Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

3D Beeldvorming van PDL Collageenvezels tijdens Orthodontische Tandbeweging in Mandibular Murine Model

5.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62149

⸱

15 april 2021

 ,  ,  , 
1Department of Oral Medicine, Infection and Immunity, School of Dental Medicine, Harvard University

In dit artikel

Samenvatting

We presenteren een protocol voor het genereren van orthodontische tandbeweging bij muizen en methoden voor 3D-visualisatie van de collageenvezels en bloedvaten van parodontale ligament zonder sectioning.

Samenvatting

Orthodontische tandbeweging is een complex biologisch proces van veranderde hermodellering van zacht en hard weefsel als gevolg van externe krachten. Om deze complexe remodelleringsprocessen te begrijpen, is het van cruciaal belang om de tand- en parodontale weefsels binnen hun 3D-context te bestuderen en daarom eventuele doorsneden en weefselartefacten te minimaliseren. Muismodellen worden vaak gebruikt in ontwikkelings- en structurele biologie, evenals in biomechanica vanwege hun kleine formaat, hoge stofwisseling, genetica en gebruiksgemak. In principe maakt dit ze ook uitstekende modellen voor tandheelkundige studies. Een grote belemmering is echter hun kleine tandgrootte, met name de kiezen. Dit artikel is gericht op het bieden van een stapsgewijs protocol voor het genereren van orthodontische tandbeweging en twee methoden voor 3D-beeldvorming van de parodontale ligamentfibulaire component van een muismandibulaire kies. De eerste gepresenteerde methode is gebaseerd op een micro-CT-opstelling die faseverbetering van verse collageenweefsels mogelijk maakt. De tweede methode is een botopruimingsmethode met ethylcinnamaat die beeldvorming door het bot mogelijk maakt zonder doorsneden en endogene fluorescentie behoudt. Het combineren van deze clearing methode met reporter muizen zoals Flk1-Cre; TdTomato bood een eerste in zijn soort gelegenheid om de 3D vasculatuur in het PDL- en alveolaire bot in beeld te krijgen.

Inleiding

Het fundamentele onderliggende biologische proces in orthodontische tandbeweging (OTM) is botremodellering. De trigger voor dit remodelleringsproces wordt toegeschreven aan veranderingen in de structuur van het parodontale ligament (PDL) zoals extracellulaire matrix (ECM) stress, necrose evenals bloedvatvernietiging en vorming1,2,3. Andere mogelijke triggers voor alveolaire botremodellering zijn gerelateerd aan krachtdetectie door osteocyten in het bot, evenals mechanische vervorming van het alveolaire bot zelf; hun rol in OTM is echter nog steeds niet volledig opgehelderd4,5.

Ondanks vele studies die gericht waren op het onthullen van structuur-functierelaties van de PDL tijdens OTM , moet nog een duidelijk functioneel mechanisme worden gedefinieerd6,7. De belangrijkste reden hiervoor is de uitdaging bij het ophalen van gegevens van een zacht weefsel (PDL) tussen twee harde weefsels (cementum en alveolaire bot). De geaccepteerde methoden voor het verzamelen van structurele informatie vereisen meestal fixatie en doorsneden die de PDL-structuur verstoren en wijzigen. Bovendien leveren de meeste van deze methoden 2D-gegevens op die, zelfs als ze niet vervormd zijn, slechts gedeeltelijke en gelokaliseerde informatie geven. Aangezien de PDL niet uniform is in zijn structuur en functie, is een aanpak die de intacte 3D-structuur van het hele tand-PDL-botcomplex aanpakt gerechtvaardigd.

Dit artikel beschrijft een methode voor het genereren van een OTM bij muizen en twee methoden die 3D-visualisatie van de collageenvezels in de PDL mogelijk maken zonder enige sectie van het monster.

Murinemodellen worden veel gebruikt voor in-vivo experimenten in de geneeskunde, ontwikkelingsbiologie, medicijnafgifte en structurele studies. Ze kunnen genetisch worden gemodificeerd om specifieke eiwitten en functies te elimineren of te verbeteren; ze zorgen voor snelle, herhaalbare en voorspelbare ontwikkelingscontrole; ze zijn ook gemakkelijk te beeld vanwege hun kleine formaat8. Ondanks hun vele voordelen worden muismodellen in tandheelkundig onderzoek niet vaak gebruikt, vooral wanneer klinische manipulaties gerechtvaardigd zijn, meestal vanwege de kleine tanden. Diermodellen zoals ratten9,10,11,honden12,13,varkens14,15,16 en apen17 worden vaker gebruikt dan muizen. Met de recente ontwikkeling van beeldvormingstechnieken met hoge resolutie zijn de voordelen van het gebruik van een muismodel om de ingewikkelde processen in OTM te ontcijferen talrijk. Dit artikel presenteert een methode om een mesiale beweging van de kiestand in de onderkaak te genereren met constante krachtniveaus die botremodellering veroorzaken. De meeste OTM-experimenten bij knaagdieren worden gedaan in de maxilla, omdat de mobiliteit van de onderkaak en de aanwezigheid van de tong een ander complexiteitsniveau toevoegen. De onderkaak heeft echter veel voordelen wanneer 3D structurele integriteit gewenst is. Het kan gemakkelijk worden ontleed als een heel bot; bij sommige soorten kan het worden gescheiden in twee hemi-kaken door de vezelige symfyse; het is compact, plat en bevat alleen de tanden zonder sinusruimten. De maxilla is daarentegen een deel van de schedel en nauw verwant aan andere organen en structuren, dus uitgebreide doorsneden zijn nodig om het alveolaire bot met de bijbehorende tanden te ontleden.

Met behulp van een interne vochtigheidskamer gekoppeld aan een laadsysteem in een micro-CT met hoge resolutie die faseverbetering mogelijk maakt, ontwikkelden we een methode om verse vezelige weefsels in 3D te visualiseren zoals eerder beschreven9,18,19,20,21,22,23. Verse weefsels worden onmiddellijk gescand nadat het dier is geofferd zonder enige kleuring of fixatie, wat weefselartefacten en veranderingen van biomechanische eigenschappen vermindert. Deze 3D-gegevens kunnen worden gebruikt voor distributie- en richtingsanalyses van de vezels zoals elders beschreven19.

De tweede 3D-methode voor beeldvorming van hele weefsels die hier wordt gepresenteerd, is gebaseerd op optische clearing van de onderkaak, waardoor de PDL-vezels door het bot kunnen worden gebeeldbeerd zonder enige doorsnede. Interessant is dat het ook visualisatie van de collageenvezels van het bot zelf mogelijk maakt, maar dit zal hier niet worden besproken. Over het algemeen zijn er twee methoden voor weefselopruiming. De eerste is waterige clearing waarbij het monster wordt ondergedompeld in een waterige oplossing met een brekingsindex groter dan 1,4, hetzij door een eenvoudige onderdompeling, hyperhydratatie of hydrogelinbedding. Deze methode is echter beperkt in het niveau van transparantie en de structurele conservering van het weefsel en vereist daarom fixatie van het weefsel. De tweede methode die zeer transparante monsters oplevert en geen fixatie vereist , is de clearingmethode op basis vanoplosmiddelen 24,25. We hebben een gemodificeerde clearingmethode op basis van oplosmiddelen gegenereerd op basis van ethyl-3-fenylprop-2-enoaat (ethylcinnamaat, ECi) voor de mandibulaire monsters. Deze methode heeft de voordelen van het gebruik van niet-toxische voedselkwaliteit clearing agent, minimale weefselkrimp, en behoud van fluorescerende eiwitten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de NIH voor de verzorging en het gebruik van proefdieren en de richtlijnen van de Harvard University Institutional Animal Care and Use Committee (Protocolnr. 01840).

1. Orthodontische tandbeweging

  1. Om een muisbed te genereren, gebruikt u een plat plastic platform met een wigvormige, 45° schuine hoofdsteun. De hoofdsteun kan worden gegenereerd door een plastic doos te snijden.
    1. Til het hoofdeinde van het platform op om een hoek van ongeveer 30° tussen de hoofdsteun en het tafelvlak te genereren. Bevestig een gebogen dikke paperclip (0,036" in diameter) aan het hoofdeinde om de bovenste snijtanden vast te houden.
    2. Aan het staarteinde genereert u een verhoogd oppervlak waaraan een orthodontische stroomketen kan worden bevestigd om de onderste snijtanden vast te houden. Zie figuur 1 voor een voorbeeldplatform.
  2. Verdoof de muis door intraperitoneale injectie van xylazine bij 10 mg/kg en ketamine 100mg/kg met behulp van een spuit van 1 ml en een naald van 27 gauge.
  3. Plaats de verdoofde muis op een op maat gemaakt platform en immobiliseer de bovenkaak door de bovenste snijtanden op de papercliplus te haken. Open de onderkaak van de muis met de orthodontische voedingsketting vastgehaakt aan de onderste snijtanden. Houd de wangen ingetrokken met het mini-colibri mond oprolmechanisme.
  4. Plaats het platform onder een chirurgische microscoop of een andere stereoscope die tot 5-6x vergroting kan reiken.
  5. Breng 50 μL zoutoplossing (ongeveer 1 druppel) aan op de ogen van de muis om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen. Vul zoutoplossing elke 20 minuten aan.
  6. Snijd een stuk aluminiumdraad (0,08 mm diameter) van 1 cm lang. Schuif de draad van de buccale zijde linguaal in het interproximale gebied en blaas het contactpunt tussen de eerste en tweede kies met behulp van een microchirurgische naaldhouder. Laat 2 mm vrije rand voor de eerste kies om in het veereinde te worden geschroefd.
  7. Snijd een stuk nikkel titanium (NiTi) spoel, ongeveer 7 tot 9 draden lang.
    OPMERKING: De elastische eigenschappen van de spoel zorgen voor constante kracht voor orthodontische beweging. De totale ongeremde lengte van de spoel moet korter zijn dan de opening tussen de snijtuit en de kies. Houd er rekening mee dat er aan elk uiteinde 2 extra draden nodig zijn om de spoel aan de tand te verankeren. Aluminiumdraad wordt geselecteerd om scanartefacten zoals bundelverharding tijdens de micro-CT-scan te verminderen.
  8. Plaats de NiTi-schroefveer (0,15 mm draaddiameter, 0,9 mm binnenspoeldiameter; levert een kracht van 10 g) tussen de onderste eerste kies en de onderste snijtoor. Gebruik de draadligatuur die rond de eerste kies in stap 1.6 is geplaatst, draai de draad stevig rond 2 draden van de schroefveer om de spoel aan de kieszijde te bevestigen.
  9. Gebruik precies 3 actieve draden tussen de eerste kies en de snijtand om een uniform krachtniveau te garanderen. Verwijder tijdelijk de voedingsketting van de snijtand en lus 2 tot 3 ongeremde draden over de snijtand om de spoel te verankeren. Schuif de draden naar beneden naar de snijtandvrije gingivale marge.
  10. Leg een laag doorstroombare composiethars op de snijrand van de spoel en hard deze uit met tanduithardingslicht. Vervang de stroomketen na het uitharden van de hars.
  11. Verwarm met hetzelfde uithardingslicht de NiTi-spoel gedurende 20 s. Dit zal de NiTi spoel aanhalen. De voltooide plaatsing wordt weergegeven figuur 1C.
  12. Laat de contralaterale zijde intact of steek een schijnvertoning zoals de draad tussen de eerste en tweede kies.
  13. Plaats de verdoofde muis onder een verwarmd licht om de muis warm te houden tot het herstel.
  14. Plaats de muis terug in een individuele kooi en controleer dagelijks. Er is geen dieetverandering nodig tijdens orthodontische beweging.
    OPMERKING: OTM-apparaat aan de ene kant veroorzaakt enig ongemak, maar heeft geen invloed op de voeding. Het plaatsen van apparaten aan beide zijden wordt echter afgeraden vanwege de extra hoeveelheid ongemak. Pijnmedicatie is niet nodig tenzij uiterlijke tekenen van pijn worden gezien.

2. Micro-CT-scan van PDL-vezels in verse hemi-kaken

  1. Montage van de hemi-onderkaak (Figuur 2)
    1. Na de gewenste duur van orthodontische beweging offert u de muis op via cervicale dislocatie. Verwijder de onderkaak en scheid deze in hemi-kaken.
      OPMERKING: Aangezien het monster niet wordt bevestigd, is het van cruciaal belang om de dissectie van de kaak en montage zo snel mogelijk uit te voeren, idealiter binnen 30 minuten.
    2. Verwijder het omliggende zachte weefsel voorzichtig met een schoon pluisvrij doekje.
    3. Verwijder het orthodontische apparaat met een microchirurgische schaar en pincet onder een stereomicroscoop met een vergroting van ten minste 4x.
    4. Houd het monster vochtig in een microcentrifugebuis met een volume van 1,5 ml, samen met een stuk pluisvrij doekje bevochtigd met water.
    5. Plaats verpakte tandcomposiethars in de monstersleuf op het podium en plaats vervolgens de verse hemi-onderkaak in het composiet. Zorg er voor de montage voor dat het botoppervlak dat in contact komt met het tandcomposiet vrij is van zachte weefsels en droog is, anders zal tandcomposiet niet goed uitharden.
    6. Pas de positie van de hemi-onderkaak aan totdat de eerste kies gecentreerd is in de middellijngroef van het podium. Zorg ervoor dat het occlusale oppervlak horizontaal is. Hard het composiet uit wanneer u tevreden bent met de positionering.
      OPMERKING: Extra kleine hoeveelheden tandcomposieten kunnen aan de zijkanten van de hemi-onderkaak en/of over de snijtand worden geplaatst om te helpen bij het stabiliseren van het monster.
    7. Plaats gedempt pluisvrij vegen in de vochtigheidspools in de monsterfase. Plaats tandcomposiet op het occlusale oppervlak van de eerste kies. Voordat u de kamer sluit, moet u ervoor zorgen dat niets het röntgenpad op het niveau van het monster blokkeert.
    8. Breng de kamer aan in de micro-CT. Schroef de kamer in de micro-CT-monsterfase zodat beweging tijdens beeldvorming tot een minimum wordt beperkt.
    9. Zet de röntgenfoto's aan en maak 2D-beelden terwijl u het aambeeld verticaal laat zakken, totdat de punt van het aambeeld wordt omgeven door het composiet, maar er geen toename van de kracht wordt gedetecteerd.
    10. Zodra het aambeeld in het composiet is ingebed, sluit u de röntgenbron. Open vervolgens de micro-CT-kamer en hard het composiet uit door het heldere plexiglas venster.
  2. Micro-CT-instellingen
    1. Stel de bronspanning in op 40 kV en de stroom op 200 μA. Plaats het monster met behulp van een 10x vergrotingsdetector in het gezichtsveld. Gebruik binning van 2 voor de vastgelegde beelden.
      OPMERKING: Omdat de PDL aanzienlijk minder dicht is dan het bot en de tand, vereist het visualiseren van de PDL een hoger vermogen en een hogere belichtingstijd. Dit protocol biedt instellingen voor het visualiseren van de PDL.
    2. Stel de belichtingstijd van één afbeelding in op 25 s. Stel de rotatie van de monsterfase in op een bereik van 183 graden of meer. Stel de scan in voor 2500 projecties. Gebruik geen röntgenbronfilter, de resulterende scans hebben een voxelgrootte van 0,76 μm aan elke kant.
    3. Verzamel een referentiescan voor een goede reconstructie volgens de micro-CT richtlijnen. Gebruik 1/3 aantal referentiebeelden als totale projecties. Reconstrueer het volume zonder extra binning, met behulp van een filteralgoritme voor backprojectie.

3. Clearingmethode (figuur 3)

  1. Bereid vijf microcentrifugebuizen van 1,5 ml voor.
  2. Bereid 1,4 ml van de volgende oplossingen in microcentrifugebuizen van 1,5 ml: 4% paraformaldehyde (PFA) in fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS), 50% ethanol (EtOH) in gedeï gedeï gedeïs gedeïopiseerd (DI) water, 70% EtOH in DI-water en twee buizen van 100% EtOH.
    OPMERKING: PFA wordt gebruikt voor de fixatie van het monster. ECi-clearing werkt ook op niet-gerepareerde monsters. Als u niet-gerepareerde voorbeelden wilt wissen, slaat u gewoon de PFA-stap over.
  3. Plaats de ontlede hemi-onderkaak in 4% PFA. Dek af met aluminiumfolie en plaats op de rocker op zachte stand bij kamertemperatuur gedurende 6 uur.
  4. Verplaats de hemi-onderkaak naar 50% EtOH. Plaats het op de rocker bedekt met licht gedurende 16 uur.
  5. Verplaats de hemi-onderkaak naar 70% EtOH. Plaats het op de rocker bedekt met licht gedurende 16 uur.
  6. Verplaats de hemi-onderkaak naar 100% EtOH. Plaats het op de rocker bedekt met licht gedurende 16 uur.
  7. Herhaal 3.6. in de tweede 100% EtOH buis.
  8. Bereid 5 ml ECi in een glazen of polypropyleen buis.
    OPMERKING: ECi lost polystyreen op, maar geen polypropyleen. Ook, als niet met behulp van een weefsel met fluorescerende eiwitten het monster kan worden blootgesteld aan licht tijdens de clearing procedure.
  9. Verplaats de hemi-onderkaak naar de ECi-buis. Bedek de buis met aluminiumfolie en plaats deze minimaal 12 uur op de rocker op een zachte stand.
    OPMERKING: Het protocol kan hier worden onderbroken. Gedehydrateerd monster kan bij kamertemperatuur in ECi worden bewaard. Het vries- of smeltpunt van ECi is 6,5 tot 8,0 °C. Niet bewaren bij 4 °C.
  10. De hemi-onderkaak is klaar voor beeldvorming met fluorescentiemicroscoop.
    OPMERKING: Tijdens de beeldvorming moet het monster in de ECi worden ondergedompeld om optisch transparant te blijven.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Dit document presenteert een methode om OTM te produceren, evenals twee methoden voor 3D-beeldvorming van collageenvezels in de PDL zonder enige doorsnede. Voor dieronderzoek, wanneer uitlijning van de tanden niet nodig is, wordt een tandbeweging als orthodontisch beschouwd als het een remodellering van het alveolaire bot op alle wortelniveaus genereert. Constant krachtniveau dat op tanden wordt toegepast, is vereist om een betrouwbare OTM te genereren. Hier wordt een geactiveerde niti-spoel met vormgeheugen gebruikt om ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het genereren van OTM bij muizen is zeer gewenst vanwege de grootte, genetica en hanteringsvoordelen. Het gebruik van de onderkaak biedt een eenvoudige behandeling, zowel in termen van weefseldissectie als monstervoorbereiding en beeldvorming. Hier presenteerden we een methode om OTM te genereren met translationele beweging van de tand in het bot binnen 7 dagen na OTM. Met behulp van dit protocol kan de totale duur van de tandbeweging worden verlengd, omdat de geactiveerde spoel een constant krachtniveau levert voor bewe...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets bekend te maken.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door de NIH (NIDCR R00- DE025053, PI:Naveh). We willen Harvard Center for Biological Imaging bedanken voor infrastructuur en ondersteuning. Alle cijfers worden gegenereerd met biorender.com.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1-mL BD Luer-Lok spuitBD309628
1X fosfaat gebufferde zoutoplossingVWR Life Sciences0780-10L
200 proof ethanolVWR Life SciencesV1016
Aluminiumlegering 5019 draadSigma-aldrichGF158288130,08 mm diameter draad, lengte 100e, harde temperatuur. Gebruikt als draaddraad om molaar.
Avizo 9.7Thermo Fisher ScientificN/AGebruikt om microCT-scans te analyseren
Castroviejo Micro NaaldhoudersFine Science Tools12060-01
Clr Plan-Apochromat 20x/1.0,CorrVIS-IR M27 85mmZeissN/AGebruikt voor tweede harmonische generatie beeldvorming
Kegel-socket handvat, enkelzijdig, handvormG.Hartzell en zoon126-CSH3Handvat van de inspectiespiegel
EC Plan-Neofluar 5x/0.16Zeiss440321-9902Gebruikt voor lichtblad beeldvorming
Elipar DeepCure-S LED-uithardingslicht3M ESPE76985
Eppendorf safe-lock buisjes, 1,5 mLEppendorf22363204
Ethyl cinnamaat, >= 98%Sigma-aldrichW243000-1KG-K
Hypodermische naald, 27G x 1/2''BD305109
Ketathesia 100mg/mlHenry Schein Animal HealthNDC:11695-0702-1
KIMWIPES delicaat taakdoekjeKimberly-Clark21905-026 (VWR Catalogusnummer)Gekocht bij VWR
LightSheet Z.1 dubbel verlichtingsmicroscoopsysteemZeissLightSheet Z.1/LightSheet 7Gebruikt voor lichtblad beeldvorming
LSM 880 NLO multi-foton microscoopZeissLSM 880 NLOGebruikt voor twee-foton beeldvorming
MEGAmicro, vlak, 5 mm dia, SS-draadHahnenkratt6220Frontoppervlakte inspectiespiegel
MicroCT-machine, MicroXCT-200XradiaMICRO XCT-200
Mini-ColibriFine Science Tools17000-01
PermaFlo Flowable CompositeUltradent948
ProcedureplatformN/AN/AOp maat gemaakt van laboratoriummaterialen
Routine stereomicroscoop M80Leica MicosystemsM80
Sentalloy NiTi open coil veerTOMY Inc.Een 0,15 mm diameter gesloten NiTi-spiraal met een binnendiameter van 0,9 mm levert een kracht van 10g. Soortgelijke producten kunnen worden gekocht bij Dentsply Sirona. 
T-304 roestvrij staal ligatuurdraad, 0,009'' diameterOrthodonticsSBLW1090,009''(.23mm) diameter, zachte temperatuur
X-Ject E (Xylazin) 100mg/mlHenry Schein Animal HealthNDC:11695-7085-1
Z100 Restauratief, A2 tint3M ESPE5904A2

Referenties

  1. Li, Y., et al. Orthodontic tooth movement: The biology and clinical implications. The Kaohsiung Journal of Medical Sciences. 34 (4), 207-214 (2018).
  2. Meikle, M. C. The tissue, cellular, and molecular regulation of orthodontic tooth movement: 100 years after Carl Sandstedt. European Journal of Orthodontics. 28, 221-240 (2006).
  3. Krishnan, V., Davidovitch, Z., molecular, Cellular, molecular, and tissue-level reactions to orthodontic force. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 129 (4), 1-32 (2006).
  4. Shoji-Matsunaga, A., et al. Osteocyte regulation of orthodontic force-mediated tooth movement via RANKL expression. Scientific Reports. 7 (1), 8753(2017).
  5. Oppenheim, A. Tissue changes, particularly of the bone, incident to tooth movement. European Journal of Orthodontics. 29, suppl 1 2-15 (2007).
  6. Unnam, D., et al. Accelerated Orthodontics-An overview. Journal of Archives of Oral Biologyogy and Craniofacial Research. 3 (1), 4(2018).
  7. von Bohl, M., Kuijpers-Jagtman, A. M. Hyalinization during orthodontic tooth movement : a systematic review on tissue reactions. European Journal of Orthodontics. 31 (1), 30-36 (2009).
  8. Kirschneck, C., et al. Comparative assessment of mouse models for experimental orthodontic tooth movement. Scientific Reports. 10 (1), 1-12 (2020).
  9. Naveh, G. R. S., Weiner, S. Initial orthodontic tooth movement of a multirooted tooth: a 3D study of a rat molar. Orthodontics & Craniofacial Research. 18 (3), 134-142 (2015).
  10. Nakamura, Y., et al. Time-lapse observation of rat periodontal ligament during function and tooth movement, using microcomputed tomography. European Journal of Orthodontics. 30 (3), 320-326 (2008).
  11. Kawarizadeh, A., Bourauel, C., Jager, A. Experimental and numerical determination of initial tooth mobility and material properties of the periodontal ligament in rat molar specimens. European Journal of Orthodontics. 25 (6), 569-578 (2003).
  12. Jónsdóttir, S. H., Giesen, E. B. W., Maltha, J. C. Biomechanical behavior of the periodontal ligament of the beagle dog during the first 5 hours of orthodontic force application. European Journal of Orthodontics. 28, 547(2006).
  13. Lindhe, J., et al. Experimental breakdown of peri-implant and periodontal tissues. A study in the beagle dog. Clinical Oral Implants Research. 3 (1), 9-16 (1992).
  14. Salamati, A., et al. Functional tooth mobility in young pigs. Journal of Biomechanics. 104, 109716(2020).
  15. Maria, R., et al. An unusual disordered alveolar bone material in the upper furcation region of minipig mandibles: A 3D hierarchical structural study. Journal of Structural Biology. 206 (1), 128-137 (2019).
  16. Wang, S., et al. The miniature pig: a useful large animal model for dental and orofacial research. Oral Diseases. 10, 1-7 (2007).
  17. Melsen, B. Tissue reaction to orthodontic tooth movement--a new paradigm. European Journal of Orthodontics. 23 (6), 671-681 (2001).
  18. Naveh, G. R. S., et al. Direct MicroCT imaging of non-mineralized connective tissues at high resolution. Connective Tissue Research. 55 (1), 52-60 (2014).
  19. Naveh, G. R. S., et al. Nonuniformity in ligaments is a structural strategy for optimizing functionality. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (36), 9008(2018).
  20. Naveh, G. R. S., et al. Tooth periodontal ligament: Direct 3D microCT visualization of the collagen network and how the network changes when the tooth is loaded. Journal of Structural Biology. 181 (2), 108-115 (2013).
  21. Naveh, G. R. S., et al. Tooth movements are guided by specific contact areas between the tooth root and the jaw bone : A dynamic 3D microCT study of the rat molar. Journal of Structural Biology. 17 (2), 477-483 (2012).
  22. Naveh, G. R. S., et al. Tooth-PDL-bone complex: Response to compressive loads encountered during mastication -A review. Archives of Oral Biology. 57 (12), 1575-1584 (2012).
  23. Ben-Zvi, Y., et al. Response of the tooth-periodontal ligament-bone complex to load: A microCT study of the minipig molar. Journal of Structural Biology. 205 (2), 155-162 (2019).
  24. Klingberg, A., et al. Fully Automated Evaluation of Total Glomerular Number and Capillary Tuft Size in Nephritic Kidneys Using Lightsheet Microscopy. Journal of the American Society of Nephrology. 28 (2), 452(2017).
  25. Richardson, D. S., Lichtman, J. W. Clarifying Tissue Clearing. Cell. 162 (2), 246-257 (2015).
  26. Taddei, S. R. dA., et al. Experimental model of tooth movement in mice: A standardized protocol for studying bone remodeling under compression and tensile strains. Journal of Biomechanics. 45 (16), 2729-2735 (2012).
  27. Nakamura, K., Sahara, N., Deguchi, T. Temporal changes in the distribution and number of macrophage-lineage cells in the periodontal membrane of the rat molar in response to experimental tooth movement. Archives of Oral Biology. 46 (7), 593-607 (2001).
  28. Rygh, P., et al. Activation of the vascular system: A main mediator of periodontal fiber remodeling in orthodontic tooth movement. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 89 (6), 453-468 (1986).
  29. Nagao, M., et al. Vascular endothelial growth factor in cartilage development and osteoarthritis. Scientific Reports. 7 (1), 13027(2017).
  30. Licht, A. H., et al. Endothelium-specific Cre recombinase activity in flk-1-Cre transgenic mice. Developmental Dynamics. 229 (2), 312-318 (2004).
  31. Connizzo, B. K., Naveh, G. R. S. In situ AFM-based nanoscale rheology reveals regional non-uniformity in viscoporoelastic mechanical behavior of the murine periodontal ligament. Journal of Biomechanics. 111, 109996(2020).
  32. Connizzo, B. K., et al. Nonuniformity in Periodontal Ligament: Mechanics and Matrix Composition. Journal of Dental Research. 2, 179-186 (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Micro-CT-beeldvormingoptische klaringethylcinnamaatparodontaal ligamentbotremodelleringlight-sheetmicroscopie
3D Beeldvorming van PDL Collageenvezels tijdens Orthodontische Tandbeweging in Mandibular Murine Model
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.