnduceerd model van multiple sclerose, waarbij het geïnjecteerde toxine, LPC, een hoge respons van macrofagen induceert die resulteert in verhoogde ontsteking en bijgevolg demyelinatie10,11. De demyelinatie wordt snel omgekeerd, in ongeveer 4 weken, waardoor dit een goed model is voor het evalueren van demyelinatie- en remyelinatieprocessen bij knaagdieren. Dit model is al geëvalueerd met behulp van PET-beeldvorming, met goede resultaten en correlatie met postmortale essays12.

Hier presenteren we het protocol voor myeline PET-beeldvorming met 11C-PIB in het lysolecithine ratmodel, waaruit blijkt dat deze beeldvormingstechniek een nuttig hulpmiddel is voor in vivo meting van het myelinegehalte.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de Nationale Raad voor de bestrijding van dierproeven (CONCEA, Brazilië) en werden goedgekeurd door de Ethische Commissie voor Dieronderzoek van de Medische School van de Universiteit van Sao Paulo (CEUA-FMUSP, Brazilië - protocolnummer: 25/15).

OPMERKING: In dit protocol laten we zien hoe u een lysolecithine ratmodel van multiple sclerose induceert en hoe u de myeline PET-afbeeldingen verkrijgen en analyseren.

1. Lysolecithine oplossing voorbereiding

  1. Weeg lysolecithine (L-α-Lysophosphatidylcholine uit eigeel) op analytische schaal met behulp van een conische plastic buis (1,5 ml).
  2. Voeg steriele zoutoplossing toe aan de buis om 1% oplossing te maken (bijvoorbeeld: weeg 1 mg lysolecithine en los deze op met 100 μL zoutoplossing) en los de lysolecithine op door de buis te schudden (van links naar rechts schudden en niet van boven naar beneden draaien).
  3. Bereid de oplossing voor vlak voor het starten van de inductie van het diermodel (voorraad de uiteindelijke kant-en-klare oplossing niet op).

2. Lysolecithine rat model - Stereotaxic chirurgie

  1. Gebruik mannelijke Wistar ratten met een gewicht tussen 220 - 270 g. Gebruik handschoenen en masker tijdens alle procedures.
  2. Induceer anesthesie met 5% isofluraan gemengd in 100% O2 (1 L/min) met behulp van een inductiebox. Controleer of het dier verdoofd is door de afwezigheid van beweging te observeren (alleen de ademhaling moet worden geobserveerd).
  3. Plaats het dier in stereotaxic-apparaten op een verwarmingskussen. Bevestig de neus en oren van het dier aan de apparatuur.
    OPMERKING: Details over het uitvoeren van stereotaxische chirurgie zijn te vinden in jove science education database. Neurowetenschappen. Knaagdier Stereotaxic Chirurgie. JoVE, Cambridge, ma, 2021.
    1. Controleer de anesthesie voor de hele procedure (inclusief chirurgie en beeldverwerving). Om de isofluraanconcentratie aan te passen, observeert u de ademhalingssnelheid van het dier. Een snelle ademhaling vereist een hogere concentratie en een trage ademhaling vereist een lagere verdovingsconcentratie.
  4. Injecteer het pijnstillende (ketoprofen - 5 mg/kg) subcutaan (verdun de medicatie tot 1 ml zoutoplossing, dit zal helpen om het dier te hydrateren).
  5. Doe oogcrème in de ogen van het dier om te beschermen tegen uitdroging.
  6. Gebruik een chloorhexidineoplossing van 0,5% om het incisiegebied schoon te maken.
  7. Injecteer 100 μL lidocaïnehydrochloride 2% subcutaan in het gebied van incisie.
  8. Scheer het schedelgebied.
  9. Gebruik steriele instrumenten voor deze procedure.
  10. Maak met behulp van een scalpel een incisie van ongeveer 2 cm in de huid over de schedel.
  11. Leg de schedel bloot met Bulldog klemmen.
  12. Gebruik een wattenstaafje om het schedelgebied schoon te maken met 1% waterstofperoxidase.
  13. Lokaliseer en markeer de bregma (een stereotaxic rattenhersenatlas kan helpen om de Bregma teidentificen).
  14. Plaats de Hamilton spuit (μL neuros spuiten) op de bregma.
  15. Gebruik de bregma en een stereotaxic atlas als referentie, plaats de Hamilton spuit op de volgende coördinaten: Antero-posterior: -0,30 mm, latero-lateraal: -3,0 mm, en ventral totdat het schedelbot raakt, en markeer de schedel en noteer de coördinaten oriëntatie op papier.
  16. Boor de schedel op de gemarkeerde coördinaat. Wees voorzichtig met dura mater (het beschadigen van dura mater kan veel bloedingen veroorzaken).
  17. Vul de Hamilton spuit met 7 μL lysolecithine oplossing (1% in zoutoplossing). Een groter volume kan in de spuit worden geplaatst, maar er wordt slechts 7 μL geïnjecteerd (haal de bellen uit de spuit om het volume correct te meten).
  18. Plaats de Hamilton-spuit op de vorige coördinaten om de injectie met het geneesmiddel te starten (in totaal 7 μL in 3 verschillende ventrale stereotactische coördinaten). Gezien de eerder genoteerde coördinaten, verlaagt u de Hamilton-spuit tot ventrale coördinaat -5,0 mm.
  19. Injecteer heel langzaam 2 μL lysolecithineoplossing (1 μL/10 min). Wacht 3 minuten.
  20. Neem de naald tot de volgende ventrale stereotaxic coördinaat (-4,2 mm) en injecteer langzaam 2μL lysolecithineoplossing (1 μL/10 min). Wacht 3 minuten.
  21. Injecteer de derde ventrale coördinaat -3,0 mm (3 μL lysolecithineoplossing - 1 μL/10 min).
  22. Wacht 5 minuten en haal dan de Hamilton spuit uit de hersenen.
  23. Hecht de huid.
  24. Haal het dier uit het stereotactische apparaat en laat het dier ontwaken.
  25. Breng het dier terug naar de huiskooi, houd het dier alleen en onder toezicht om te controleren op tekenen van ongemak.
  26. Injecteer subcutaan pijnstillend (ketoprofen - 5 mg/kg) verdund in zoutoplossing, na 24 uur en 48 uur na de operatie.

3. PET-acquisitie

  1. Neem 7 tot 20 MBq van 11C-PIB radioactiviteit in een spuit (1 ml is het maximale volume dat is toegestaan voor intraveneuze injectie bij ratten).
  2. Verdoof het dier met 5% isofluraan gemengd in 100% O2 (1 L/min) met behulp van de inductiebox.
  3. Injecteer 11C-PIB (radioactiviteit gedefinieerd in punt 4.1 hierboven) in de penisader of staartader van de rat (beide toedieningsplaatsen zijn prima, de beslissing is een persoonlijke keuze. We raden alleen aan om geen retro-orbitale injectie te gebruiken, omdat de locatie te dicht bij het interessegebied (de hersenen) ligt en de beeldkwaliteit kan aantasten.
    OPMERKING: Beeldverwerving van het basispunt wordt uitgevoerd vóór stereotaxic-injectie en de andere 2 tijdpunten op 1 week en 4 weken na de operatie.
  4. Verwijder het dier uit de anesthesie om het dier te laten ontwaken (laat het dier op een warm kussen staan totdat het volledig wakker is).
  5. Breng het dier terug naar de huiskooi.
  6. Wacht 30 minuten voor de volgende stap.
  7. Verdoof de ratten met 5% isofluraan gemengd in 100% O2 (1 L/min) met behulp van een inductiebox.
  8. Open PET-scannersoftware.
  9. Selecteer Scannen > Huisdierklaar.
  10. Volledige hoofdonderzoekergegevens, studie-ID, serie-ID, dier-ID, diergewicht (g) en aanvullende notities. Selecteer Volgende.
    OPMERKING: Gebruik punt (.) voor decimaal getal in het gewicht van het dier.
  11. Bewerk het ROI-gebied voor scannen (meestal tussen 3 en 8). Dit is het gebied dat in de afbeelding wordt opgenomen (gebieden tussen de nummers 3 en 8 van de bedhoes worden in de uiteindelijke afbeelding weergegeven).
  12. Plaats de verdoofde rat op een standaard rattenbed van de PET-scanner en zet de anesthesie aan (3% isofluraan in 100% O2 is een goed begin, en dan moet de anesthesiesnelheid indien nodig worden aangepast). Om de anesthesie aan te passen, controleert u de bewakingsgegevens van de scannersoftware om te controleren of het dier in een constant en langzaam ritme ademt.
    OPMERKING: Schakel de vacuümpomp in die aan het actieve koolfilter is gekoppeld om het teveel aan isofluraangas op te zamelen (als de pomp beschikbaar is).
  13. Breng oogcrème aan om de ogen van het dier te beschermen.
  14. Duw het dierenbed in de PET-scanner.
  15. Volledige activiteitsdetails, activiteitskalibratietijd, isotoop (C-11) en scanduur (20 minuten). Selecteer Scan starten.
    OPMERKING: Er verschijnt een bericht over een bewegend bed voor huisdieren en het dierenbed beweegt in de apparatuur en stopt bij de eerder geselecteerde ROI-positie. Het tijdstip van acquisitie begint af te tellen en het aantal tellingen per seconde wordt weergegeven (CPS).
  16. Navigeer in de scannersoftware naar het tabblad Monitor aan de linkerkant van het scherm en vink Drempelwaarde wijzigen in wijziging van ademhalingsparameters (BPM) aan.
    OPMERKING: Er verschijnt een venster, compleet met drempelparameter (500). Selecteer OK.
  17. Navigeer naar 0% POWER om temperatuurparameters te wijzigen om het dier tijdens het scannen te verwarmen. Er verschijnt een venster; vul de parameter (80 - 100) in. Selecteer OK.
    OPMERKING: Kies tussen 80 en 100% vermogen op basis van kamertemperatuuromstandigheden (hoe meer vermogen, hoe warmer het wordt).
  18. Navigeer terug naar het tabblad SCAN.
  19. Navigeer naar het configuratiegereedschap (tandwielpictogram) en voltooi de injectietijd, resterende activiteit, kalibratietijd resterende activiteit. Selecteer Opslaan.
    OPMERKING: Er verschijnt een venster 'Weet u zeker dat u de metagegevens van het protocol wilt wijzigen?' > JA
  20. Navigeer terug naar het tabblad Monitor (controleer de ademhalingsparameters van het dier en verhoog of verlaag indien nodig de isofluraanconcentratie - meestal is 3% in 100% O2 voldoende).
  21. Wanneer de pet-acquisitie is voltooid, verschijnt het bericht Pet Ready op het tabblad Scannen, raadpleegt u Het pictogram Pijl uit (links van het configuratiegereedschap) om het dierenbed te verplaatsen.
  22. Verwijder het dier uit de anesthesie en laat ontwaken op een warm kussen.
  23. Als u de afbeelding wiltreconstrueren, gaat u naar het tabblad Reconstrueren.
  24. Controleer het pluspictogram linksonder in het scherm en selecteer het studiebestand dat wordt gereconstrueerd. Selecteer Volgende.
  25. Navigeer naar het hulpprogramma Energieresolutie. Er verschijnt een venster. Configureer de energiepiek (keV) op de apparatuurparameter (op basis van maandelijkse kwaliteitscontrole). Selecteer Sluiten.
    OPMERKING: De energiepiek kan elke maand veranderen bij het uitvoeren van maandelijkse kalibratie van apparatuur.
  26. Houd alle andere parameters als standaard (isometrische voxelgrootte: 400 mm; aantal iteraties: 30; Energieresolutie: 30%; Sla alleen de laatste iteratie op; schakel het selectievakje Binaire gegevens behouden uit) .
  27. Vink Toevoegen aan.
    OPMERKING: Er verschijnt een venster "De reconstructie is toegevoegd aan de wachtrij en wordt gestart zodra de andere zijn voltooid". Selecteer OK. Er wordt een bestand weergegeven in de reconstructielijst op het tabblad Reconstrueren en de status wordt weergegeven als wachtend of % (voortgang) of voltooid.

4. Beeldanalyse

OPMERKING: Voer beeldanalyse uit met behulp van speciale software voor beeldanalyse. In het huidige protocol maakt de demonstratie gebruik van een specifiek softwareprogramma, maar als het niet beschikbaar is, kunnen andere opties worden gebruikt.

  1. Open PMOD > Fuseer het.
  2. Navigeer naar het tabblad Overeenkomen boven aan het scherm.
  3. Open het menu Invoer laden in het rechter midden van het scherm en selecteer Autodetect-bestanden, selecteer PET-bestand (DICOM, Interfile of NifTI), voeg toe aan geselecteerd, klik met Bewerkingen, Heroriënteer naar standaardoriëntatie, klik op Laden en sluiten.
  4. Controleer of de diersoort correct is aan de onderkant van het scherm (RAT).
  5. Schakel het selectievakje Bijsnijden rechtsonder in het scherm in.
  6. Pas de gele doosgrootte in de PET-afbeelding aan om de hele hersenen te nemen.
  7. Klik op de knop Stijf rechts van het scherm. Klik in het bevestigingsvenster op Ja.
  8. Klik op het hersengereedschap in het rechter midden van het scherm om Referentieatlas te openen. Selecteer Px Rat (W.Schiffer) - T2.
  9. Selecteer Resultaten afstemmen op het tabblad rechtsboven (tabblad Verwerkingsfase selecteren).
  10. Klik op Gegevens relikwie (4e tabblad rechtsboven).
  11. Lijn de PET-afbeelding uit met de referentiesjabloon met behulp van het gereedschap Roteren (wit pictogram in het midden van de PET-afbeelding). Controleer de uitlijning op 3 anatomische vlakken.
  12. Sla het co-registratiebestand op (rechtermenu van het scherm).
  13. Selecteer uitvoerformaat (DICOMor NifTI), map en bestandsvoorvoegsel. Klik op Opslaan.
    OPMERKING: Als co-geregistreerde uitvoer wordt opgeslagen als NifTi, gaat de headerafbeeldingsinformatie verloren.
  14. Klik op het vois-menu onder aan het scherm.
  15. Navigeer naar sjabloon > Atlas onder aan het scherm (onder het VOIs-venster).
  16. Selecteer Px Rat(W.Schiffer) in het vervolgkeuzemenu.
    OPMERKING: Als u alleen specifieke VOIs moet analyseren, u alleen de interessegebieden van de hersenen selecteren. Als je alle hersengebieden van de hersenatlas wilt, is er geen actie nodig.
  17. Klik onder aan het scherm op Overzicht.
    OPMERKING: VOIs van hersengebieden worden weergegeven in het VOIs-venster.
  18. Teken de VOI handmatig in de laesieplaats en het contralaterale hersenhelftgebied (respectievelijk11C-PIB lage opnamegebied en contralaterale hersenhelft).
  19. Klik in het gebied van PET-afbeelding met 11C-PIB lage opname.
  20. Selecteer Nieuwe VOI > OK.
    OPMERKING: Er verschijnt een spreadsheet
  21. Navigeer naar het SPHERE-pictogram in het middelste deel van het scherm (links van het VOIs-venster)
    OPMERKING: Er verschijnt een spreadsheet.
  22. Kies de VOI-naam: laesie en selecteer Toepassen.
    OPMERKING: Er verschijnt een bol in de mede-geregistreerde afbeelding.
  23. Lijn de bol in het laesiegebied uit en pas de VOI aan voor alle anatomische vlakken.
  24. Klik op Sluiten (onder in het werkblad).
  25. Selecteer de laesie VOI (in de lijst MET VOIs).
  26. Navigeer naar het pictogram VOOR VOI-mirroringbewerkingen (rechtsboven in het VOIs-venster) en selecteer Klonen en spiegel links/rechts.
  27. Navigeer naar Geselecteerde VOI-statistieken berekenen boven aan het lijstvenster van VOIs. Navigeer naar Het pictogram Statistieken selecteren dat moet worden berekend om de uitvoergegevens te kiezen (aan de rechterkant van het VOI-statistiekenpictogram). Meestal voor myeline inhoudscontrole Statistieken voor groep VOIs, Gemiddelde, SD, Min, Max).
    OPMERKING: Er verschijnt een spreadsheet. De standaardinstelling Data Unit is kBq/cc. Aan de linkerkant van de spreadsheet (VOI-statistieken) u de gegevenseenheid controleren als SUV (Gestandaardiseerde opnamewaarde). Als u de gegevens over radiotracerbeheer en beeldverwerving correct hebt ingevuld in de scannersoftware, zoals eerder beschreven, worden de SUV-gegevens automatisch berekend door PMOD-software, zo niet, dan u de details bewerken.
  28. Navigeer naar Kopiëren met de nummernotatie van de systeeminstelling.
    OPMERKING: Controleer of alle statistieken zijn geselecteerd om als uitvoer te kopiëren (Pictogram Controleren rechtsboven in het scherm). De gegevens die worden gekopieerd, zijn afhankelijk van de geselecteerde gegevenseenheid.
  29. Plak de uitvoergegevens in een notitieblok of spreadsheet.
    OPMERKING: Wees voorzichtig met software-instellingen voor punt- en kommasymbolen tussen getallen. Dit kan verschillen tussen taalconfiguraties.
  30. Sla het bestand op met studienaam en details.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Figuur 1 toont illustratieve 11C-PIB PET-afbeeldingen met myelineveranderingen in de loop van de tijd. In de nulmeting zijn geen verschillen te zien in het myelinegehalte (d.w.z. er is geen demyelinatie aanwezig). In de 1-weekse tijdpuntafbeelding is het mogelijk om de focale gedemyelineerde laesie (in de rechterhersenhelft) te zien, zoals aangegeven door de witte pijl. Beelden worden gepresenteerd in de 3 anatomische vlakken (coronaal, axiaal en sagittaal) en het is mogelijk om d...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het grootste voordeel van het gebruik van het lysolecithinemodel om multiple sclerose te bestuderen, is de snelle tijdlijn voor demyelinatie (ongeveer 1 week) en remyelinatie (ongeveer 4 weken) om14te voorkomen. Dit model kan ook worden geïnduceerd bij muizen15,maar inductie bij ratten is voordeliger voor in vivo PET-beeldvorming vanwege de grotere grootte van de rattenhersenen in vergelijking met muizen.

De eerste stap van het inductiem...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Dankbetuigingen

β-cube equipment (Molecubes NV, België) werd ondersteund door de São Paulo Research Foundation, FAPESP - Brazilië (#2018/15167-1). LES heeft een phd-studiebeurs van FAPESP - Brazilië (#2019/15654-2).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Analytical BalanceMarteAUWZZODmax: 220 g- min: 1 mg
Anestesia vaporizerNanitech15800
Beta-cubeMolecubes
Bulldog clampStoelting5212043P
clorexidineRioquimica0.5%/100 mL
Cotton swabsjohnson e johnson
Dose calibratorCapintech
DrillKinzo powertools352901Model Q0M-DC3C
Eppendorf tubeEppendorf301251501.5 mL
Eye lubricantADVFARMA30049099 vaseline 15 g (pharmaceutical purity)
Fine forcepsStoelting52102-38P
GlovesDescarpack212101 6.5 size
Heating padSofthear
Injection SyringeHamilton8031410µ, 32ga, model 701
Insuline syringeBD3283281 mL insulin syringes with needle
IsofluraneCristália410525100 mL, concentration 1 mL/1 mL
Ketoprofen or other analgesicSanofi100 mg/2 mL
lidocaineHipolabor1.1343.0102.001-52%/20mL
L-α-Lysophosphatidylcholine from egg yolkSigma-aldrichL-412925 mg - ≥99%, Type I, powder
Needle holderStoelting5212290P
OxygenWhite Martins7782-44-7Compressed gas
PMOD softwarePMOD technologiesVersion 4.1module fuse it
Rat anesthesia maskKOPFModel 906
SalineFarmace0543325/ 14-80.9% sodium chloride for injection, 10 mL
Scapel bladesStoelting52173-10
Scapel handlesStoelting52171P
ScissorStoelting52136-50P
Semi-analytical BalanceQuimisBK-3000max:3,100 g; min:0.2 g
shaverMega profissionalAT200 model
Stereotactic ApparatusKOPFNodel 900
Universal holder with needle supportKOPFModel 1772-F1Hamilton support for 5 and 10 µL

Referenties

  1. Oh, J., Vidal-Jordana, A., Montalban, X. Multiple sclerosis: clinical aspects. Current Opinion in Neurology. 31 (6), 752-759 (2018).
  2. Sand, I. K. Classification, diagnosis, and differential diagnosis of multiple sclerosis. Current Opinion in Neurology. 28 (3), 193-205 (2015).
  3. Thompson, A. J., et al. Diagnosis of multiple sclerosis: 2017 revisions of the McDonald criteria. Lancet Neurology. 17 (2), 162-173 (2018).
  4. Veronese, M., et al. Quantification of C-11 PIB PET for imaging myelin in the human brain: a test-retest reproducibility study in high-resolution research tomography. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 35 (11), 1771-1782 (2015).
  5. Carvalho, R. H. F., et al. C-11 PIB PET imaging can detect white and grey matter demyelination in a non-human primate model of progressive multiple sclerosis. Multiple Sclerosis and Related Disorders. 35, 108-115 (2019).
  6. Stankoff, B., et al. Imaging central nervous system myelin by positron emission tomography in multiple sclerosis using [methyl-(1)(1)C]-2-(4'-methylaminophenyl)- 6-hydroxybenzothiazole. Annals of Neurology. 69 (4), 673-680 (2011).
  7. Faria, D. D. Myelin positron emission tomography (PET) imaging in multiple sclerosis. Neural Regeneration Research. 15 (10), 1842-1843 (2020).
  8. Pietroboni, A. M., et al. Amyloid PET as a marker of normal-appearing white matter early damage in multiple sclerosis: correlation with CSF -amyloid levels and brain volumes. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 46 (2), 280-287 (2019).
  9. Pytel, V., et al. Amyloid PET findings in multiple sclerosis are associated with cognitive decline at 18 months. Multiple Sclerosis and Related Disorders. 39, (2020).
  10. Faria, D. dP., et al. PET imaging of glucose metabolism, neuroinflammation and demyelination in the lysolecithin rat model for multiple sclerosis. Multiple Sclerosis Journal. 20 (11), 1443-1452 (2014).
  11. Rinaldi, M., et al. Galectin-1 circumvents lysolecithin-induced demyelination through the modulation of microglial polarization/phagocytosis and oligodendroglial differentiation. Neurobiology of Disease. 96, 127-143 (2016).
  12. Faria, D. dP., et al. PET imaging of focal demyelination and remyelination in a rat model of multiple sclerosis comparison of [C-11]MeDAS, [C-11]CIC and [C-11]PIB. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 41 (5), 995-1003 (2014).
  13. Faria, D. dP., et al. PET imaging of focal demyelination and remyelination in a rat model of multiple sclerosis: comparison of [11C]MeDAS, [11C]CIC and [11C]PIB. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 41 (5), 995-1003 (2014).
  14. vander Star, B. J., et al. In Vitro and In Vivo Models of Multiple Sclerosis. CNS & Neurological Disorders-Drug Targets. 11 (5), 570-588 (2012).
  15. Najm, F. J., et al. Drug-based modulation of endogenous stem cells promotes functional remyelination in vivo. Nature. 522 (7555), 216(2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Erratum


Formal Correction: Erratum: Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis
Posted by JoVE Editors on 2/16/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis. The citation was updated.

The citation was updated from:

de Paula Faria, D., Cristiano Real, C., Estessi de Souza, L., Teles Garcez, A., Navarro Marques, F. L., Buchpiguel, C. A. Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis. J. Vis. Exp. (168), e62094, doi:10.3791/62094 (2021).

to:

de Paula Faria, D., Real, C.C., Estessi de Souza, L., Teles Garcez, A., Navarro Marques, F. L., Buchpiguel, C. A. Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis. J. Vis. Exp. (168), e62094, doi:10.3791/62094 (2021).

Meer artikelen verkennen

Myeline-imagingPET-imagingdetectie van demyelinisatieremyelinisatieprocesstereotactische injectieradiotracer-imagingkwantificering van hersenlaesies
Positron Emissie Tomography Imaging voor In Vivo Meten van Myeline Inhoud in de Lysolecithine Rat Model van Multiple Sclerose
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.