Deze met vet bedekte eilandjestransplantatiemethode is geschikt voor de detectie van geënte eilandjes in de intraperitoneale holte. Met name vereist het niet het gebruik van biobindingsmiddelen of hechten.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Met vet bedekte eilandjestransplantatie met behulp van epididymaal wit vetweefsel
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Eilandjestransplantatie is een cellulaire vervangingstherapie voor ernstige diabetes mellitus. De intraperitoneale holte is meestal de transplantatieplaats voor deze procedure. Intraperitoneale eilandjestransplantatie heeft echter enkele beperkingen, waaronder een slechte transplantatie-efficiëntie, moeilijk transplantaatdetectievermogen en een gebrek aan graftectomievermogen voor posttransplantatieanalyse. In dit artikel wordt "met vet bedekte eilandjestransplantatie", een intraperitoneale eilandjestransplantatiemethode die gebruik maakt van epididymaal wit vetweefsel, gebruikt om de therapeutische effecten van bio-technische eilandjes te beoordelen. De eenvoud van de methode ligt in het zaaien van eilandjes op epididymaal wit vetweefsel en het gebruik van het weefsel om de eilandjes te bedekken. Hoewel deze methode kan worden gecategoriseerd als een intraperitoneale eilandjestransplantatietechniek, deelt het kenmerken met intra-vetweefseleilandjestransplantatie. De met vet bedekte eilandjestransplantatiemethode toont echter robuustere therapeutische effecten dan intra-vetweefseleilandjestransplantatie, inclusief de verbetering van de bloedglucose- en plasma-insulinespiegels en het potentieel voor transplantaatverwijdering. Wij bevelen de toepassing van deze methode aan voor het beoordelen van de mechanismen van eilandjestransplantatie in wit vetweefsel en de therapeutische effecten van bio-technische eilandjes.
Inleiding
Eilandjestransplantatie is een cellulaire vervangingstherapie voor patiënten met ernstige diabetes mellitus. Recente rapporten hebben aangetoond dat de percentages van insuline-onafhankelijkheid drie jaar na transplantatie verbeteren tot 44% 1 en dat ongeveer 80% van de ontvangers die meer dan 600.000 totale eilandjesequivalenten ontvangen, insuline-onafhankelijkheid bereiken2. Bovendien werd in het meest recente Collaborative Islet Transplant Registry-rapport onthuld dat nuchtere bloedglucosespiegels gedurende een periode van 5 jaar op 60-140 mg / dL werden gehandhaafd bij meer dan 70% van de patiënten die alleen eilandjestransplantatie ondergingen. De studie stelde ook vast dat ongeveer 90% van de patiënten die alleen eilandjestransplantatie of eilandjestransplantatie na niertransplantatie kregen, gedurende meer dan 5 jaar geen ernstige hypoglycemische voorvallen ontwikkelden3.
Hoewel de klinische resultaten van deze behandeling zijn verbeterd, moeten sommige beperkingen nog steeds worden aangepakt, waaronder de noodzaak om een optimale transplantatieplaats op te zetten. De lever is een typische transplantatieplaats voor klinische eilandjestransplantatie omdat het het grootste orgaan is dat een groot aantal eilandjes kan herbergen. Bij sommige patiënten is de lever echter niet beschikbaar (bijvoorbeeld vanwege portale hypertensie, hepatitis en/of cirrose4) en dus andere plaatsen, waaronder de renale subcapsulaire ruimte 5,6, omentaalzakje 7,8,9,10, mesenterium11, maagdarmkanaal12, skeletspieren13, onderhuids weefsel13, beenmerg14 en milt15 ,16,17, zijn beschouwd als alternatieve transplantatieplaatsen.
Hoewel intraperitoneale eilandjestransplantatie gemakkelijk kan worden uitgevoerd onder lokale anesthesie, waardoor de intraperitoneale holte een aantrekkelijke plaats is voor klinische eilandjestransplantatie, worden de eilandjes bij transplantatie verspreid over de gehele intraperitoneale holte, waardoor de detectie van eilandjestransplantatie en succesvolle engraftmentbevestiging moeilijk zijn. Daarom wordt de intraperitoneale holte niet algemeen erkend als een ideale klinische transplantatieplaats. In plaats daarvan wordt het vaak gebruikt als een controlemodel voor preklinische studies om de effectiviteit van getransplanteerde ingekapselde18 en bio-technische eilandjeste onderzoeken 19. Een exacte vergelijking tussen bio-engineering en controle-eilandjes is echter moeilijk te bereiken vanwege de uitdagingen bij het uitvoeren van een nauwkeurige engraftmentbeoordeling.
Daarentegen is het gebruik van intraperitoneaal wit vetweefsel in de omentalepouch 8, mesenterium en andere extrahepatische locaties goed gemeld 10,20,21,22,23 en veel van de studies die de functie van bio-technische eilandjes onderzochten getransplanteerd met wit vetweefsel waren in staat om veelbelovende therapeutische resultaten te melden 20,24,25, 26. Omdat het gebruik van epididymaal vetweefsel de detectie van getransplanteerde eilandjes vergemakkelijkt, werd de "met vet bedekte eilandjestransplantatiemethode", waarbij gebruik wordt gemaakt van epididymaal vetweefsel, ontwikkeld om de beperkingen van intraperitoneale eilandjestransplantatie te overwinnen. In dit artikel wordt met vet bedekte eilandjestransplantatie met behulp van epididymal vetweefsel beschreven.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
De volgende procedure wordt uitgevoerd in drie stappen. De eerste stap omvat de inductie van diabetes bij de ontvangende muizen en de isolatie van donoreilandjes. De tweede stap omvat de voorbereiding van eilandjes vóór transplantatie. In de derde stap wordt eilandjestransplantatie op epididymaal vetweefsel en bedekking van de eilandjes met behulp van het vetweefsel uitgevoerd. Daarna werden de therapeutische effecten beoordeeld. De behandeling van de muizen en de experimentele procedures die in deze studie worden uitgevoerd, voldoen aan de ''Principles of Laboratory Animal Care'' (Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, National Institutes of Health publicatie8e editie, 2011), en het experimentele protocol werd goedgekeurd door de Animal Care and Use Committee van Fukuoka University (goedkeuringsnummer: 186018).
1. Chirurgische voorbereiding
- Inductie van diabetes: Induceer diabetes bij 20-25 g lichaamsgewicht, 8-12 weken oude mannelijke muizen van de ontvanger door intraveneuze injectie van 18 mg / ml streptozotocine-oplossing bereid in 0,1 M citraatbuffer (180 mg / kg lichaamsgewicht). Muizen met bloedglucosespiegels van meer dan 400 mg / dL worden beschouwd als diabetisch. Gebruik diabetische muizen binnen 1 week na diabetesinductie vóór overmatige atrofie van het epididymale witte vetweefsel voor het bedekken van eilandjes.
- Eilandjesisolatie: Voer muizeneilandisolatie een dag voor transplantatie uit volgens Gotoh's methode27 voor eilandjesisolatie.
- Kortom, verteerbaar pancreasweefsel met behulp van collagenase-oplossing. Isoleer eilandjes door dichtheidsgradiëntcentrifugatie met behulp van een geschikte celscheidingsoplossing. Vervolgens kweek eilandjes 's nachts in een couveuse bij 22 °C en 5% CO2 (cultuur bij <37 °C is gemeld om eilandjessterfte te voorkomen 28,29,30,31).
OPMERKING: Behandel de gezuiverde eilandjesculturen in een veiligheidskast. Filter-steriliseer alle oplossingen die worden gebruikt voor eilandisolatie en -kweek met behulp van een filter van 0,22 μm.
2. Voorbereiding van eilandjes voor transplantatie
- Verzamel de juiste instrumenten en materialen zoals aangegeven in figuur 1A.
- Aangezien spijsverteringsenzymen zoals amylase en lipase kunnen leiden tot letsel aan de geïsoleerde en getransplanteerde eilandjes en een verlies van eilandjes kan optreden door vast te zitten in het besmetten van vezelige weefsels in de kweekschaal, gebruik voorafgaand aan transplantatie een tang om eventuele extra-eilandjescomponenten uit de pancreas, waaronder acinaire en vezelige weefsels, met de hand te kiezen (figuur 1B), onder een ontleedmicroscoop. Gebruik na het plukken een celzeef om enkele acinaire cellen eruit te filteren.
- Breng de gefilterde eilandjes over naar een nieuwe kweekschaal met een geschikt kweekmedium of bufferoplossing (bijv. DMEM met lage glucose, RPMI1640, CMRL1066 of HBSS) aangevuld met runderserum of albumine om te voorkomen dat eilandjes aan plastic worden gehecht en draai de schaal om de eilandjes in het midden van de schaal te plaatsen (figuur 1C). Kies met behulp van een P200-micropipette en de microscoop de afzonderlijke eilandjes in een geschikte verzamelbuis (figuur 1D).
- Plaats een nieuwe celzeef van 40 μm bovenop een plastic buis van 50 ml (figuur 1E links en midden) en was het filter met vers medium (figuur 1E rechts).
- Gebruik een pipet van 1000 μL om de eilandjes aan de zeef toe te voegen om de eilandjes en enkele acinaire cellen te scheiden (figuur 1F1 en figuur 1F2).
OPMERKING: De gezuiverde eilandjes op celzeef zullen ongeveer 100% zuiver zijn. - Gebruik een tang om de zeef om te keren op een nieuwe niet-behandelde kweekschaal van 60 of 100 mm met kweekmedium of een geschikte bufferoplossing aangevuld met runderserum of albumine (figuur 1F3 en figuur 1F4). Gebruik vers medium/buffer om de eilandjes door te spoelen tot een nieuwe kweekschaal. Voeg vervolgens voldoende medium/buffer toe aan de kweekschaal om een totaal volume van ongeveer 20 ml te bereiken.
- Tel de eilandjes onder een microscoop en verdeel het aantal eilandjes gelijkelijk over individuele plastic centrifugebuizen van 1,5 ml op basis van het aantal donordieren (figuur 1G). Bijvoorbeeld, tweehonderd, 100-200 μm eilandequivalenten (IEQ) van twee muizen zouden worden toegevoegd aan elk van de twee buizen.
- Centrifugeer de eilandjes bij 2.100 x g binnen 1 minuut bij kamertemperatuur en gooi het supernatant weg. Ongeveer 20-30 μL restoplossing blijft doorgaans in de buis achter (figuur 1H).
3. Eilandjestransplantatie op epididymaal vetweefsel en bedekken met epididymaal wit vetweefsel
- Verzamel vóór de operatie een anesthesieapparaat voor kleine dieren, stereomicroscoop, lichtbron, 50-200 μL micropipette met 200 μL micropipettetips, wattenstaafjes, een 4-0 hechtset en gedesinfecteerde chirurgische instrumenten (figuur 2A). Autoclaaf de cooperschaar, oogheelkundige schaar, Pean tang, pincet en naaldhouders. Dompel de apparatuur na het autoclaveren onder in een 1% povidon-jodiumoplossing (figuur 2A). Gebruik wattenstaafjes voor mobilisatie van het epididymale witte vetweefsel en voor hemostase in geval van bloeding. Gebruik een micropipette met een tip van 50-200 μL voor eilandjestransplantatie.
- Anesthesie toedienen aan de diabetische ontvangende muis met behulp van een geïnhaleerd anestheticum (2% isofluraan in zuurstof). Breng oogheelkundig glijmiddel aan op beide ogen om uitdroging te voorkomen. Plaats de muis vervolgens in rugligging (figuur 2B links) en verwijder het haar uit de buik om infectie te voorkomen met behulp van tondeuses en/of ontharingscrème. Desinfecteer de buik en het liesgebied met ten minste drie afwisselende rondes van een povidon-jodiumoplossing gevolgd door 70% ethanol (figuur 2B rechts). Bevestig vóór de operatie de anesthesiediepte via de afwezigheid van een teenknijflex. Bied intra-operatieve thermische ondersteuning met behulp van een verwarmingskussen en gebruik een chirurgisch gordijn om het steriele chirurgische gebied te beveiligen.
- Snijd de huid in het onderste mediane gebied (figuur 2C links). Een huidincisie van ongeveer 2 cm lang wordt aanbevolen. Klem de linker buikwand vast met de Pean-tang (atraumatische tang of retractor kan ook worden gebruikt) en trek het weefsel naar de linkerkant van de muis om het operatieveld vast te zetten (figuur 2C rechts). Verlaag na laparotomie het percentage isofluraan tot 1,0-1,5% voor anesthesieonderhoud.
- Gebruik een wattenstaafje om de dunne en dikke darm aan de rechterkant van de muis te mobiliseren (d.w.z. de linkerkant van de operator). Het linker epididymale witte vetweefsel in de buikholte bevindt zich in het linker liesgebied. Mobiliseer het epididymale witte vetweefsel en de linker testileer naar buiten de buik (figuur 2D links) en strek het weefsel uit (2D rechts).
- Gebruik een P200-micropipette uitgerust met een pipetpunt van 200 μL om het volledige volume eilandjes te verzamelen uit één buis van 1,5 ml met zachte pipettering (figuur 2E links), waarbij u ervoor moet zorgen dat er bij het verzamelen geen eilandjes in de buis achterblijven. Laat de verzamelde eilandjes door de zwaartekracht aan de punt van de pipet zakken (figuur 2E rechts).
- Plaats de punt van de micropipette lichtjes op het opgezwollen vetweefsel. Zorg ervoor dat overmatig blozen van het medium/de buffer in de punt wordt voorkomen en zaai de eilandjes voorzichtig op het weefsel (figuur 2F links). Bevestig na het zaaien een juiste plaatsing van de eilandjes onder een ontleedmicroscoop (figuur 2F rechts).
- Bedek de eilandjes met het epididymale witte vetweefsel (figuur 2G). Het gebruik van hechtingen of biobindende middelen is niet nodig.
- Plaats de linker testis onder het epididymale witte vetweefsel en breng de weefsels terug naar de intraperitoneale holte (figuur 2H). Sluit de huid in twee lagen (peritoneum, vervolgens spieren en huid) met behulp van een 4-0 hechtdraad (eventuele hechtingen zoals nylon of absorbeerbare hechtingen kunnen worden gebruikt) (figuur 2I). Injecteer acetylsalicylzuur (300 mg/kg; SQ) in de buurt van de wond voor postoperatieve analgesie. Plaats de muis vervolgens onder een warmtelamp en controleer tot volledig herstel.
4. Monitoring na eilandjestransplantatie (samenvatting)
- Beoordeel de therapeutische effecten van eilandjestransplantatie door bloedglucose, glucosetolerantietest en histologische beoordeling op postoperatieve dag (POD) te controleren 28.
- Controleer de bloedglucose, inclusief de metingen van de bloedglucose bij de glucosetolerantietest, met behulp van een kleine glucosemeter.
- Verzamel de bloedmonsters (een beetje microliter) uit de staartader. Wat histologische beoordeling betreft, werden murine-insuline (voor het detecteren van geënte eilandjes) en von Willebrand-factor (voor detectie van bloedvaten, wat een bewijs is voor eilandjestransplantatie) gedetecteerd in getransplanteerde eilandjes in het herstelde epididymale vetweefsel door immunohistochemie.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Om de transplantatie-werkzaamheid van met vet bedekte eilandjestransplantatie te vergelijken met die na intraperitoneale eilandjestransplantatie, werd hetzelfde aantal eilandjes geïmplanteerd op het peritoneum in de linker paracolische ruimte van controleontvangers diabetische dieren. De bloedglucosespiegels van muizen met met vet bedekte eilandjestransplantatie werden waargenomen om geleidelijk en significant te dalen in vergelijking met intraperitoneale eilandjes getransplanteerde muizen (p = 0,0023;
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
De met vet bedekte eilandjestransplantatiemethode omvat technieken van twee verschillende transplantatietechnieken: intraperitoneale eilandjestransplantatie en intra-vetweefseleilandjestransplantatie. Aangezien het oppervlaktemembraan van epididymaal wit vetweefsel wordt beschouwd als het witte vetweefsel dat wordt bedekt door het peritoneum en dat is bevestigd aan de bijbal, kan de met vet bedekte eilandjestransplantatiemethode anatomisch worden gecategoriseerd als een soort intraperitoneale eilandjestransplantatie. De ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
We hebben geen belangenverstrengeling.
Dankbetuigingen
Deze studie werd gefinancierd door een Grant-in-Aid for Scientific Research (C) (19K09839, NS) van het Ministerie van Onderwijs, Cultuur, Sport, Wetenschap en Technologie van Japan.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 4-0 Nylon | Alfresa | ER2004NA45-KF2 | Abdomen sluiten |
| Alexa 488-geconjugeerd ezel anti-guinea pig | Jackson Immunoresearch | 706-546-148 | Secundaire antilichaam voor insuline antilichaam |
| Alexa 647-geconjugeerd ezel anti-konijn | Jackson Immunoresearch | 711-606-152 | Secundaire antilichaam voor von Willebrand factor antilichaam |
| DMEM, lage glucose, pyruvaat | ThermoFisher Scientific | 11885084 | Islets cultiveren, islets transplanteren |
| Eosine | Fujifilm Wako Chemicals | 051-06515 | Gebruiken voor het kleuren van weefsel door eosine |
| Eppendorf Safe-Lock Tubes, 1,5 mL | Eppendorf | 30120086 | Islets verzamelen |
| Falcon 15 mL Conische Centrifugeerbuizen | Corning | 352095 | Islets verzamelen |
| Falcon 40 μm Cell Strainer | Falcon | 352340 | Gebruiken voor het scheiden van islets van ander pancreasweefsel |
| Falcon 50 mL Conische Centrifugeerbuizen | Corning | 352070 | Overtollig medium/buffer weggooien |
| Guinea pig anti-insuline | Agilent Technologies Japan, Ltd. (Dako) | IR002 | Primair antilichaam voor muis insuline |
| Hematoxyline | Muto Pure Chemicals Co., Ltd. | 30002 | Gebruiken voor het kleuren van weefsel door hematoxyline |
| Isodine oplossing 10% | Shionogi&Co., Ltd. | geen catalogusnummer | Gebruiken voor desinfectie |
| Isofluraan | Fujifilm Wako Chemicals | 095-06573 | Gebruiken voor anesthesie |
| Labcon 1000 μL ZapSilk Low Retention Pipette Tips | Labcon | 1177-965-008 | Gebruiken voor het scheiden van islets van ander pancreasweefsel |
| Labcon 200 μL ZapSilk Low Retention Pipette Tips | Labcon | 1179-965-008 | Gebruiken voor het zaaien van islets op epididymaal wit vetweefsel |
| Mintsensor | Sanwa Kagaku Kenkyusho Co. Ltd., | 8AEB02E | Gebruiken voor het monitoren van bloedglucose |
| Pipetteman P-1000 | Gilson | F123602 | Gebruiken voor het scheiden van islets van ander pancreasweefsel |
| Pipetteman P-200 | Gilson | F123601 | Gebruiken voor het zaaien van islets op epididymaal wit vetweefsel |
| Konijn anti-vWF | Abcam | ab6994 | Primair antilichaam voor muis von Willebrand factor |
Referenties
- Barton, F. B., et al. Improvement in outcomes of clinical islet transplantation: 1999-2010. Diabetes Care. 35 (7), 1436-1445 (2012).
- Balamurugan, A. N., et al. Islet product characteristics and factors related to successful human islet transplantation from the Collaborative Islet Transplant Registry (CITR) 1999-2010. American Journal of Transplantation. 14 (11), 2595-2606 (2014).
- Collaborative Islet Transplant Registry. Collaborative Islet Transplant Registry. Annual Report. , (2017).
- Rajab, A., et al. Total Pancreatectomy and Islet Autotransplantation Following Treated Hepatitis C Infection. Cell Transplantation. 27 (10), 1569-1573 (2018).
- Mellgren, A., Schnell Landstrom, A. H., Petersson, B., Andersson, A. The renal subcapsular site offers better growth conditions for transplanted mouse pancreatic islet cells than the liver or spleen. Diabetologia. 29 (9), 670-672 (1986).
- Hiller, W. F., Klempnauer, J., Luck, R., Steiniger, B. Progressive deterioration of endocrine function after intraportal but not kidney subcapsular rat islet transplantation. Diabetes. 40 (1), 134-140 (1991).
- Yasunami, Y., Lacy, P. E., Finke, E. H. A new site for islet transplantation--a peritoneal-omental pouch. Transplantation. 36 (2), 181-182 (1983).
- Kin, T., Korbutt, G. S., Rajotte, R. V. Survival and metabolic function of syngeneic rat islet grafts transplanted in the omental pouch. American Journal of Transplantation. 3 (3), 281-285 (2003).
- Kasoju, N., et al. Bioengineering a pre-vascularized pouch for subsequent islet transplantation using VEGF-loaded polylactide capsules. Biomaterials Science. 8 (2), 631-647 (2020).
- Sakata, N., Yoshimatsu, G., Kodama, S. White Adipose Tissue as a Site for Islet Transplantation. Transplantology. 1 (2), 55-70 (2020).
- Osama Gaber, A., Chamsuddin, A., Fraga, D., Fisher, J., Lo, A. Insulin independence achieved using the transmesenteric approach to the portal vein for islet transplantation. Transplantation. 77 (2), 309-311 (2004).
- Fujita, M., et al. Technique of endoscopic biopsy of islet allografts transplanted into the gastric submucosal space in pigs. Cell Transplantation. 22 (12), 2335-2344 (2013).
- Sakata, N., et al. Strategy for clinical setting in intramuscular and subcutaneous islet transplantation. Diabetes/Metabolism Research and Reviews. 30 (1), 1-10 (2014).
- Cantarelli, E., et al. Transplant Site Influences the Immune Response After Islet Transplantation: Bone Marrow Versus Liver. Transplantation. 101 (5), 1046-1055 (2017).
- White, S. A., et al. The risks of total pancreatectomy and splenic islet autotransplantation. Cell Transplantation. 9 (1), 19-24 (2000).
- Itoh, T., Nishinakamura, H., Kumano, K., Takahashi, H., Kodama, S. The Spleen Is an Ideal Site for Inducing Transplanted Islet Graft Expansion in Mice. PLoS One. 12 (1), 0170899(2017).
- Sakata, N., Yoshimatsu, G., Kodama, S. The Spleen as an Optimal Site for Islet Transplantation and a Source of Mesenchymal Stem Cells. International Journal of Molecular Sciences. 19 (5), (2018).
- Sakata, N., et al. Effect of rat-to-mouse bioartificial pancreas xenotransplantation on diabetic renal damage and survival. Pancreas. 32 (3), 249-257 (2006).
- Nagaya, M., et al. Effectiveness of bioengineered islet cell sheets for the treatment of diabetes mellitus. Journal of Surgical Research. 227, 119-129 (2018).
- Weaver, J. D., et al. Vasculogenic hydrogel enhances islet survival, engraftment, and function in leading extrahepatic sites. Science Advances. 3 (6), 1700184(2017).
- Dufour, J. M., et al. Development of an ectopic site for islet transplantation, using biodegradable scaffolds. Tissue Engineering. 11 (9-10), 1323-1331 (2005).
- Chen, X., et al. The epididymal fat pad as a transplant site for minimal islet mass. Transplantation. 84 (1), 122-125 (2007).
- Sakata, N., et al. Mechanism of Transplanted Islet Engraftment in Visceral White Adipose Tissue. Transplantation. 104 (12), 2516-2527 (2020).
- Navarro-Requena, C., et al. PEG hydrogel containing calcium-releasing particles and mesenchymal stromal cells promote vessel maturation. Acta Biomaterialia. 67, 53-65 (2018).
- Phelps, E. A., Headen, D. M., Taylor, W. R., Thule, P. M., Garcia, A. J. Vasculogenic bio-synthetic hydrogel for enhancement of pancreatic islet engraftment and function in type 1 diabetes. Biomaterials. 34 (19), 4602-4611 (2013).
- Manzoli, V., et al. Immunoisolation of murine islet allografts in vascularized sites through conformal coating with polyethylene glycol. American Journal of Transplantation. 18 (3), 590-603 (2018).
- Gotoh, M., Maki, T., Kiyoizumi, T., Satomi, S., Monaco, A. P. An improved method for isolation of mouse pancreatic islets. Transplantation. 40 (4), 437-438 (1985).
- Brandhorst, D., Brandhorst, H., Hering, B. J., Bretzel, R. G. Long-term survival, morphology and in vitro function of isolated pig islets under different culture conditions. Transplantation. 67 (12), 1533-1541 (1999).
- Noguchi, H., et al. Low-temperature preservation of isolated islets is superior to conventional islet culture before islet transplantation. Transplantation. 89 (1), 47-54 (2010).
- Itoh, T., et al. Low temperature condition prevents hypoxia-induced islet cell damage and HMGB1 release in a mouse model. Cell Transplantation. 21 (7), 1361-1370 (2012).
- Komatsu, H., et al. Optimizing Temperature and Oxygen Supports Long-term Culture of Human Islets. Transplantation. 103 (2), 299-306 (2019).
- Unger, R. H. Lipid overload and overflow: metabolic trauma and the metabolic syndrome. Trends in Endocrinology, Metabolism. 14 (9), 398-403 (2003).
- Mao, D., et al. A macroporous heparin-releasing silk fibroin scaffold improves islet transplantation outcome by promoting islet revascularisation and survival. Acta Biomaterialia. 59, 210-220 (2017).
- Wang, K., Wang, X., Han, C. S., Chen, L. Y., Luo, Y. Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice. Journal of Visualized Experiments. (125), e54995(2017).
- Wang, X., Wang, K., Zhang, W., Qiang, M., Luo, Y. A bilaminated decellularized scaffold for islet transplantation: Structure, properties and functions in diabetic mice. Biomaterials. 138, 80-90 (2017).
- Rios, P. D., Zhang, X., Luo, X., Shea, L. D. Mold-casted non-degradable, islet macro-encapsulating hydrogel devices for restoration of normoglycemia in diabetic mice. Biotechnology and Bioengineering. 113 (11), 2485-2495 (2016).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
