Methodenartikel

Kipembryo gebruiken als een krachtig hulpmiddel bij de beoordeling van ontwikkelingscarditoxiciteiten

DOI:

10.3791/62189

⸱

21 maart 2021

 ,  ,  , 
1School of Public Health, Qingdao University, 2Department of Pharmacology & Toxicology, Brody School of Medicine, East Carolina University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kippenembryo's, als klassiek ontwikkelingsmodel, worden in ons lab gebruikt om ontwikkelingscarditoxiciteiten te beoordelen na blootstelling aan verschillende milieuverontreinigingen. Blootstellingsmethoden en vastgestelde morfologische/functionele beoordelingsmethoden worden in dit manuscript beschreven.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kippenembryo's zijn een klassiek model in ontwikkelingsstudies. Tijdens de ontwikkeling van kippenembryo's is het tijdvenster van hartontwikkeling goed gedefinieerd en is het relatief eenvoudig om nauwkeurige en tijdige blootstelling te bereiken via meerdere methoden. Bovendien is het proces van hartontwikkeling in kippenembryo's vergelijkbaar met zoogdieren, wat ook resulteert in een hart met vier kamers, waardoor het een waardevol alternatief model is bij de beoordeling van cardiotoxiciteiten in de ontwikkeling. In ons lab wordt het kippenembryomodel routinematig gebruikt bij de beoordeling van ontwikkelingscarditoxiciteiten na blootstelling aan verschillende milieuverontreinigende stoffen, waaronder per- en polyfluoroalkylstoffen (PFAS), deeltjes (PM's), dieseluitlaat (DE) en nanomaterialen. De belichtingstijd kan vrij worden geselecteerd op basis van de behoefte, vanaf het begin van de ontwikkeling (embryonale dag 0, ED0) tot de dag voorafgaand aan het uitkomen. De belangrijkste blootstellingsmethoden omvatten luchtcelinjectie, directe micro-inademing en luchtcelinhalatie (oorspronkelijk ontwikkeld in ons lab), en de momenteel beschikbare eindpunten omvatten hartfunctie (elektrocardiografie), morfologie (histologische beoordelingen) en moleculair biologische beoordelingen (immunohistochistry, qRT-PCR, western blotting, enz.). Natuurlijk heeft het kippenembryomodel zijn eigen beperkingen, zoals beperkte beschikbaarheid van antilichamen. Niettemin, met meer laboratoria die dit model beginnen te gebruiken, kan het worden gebruikt om aanzienlijke bijdragen te leveren aan de studie van ontwikkelingscarditoxiciteiten.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het kippenembryo is een klassiek ontwikkelingsmodel, dat al meer dan tweehonderd jaar wordt gebruikt1. Het kippenembryomodel heeft verschillende voordelen in vergelijking met traditionele modellen. Ten eerste was de normale ontwikkeling van het kippenembryo al meer dan 70 jaar geleden heel duidelijk geïllustreerd in de Hamburger-Hamilton ensceneringsgids2, waarin in totaal 46 stadia tijdens de ontwikkeling van kippenembryo's werden gedefinieerd met nauwkeurige tijd- en morfologische kenmerken, waardoor detecties van abnormale ontwikkeling werden vergemakkelijkt. Bovendien heeft het kippenembryomodel andere kenmerken, zoals relatief goedkoop en redundant in hoeveelheid, relatief nauwkeurige blootstellingsdosiscontroles, een onafhankelijk, gesloten systeem in de schaal en eenvoudige manipulatie van het zich ontwikkelende embryo, die allemaal het potentieel ervan garanderen om te worden gebruikt als een krachtig toxicologisch beoordelingsmodel.

Bij cardiotoxiciteit heeft het kippenembryo een hart met vier kamers, vergelijkbaar met zoogdierharten, maar met dikkere wanden, waardoor gemakkelijkere morfologische beoordelingen mogelijk zijn. Bovendien maakt het kippenembryo blootstelling aan ontwikkelingsinhalatie mogelijk, wat niet mogelijk is in zoogdiermodellen: tijdens het latere stadium van ontwikkeling zal het kippenembryo overgaan van interne ademhaling naar externe ademhaling (zuurstof krijgen via de long); de laatste vereist dat het embryo het luchtcelmembraan met de snavel penetreert en lucht begint in te ademen3,waardoor de luchtcel een mini-inhalatiekamer wordt. Met behulp van dit fenomeen kunnen de toxicologische effecten van gasverontreinigingen op het hart (en andere organen) worden beoordeeld zonder dat speciale inhalatiekamerinstrumenten nodig zijn.

In dit manuscript worden verschillende blootstellings-/eindpuntbeoordelingsmethoden beschreven, die allemaal dienen om van het kippenembryo een krachtig hulpmiddel te maken bij de beoordeling van cardiotoxiciteit bij de ontwikkeling na blootstelling aan milieuverontreinigingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle beschreven procedures zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Qingdao University. In ons lab werden de eieren geïncubeerd in twee incubators. Eieren werden rechtop in de broedmachine gehouden en willekeurig op de planken geplaatst. De incubatieomstandigheden voor de eieren waren als volgt: de incubatietemperatuur begon bij 37,9 °C en daalde geleidelijk tot 37,1 °C naarmate de incubatie vorderde; de luchtvochtigheid begon bij 50% en nam geleidelijk toe tot 70%.

1. Blootstellingsmethoden

OPMERKING: Blootstelling van milieuverontreinigingen aan kippenembryo's kan op verschillende manieren worden bereikt. In deze sectie worden drie routinematig gebruikte methoden in detail beschreven.

  1. Luchtcelinjectie (figuur 1)
    OPMERKING: Dit is de klassieke blootstellingsmethode aan kippenembryo's4,5,6,geschikt voor een breed scala aan materialen en kan worden uitgevoerd in een zeer breed tijdvenster, vanaf het begin van de ontwikkeling (embryonale dag nul, ED0) tot de dag voorafgaand aan het uitkomen (ED20). Zonnebloemolie wordt gebruikt als voertuig. Eerdere studies hebben aangetoond dat er geen significante veranderingen in mortaliteit, uitkomstbaarheid of lichaamsgewicht zijn waargenomen tussen onbehandelde embryo's en embryo's geïnjecteerd met zonnebloemolie7.
    1. Bereid de volgende noodzakelijke reagentia/ gereedschappen voor: 75% ethanol, tissuepapier, metalen sonde (kan vervangen door een scherpe metalen naald / stok / awl), gesmolten paraffine, borstel, povidone jodideoplossing, pipet, pipettips, candling lamp, doseermengsel. Bereid het doseermengsel met zonnebloemolie (aanbevolen)4. Om andere verdunningsmiddelen te gebruiken, voert u voertuigcontrole uit (versus onbehandelde embryo's).
    2. Reinig het oppervlak van de eieren met povidonejodideoplossing (in de handel verkrijg beschikbare povidonjodideoplossing 1:5 verdund met gedeïoniseerd water) en dompel de eierschaal droog met tissuepapier zonder te schrobben. Schrobben breekt de beschermlaag die de buitenkant van de schaal bedekt.
    3. Kaars de eieren in een donkere kamer en markeer de luchtcel met potlood. Sluit eieren met scheuren op de schaal uit. Sluit eieren met luchtcellen aan de zijkant uit in plaats van stompe punt, omdat het zeer onwaarschijnlijk is dat deze normaal uitkomen.
    4. Reinig het luchtcelgebied met 75% ethanol en boor vervolgens een klein gat in het midden van het luchtcelgebied met de metalen sonde. Steek de sonde niet diep in de luchtcel of het binnenste membraan kan beschadigd raken, maar breek de schaal alleen met de punt van de sonde. Als het gat niet groot genoeg is om in een fijne pipetpunt te passen, breekt u de schaal opnieuw in de buurt van het bestaande gat, totdat het gat groot genoeg is om 10 μL pipetpunt in te brengen.
    5. Draai het doseermengsel krachtig en trek onmiddellijk de oplossing naar pipetpunt. Het aanbevolen injectievolume is 1 μL per 10 gram ei (bv. 5 μL injectievolume voor een ei van 50 gram), omdat grotere injectievolumes hypoxische of anoxische omstandigheden kunnen veroorzaken voor het zich ontwikkelende embryo. Bereken de concentratie van de doseeroplossing voor de gewenste mg/ei kg dosis.
    6. Steek de pipetpunt in het gat, waarbij de punt het binnenste membraan raakt. Verwijder langzaam het doseermengsel, houd het minstens tien seconden vast (laat de viskeuze olie volledig afgeven) en verwijder vervolgens de punt.
    7. Sluit het gat af met een borstel en een druppel gesmolten paraffine. Pas op dat u gesmolten paraffine niet op het binnenste membraan druppelt.
    8. Eenmaal verzegeld, plaatst u de eieren in de incubator totdat ze het gewenste embryonale stadium bereiken. Bij reeds ontwikkelende embryo's voert u het hele proces zo snel mogelijk uit om mogelijk embryoverlies als gevolg van lage omgevingstemperaturen te voorkomen.
  2. Micro-injection (Figuur 2)
    OPMERKING: Dit is een meer directe blootstellingsmethode, wat resulteert in definitieve blootstelling aan de stof van belang, en vooral geschikt voor verbindingen met een korte werkingsduur (bijv. lentivirus), omdat de klassieke luchtcelinjectie tijd nodig heeft om de verbindingen het binnenste membraan te laten binnendringen. Deze methode kan ook worden geprobeerd als bevredigende resultaten niet konden worden bereikt door luchtcelinjectie. Deze methode is het meest geschikt voor vroege embryo's (tot ED2), maar kan ook worden uitgevoerd op oudere embryo's (met een hoger risico op embryoverlies).
    1. Bereid de volgende noodzakelijke reagentia/gereedschappen voor: 75% ethanol, povidonjodideoplossing, micro-injector (5 μL), metaalsonde (kan vervangen door elke scherpe metalen naald / stick / wl moet werken), fijne tang, tape. Bereid het doseermengsel met steriele zoutoplossing, dat ook dient als injectiecontrole zonder de uitkomst aanzienlijk te beïnvloeden. Zorg voor de steriliteit van de zoutoplossing, omdat een verontreinigde injectie de mortaliteit drastisch zal verhogen.
    2. Reinig de eieren zoals beschreven in punt 1.1.2.
    3. Kaars de eieren zoals beschreven in 1.1.3.
    4. Reinig het luchtcelgebied met 75% ethanol en boor vervolgens een klein gat in het midden van het luchtcelgebied met de metalen sonde. Steek de sonde niet diep in de luchtcel of het binnenste membraan kan beschadigd raken, maar breek de schaal alleen met de punt van de sonde. Gebruik vervolgens de fijne tang om het gat voorzichtig te vergroten tot de diameter ongeveer 2 mm is, waardoor visuele bevestiging van het binnenste membraan mogelijk is.
    5. Plaats de oplossing in micro-injectiemiddel (maximaal injectievolume: 0,5 μL/10 g ei. (bijv. 2,5 μL voor een ei van 50 g) en steek de naald voorzichtig gedurende ongeveer 2-3 mm door het gat in het binnenste membraan. Doseer de oplossing voorzichtig en verwijder de naald. Houd de naald zo loodrecht mogelijk op het membraan.
    6. Sluit het gat af met een klein stukje tape. Bedek het gat volledig om uitdroging en de dood van embryo's tijdens de daaropvolgende incubatie te voorkomen. Vermijd echter stukken tape die te groot zijn om hypoxie te voorkomen.
    7. Eenmaal verzegeld, plaatst u de eieren in de incubator totdat ze het gewenste embryonale stadium bereiken. Bij het al ontwikkelen van embryo's, voer het hele proces zo snel mogelijk uit om potentieel embryoverlies als gevolg van lage omgevingstemperatuur te voorkomen.
  3. Inademing van luchtcellen (figuur 3)
    OPMERKING: Dit is een nieuwe inhalatiemethode waarbij gebruik wordt gemaakt van de luchtcel, van waaruit het kippenembryo in een laat stadium lucht begint in te ademen. Het is geschikt voor blootstelling aan gas of aerosolen en kan zeer vroege inhalatieblootstellingen bereiken en de longen vullen met het doelgas / aerosol wanneer ze voor het eerst in het leven openen.
    1. Bereid de volgende noodzakelijke reagentia/gereedschappen voor: Bemonsteringszak (PVF-zak, voor opslag van gas/aerosolmonster vóór blootstelling), katheternaald, spuit, metalen sonde (kan vervangen door elke scherpe metalen naald/stok/priem moet werken), tape, zuurkast.
    2. Reinig de eieren zoals beschreven in 1.1.2 en kaars ze zoals beschreven in 1.1.3 (het is niet nodig om luchtcel te markeren vóór incubatie) en incubeer eieren vervolgens zonder behandeling tot ED17.
    3. Kaars de eieren op ED17 om het luchtcelgebied te markeren.
    4. Bij ED18 haalt u een ei uit de incubator, reinigt u het luchtcelgebied met 75% ethanol en boort u vervolgens voorzichtig twee kleine gaatjes aan twee zijden van de luchtcel. De ene is voor injectie van gas/aerosol, de andere is voor het verdrijven van lucht. Controleer zorgvuldig de grootte van de gaten, zodat de grootte van het injectiegat net genoeg is om de katheternaald in te steken, terwijl de diameter van het uitdrijvingsgat iets groter is (ongeveer 1 mm).
    5. Injecteer voorzichtig 10 ml doelgas/aerosol uit het injectiegat met een spuit die aan de katheternaald is bevestigd. Injecteer lucht voor een inhalatiecontrolegroep, die geen significante verschillen mag hebben met een negatieve controlegroep8. Oefen druk uit op de katheternaald (met de juiste hoeveelheid druk kan de elastische naald tegen de schaal worden geduwd) om de lekkage uit het injectiegat te minimaliseren. Sluit beide gaten daarna onmiddellijk af met tape en breng het ei terug naar de incubator.
      OPMERKING: Deze procedure moet worden uitgevoerd in een zuurkast om inademing van gas/aerosol door de bediener te voorkomen.
    6. Herhaal de beschreven procedure na een uur om er verder voor te zorgen dat de hele luchtcel is gevuld met doelgas/aerosol (optioneel).
    7. Herhaal de beschreven procedure bij ED19 nogmaals (optioneel). Het herhalen van de belichting helpt om een consistente blootstelling tot het uitkomen te garanderen. Noteer de broedtijd voor een geschatte schatting van de blootstellingsduur.
    8. Zodra de gewenste blootstellingen zijn uitgevoerd en verzegeld, plaatst u de eieren in de broedmachine om uit te broeden. Minimaliseer de tijd die het ei buiten de incubator doorbrengt om de dood door lage omgevingstemperatuur te voorkomen.

2. Methoden voor eindpuntbeoordeling

OPMERKING: Na blootstelling van verontreinigende stoffen aan het zich ontwikkelende embryo kunnen verschillende toxiciteitsparameters worden geëvalueerd, waaronder cardiotoxiciteit. In deze sectie worden twee veelgebruikte specifieke methoden in detail beschreven.

  1. Elektrocardiografie (figuur 4)
    OPMERKING: Het is onmogelijk om niet-invasieve elektrocardiografie te doen bij broedkippen vanwege de aanwezigheid van veren. Subcutane implantatie van elektroden is dus essentieel en vereist anesthesie. De dosis die in het laboratorium wordt gebruikt, is 33 mg/kg pentobarbital via intraperitoneale injectie (sommige kippen hebben mogelijk een dosisverhoging tot 50% nodig). Deze methode zal resulteren in stabiele elektrocardiografie bij meer dan 90% van de dieren, waardoor de hartslag kan worden geanalyseerd.
    1. Bereid de volgende noodzakelijke reagentia/gereedschappen voor: 1% (10 mg/ml) pentobarbitale oplossing in zoutoplossing, spuit, elektrische balans, verwarming (indien nodig), een elektrocardiografie-instrument bevestigd (bijv. BL-420E+) met tweekanaals metalen naaldelektroden.
    2. Weeg de kippen met een balans en bereken het benodigde volume pentobarbitale oplossing en injecteer de kippen. Voor een kip die 30 g weegt, is 0,1 ml pentobarbitale oplossing nodig. Zorg ervoor dat de injectie aan de zijkant van de buik wordt gedaan, omdat de dooier zich in het midden bevindt en de injectie daar mogelijk niet effectief is.
    3. Wacht tot de geïnjecteerde kippen verdoofd zijn (houd de kip in de hand, als de nek geen spanning heeft en het hoofd vrij kan worden gezwaaid, is de anesthesie voldoende). Plaats kippen op de operatietafel (kachels zijn nodig als de kamertemperatuur lager is dan 20 °C).
    4. Plaats twee naaldelektroden van twee zijden van de buik, subcutaan. Zorg ervoor dat de naalden niet in de buikholte komen door de huid een beetje op te tillen en vanaf daar naald in te brengen. Eenmaal ingebracht, duwt u de naald voorzichtig naar voren totdat deze de zijkant van de borstholte bereikt. Zorg ervoor dat de naald niet diep in het lichaam gaat of uitsteekt van de huid.
    5. Doe de metingen met het elektrocardiografie-instrument. Andere soortgelijke instrumenten die elektrocardiografie kunnen gebruiken.
    6. Als de kippen moeten worden opgeofferd, voer dan euthanasie uit na de elektrocardiografie, omdat ze al onder narcose zijn. Als kippen willen overleven, plaats ze dan terug in hun kooien en warm tot ze wakker worden. Ze terugbrengen naar de incubator is een andere optie.
  2. Histomorfometrie (figuur 5)
    OPMERKING: Er is een specifieke methode ontwikkeld om de juiste ventriculaire wanddikte in dwarse delen van het hart te beoordelen. Morfologische beoordeling van de juiste ventrikeldimensie via echocardiografie is niet 100% nauwkeurig vanwege de onregelmatige vorm van de rechterventrikel, en deze methode kan dienen als een goed supplement in de morfologische beoordelingen voor de rechterventrikel.
    1. Bereid de volgende noodzakelijke reagentia/gereedschappen voor: 4% fosfaatgebufferd formaldehyde, scherp mes, fosfaatgebufferde zoutoplossing, papieren handdoek, elektrische balans, kleine schaar, algemene histologische verwerkingsmiddelen (gesorteerd ethanol, xyleen, paraffine).
    2. Zodra dieren zijn geofferd, gebruik je water om de veren nat te maken. Dit is om de mogelijke besmetting als gevolg van vliegende veren te minimaliseren tijdens het openen van de borstkas.
    3. Open de borstholte voorzichtig zonder het hart te beschadigen. Gebruik een kleine schaar om de vasculatuur te snijden en verwijder voorzichtig het hart uit de borstholte. Laat een klein stukje (ongeveer 1-2 mm) vasculatuur aan het hart bevestigd, omdat dit handig kan zijn voor latere behandeling van het hart zonder het hart te beschadigen.
    4. Eenmaal verwijderd, spoel het hart in koude fosfaat gebufferde zoutoplossing om bloed te verwijderen en de spier te ontspannen. Dompel vervolgens het hart droog op keukenpapier voordat u weegt voor een nauwkeurige gewichtsmeting. Doe het hart 24 uur bij kamertemperatuur in 10x volumefixatief (4% fosfaat gebufferd formaldehyde). Vaste weefsels kunnen vervolgens worden verwerkt tot paraffineblokken of jarenlang bij 4 °C worden bewaard (niet aanbevolen als immunohistochie is gepland).
    5. Snijd voor het insluiten de weefsels op ongeveer 60% lengte van het hart, tellend vanaf de top(figuur 5A),voor een gemakkelijkere daaropvolgende verwerking. Een microtome mes wordt aanbevolen voor een snelle en verticale reiniging. Voor kippen ouder dan één dag, maak een andere snede op ongeveer 25-30% lengte van de top voor gemakkelijkere paraffinepenetratie en om het weefsel in weefselcassettes te laten passen.
    6. Verwerk de weefsels met de volgende omstandigheden (pas indien nodig aan): 70% ethanol gedurende 1 uur, 80% ethanol voor 1 uur, 95% ethanol voor 1 uur x2, 100% ethanol voor 30 min x2, xyleen voor 5 min x2, paraffine (smeltpunt 52-54 °C) gedurende 1,5 uur, paraffine (smeltpunt 62-64 °C) gedurende 1 uur, en sluit de weefsels vervolgens in een 3:1 mengsel van paraffine (smeltpunt 62-64 °C) in een 3:1 mengsel van paraffine (smeltpunt 62-64 °C) en vervolgens de weefsels in te bedden in een 3:1 mengsel van paraffine (smeltpunt 62-64 °C).
    7. Sectie het weefsel op 6 μm dikte. Houd zorgvuldig identieke relatieve posities van de doorsneden aan door de aanwezigheid en grootte van een anatomisch oriëntatiepunt (septomarginale trabecula) in de rechterventrikel te bevestigen. Bevestig een oriëntatiepunt met matige lengte op elke sectie(figuur 5B,pijl).
    8. Maak twee elektronische linialen met logoprogrammeur: Liniaal 1 is een rechte lijn met 7 straalmaatlijnen bevestigd aan het middelste punt, met 22,5° tussen twee aangrenzende meetlijnen. Liniaal 2 is slechts twee loodrechte lijnen in een T-vorm (figuur 5B).
    9. Meet met twee softwareprogramma's: Adobe Photoshop en ImageJ.
      1. In Photoshop wijzigt u het formaat van liniaal 1 (GEEN hervormen) om de twee uiteinden van de liniaal op de twee uiteinden van de vrije rechterventrikelwand te plaatsen, zodat de zeven maatlijnen op liniaal 1 elk de binnenste rechterventrikelwand ontmoeten. Gebruik vervolgens liniaal 2 om loodrechte metingen te verrichten van de binnen- naar de buitenluchtwand (figuur 5B).
      2. Gebruik ImageJ om de zeven metingen voor elk hart te maken.
    10. Afhankelijk van specifieke behoeften, analyseert u de zeven metingen of het gemiddelde voor één representatieve rechter ventriculaire wanddikte. Normaliseer tot het hele hartgewicht voor specifieke veranderingen in de dikte van de ventriculaire wand.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Blootstellingsresultaten
Luchtcelinjectie
Luchtcelinjectie kan zich ontwikkelende kippenembryo's effectief blootstellen aan verschillende agentia, die vervolgens kunnen worden gedetecteerd in de verzamelde monsters (serum, weefsel, enz.) van embryo's / broedkippen. Hier is een voorbeeld, waarin perfluoroctaanzuur (PFOA) werd geïnjecteerd in luchtcellen en serum PFOA-concentraties vervolgens werden bepaald met Ultra-performance vloeibare chromatografie-massaspectrometrie. De serumconcentraties komen overeen met de g...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het kippenembryo is al 200 jaar een klassiek model in ontwikkelingsstudies1. Onze methoden die in dit manuscript worden gepresenteerd, zijn gebruikt bij de beoordeling van verschillende milieuverontreinigingen, waaronder perfluoroctaanzuur, fijnstof en dieseluitlaat met succes5,7,8,9,10,11,<...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren geen belangenverstrengeling.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (Grant No. 91643203, 91543208, 81502835).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
4% fosfaat gebufferd formaldehydefixatiefBiosharp, Hefei, ChinaREF: BL539A
75% ethanolGuoyao,Shanghai,ChinaCAS:64-17-5
Biosignaling monitor BL-420E+Taimeng, Chengdu, ChinaBL-420E+
Candling lampZhenwei, Dezhou, ChinaWZ-001
Disponeerbare spuitZhiyu, Jiangsu, China
Ei-incubatorKeyu,Dezhou, ChinaKFX
Elektrische balansOHAUS, Shanghai, ChinaAR 224CN
Elektro-thermische incubatorShenxian, Shanghai, ChinaDHP-9022
Absolute ethanolGuoyao,Shanghai,ChinaCAS:64-17-5
Fertiel kippeneiJianuo, Jining, China
Hematoxyline en Eosine Staining KitBeyotime, Beijing, ChinaC0105
Histologie paraffineAladdin, Shanghai, ChinaP100928-500gSmeltpunt 52~54°C
Histologie paraffineAladdin, Shanghai, ChinaP100936-500gSmeltpunt 62~64°C
IV katheterKDL, Zhejiang, ChinaDe katheters moeten zachte, plastic zijn.
LentivirusGenechem, Shanghai, ChinaDe lentivirussen werden individueel ontworpen/gesynthetiseerd door Genechem.
Masson's trichrome staining kitSolarbio, Beijing, ChinaG1340
Metaal sondeJinuotai, Beijing, China
Microinjector (5 uL)Anting,Shanghai, China
MicroscoopCAIKON, Shanghai, ChinaXSP-500
MicrotoomLeica, DuitslandHistoCore BIOCUT
Microtoom mesLeica,DuitslandLeica 819
Pentobarbituaal natriumYitai Technology Co. Ltd.,  Wuhan, ChinaCAS: 57-33-0
Pipetter(10ul)Sartorius, Duitsland
PovidonjodideLongyuquan, Taian, China
SchaarAnqisheng,Suzhou, China
Steriele zoutoplossingKelun,Chengdu, China
ZonnebloemolieMighty Jiage, Jiangsu, ChinaElke commerciële zonnebloemolie voor menselijke consumptie zou moeten werken
TapeM&G, Shanghai, China
Tedlar PVF Zak (5L)Delin, Dalian, China
Vortex mixerSCILOGEX, Rocky Hill, CT, VSMX-F
XYleenGuoyao,Shanghai,ChinaCAS:1330-20-7
```

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kain, K. H., et al. The chick embryo as an expanding experimental model for cancer and cardiovascular research. Developmental Dynamics. 243 (2), 216-228 (2014).
  2. Menna, T. M., Mortola, J. P. Effects of posture on the respiratory mechanics of the chick embryo. Journal of Experimental Zoology. 293 (5), 450-455 (2002).
  3. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Journal of Morphology. 88 (1), 49-92 (1951).
  4. Yamamoto, F. Y., Neto, F. F., Freitas, P. F., Oliveira Ribeiro, C. A., Ortolani-Machado, C. F. Cadmium effects on early development of chick embryos. Environmental Toxicology and Pharmacology. 34 (2), 548-555 (2012).
  5. Lv, N., et al. The roles of bone morphogenetic protein 2 in perfluorooctanoic acid induced developmental cardiotoxicity and l-carnitine mediated protection. Toxicology and Applied Pharmacology. 352, 68-76 (2018).
  6. Kmecick, M., Vieira da Costa, M. C., Oliveria Ribeiro, C. A., Ortolani-Machado, C. F. Morphological evidence of neurotoxic effects in chicken embryos after exposure to perfluorooctanoic acid (PFOA) and inorganic cadmium. Toxicology. 4227, 152286(2019).
  7. Jiang, Q., Lust, R. M., Strynar, M. J., Dagnino, S., DeWitt, J. C. Perflurooctanoic acid induces developmental cardiotoxicity in chicken embryos and hatchlings. Toxicology. 293 (1-3), 97-106 (2012).
  8. Jiang, Q., et al. In ovo very early-in-life exposure to diesel exhaust induced cardiopulmonary toxicity in a hatchling chick model. Environmental Pollution. 264, 114718(2020).
  9. Jiang, Q., Lust, R. M., DeWitt, J. C. Perfluorooctanoic acid induced-developmental cardiotoxicity: are peroxisome proliferator activated receptor alpha (PPARalpha) and bone morphorgenic protein 2 (BMP2) pathways involved. Journal of Toxicology and Environmental Health, Part A. 76 (11), 635-650 (2013).
  10. Jiang, Q., et al. Changes in the levels of l-carnitine, acetyl-l-carnitine and propionyl-l-carnitine are involved in perfluorooctanoic acid induced developmental cardiotoxicity in chicken embryo. Environmental Toxicology and Pharmacology. 48, 116-124 (2016).
  11. Zhao, M., et al. The role of PPAR alpha in perfluorooctanoic acid induced developmental cardiotoxicity and l-carnitine mediated protection-Results of in ovo gene silencing. Environmental Toxicology and Pharmacology. 56, 136-144 (2017).
  12. Jiang, Q., et al. Particulate Matter 2.5 Induced Developmental Cardiotoxicity in Chicken Embryo and Hatchling. Front Pharmacol. 11, 841(2020).
  13. Molina, E. D., et al. Effects of air cell injection of perfluorooctane sulfonate before incubation on development of the white leghorn chicken (Gallus domesticus) embryo. Environmental Toxicology and Chemistry. 25 (1), 227-232 (2006).
  14. Crump, D., Chiu, S., Williams, K. L. Bis-(3-allyl-4-hydroxyphenyl) sulfone decreases embryonic viability and alters hepatic mRNA expression at two distinct developmental stages in chicken embryos exposed via egg injection. Environmental Toxicology and Chemistry. 37 (2), 530-537 (2018).
  15. Franci, C. D., et al. Potency of polycyclic aromatic hydrocarbons in chicken and Japanese quail embryos. Environmental Toxicology and Chemistry. 37 (6), 1556-1564 (2018).
  16. Rand, M. D., et al. Developmental exposure to methylmercury and resultant muscle mercury accumulation and adult motor deficits in mice. Neurotoxicology. 81, 1-10 (2020).
  17. Tanaka, T., Suzuki, T., Inomata, A., Moriyasu, T. Combined effects of maternal exposure to fungicides on behavioral development in F1 -generation mice: 2. Fixed-dose study of thiabendazole. Birth Defects Research. , (2020).
  18. Kofman, O., Lan, A., Raykin, E., Zega, K., Brodski, C. Developmental and social deficits and enhanced sensitivity to prenatal chlorpyrifos in PON1-/- mouse pups and adults. PLoS One. 15 (9), 0239738(2020).
  19. Kischel, A., Audouard, C., Fawal, M. A., Davy, A. Ephrin-B2 paces neuronal production in the developing neocortex. BMC Developmental Biology. 20 (1), 12(2020).
  20. Okolo, F., Zhang, G., Rhodes, J., Gittes, G. K., Potoka, D. A. Intra-Amniotic Sildenafil Treatment Promotes Lung Growth and Attenuates Vascular Remodeling in an Experimental Model of Congenital Diaphragmatic Hernia. Fetal Diagnosis and Therapy. , 1-13 (2020).
  21. Vyslouzil, J., et al. Subchronic continuous inhalation exposure to zinc oxide nanoparticles induces pulmonary cell response in mice. Journal of Trace Elements in Medicine and Biology. 61, 126511(2020).
  22. Wahle, T., et al. Evaluation of neurological effects of cerium dioxide nanoparticles doped with different amounts of zirconium following inhalation exposure in mouse models of Alzheimer's and vascular disease. Neurochemistry International. 138, 104755(2020).
  23. Tanabe, K. Three-Dimensional Echocardiography- Role in Clinical Practice and Future Directions. Circ J. 84 (7), 1047-1054 (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Chicken Embryo ModelDevelopmental CardiotoxicityEnvironmental PollutantsAir Cell InjectionMicroinjection MethodAir Cell InfusionCardiac Function AssessmentElectrocardiography AnalysisHistological AssessmentMolecular Assessment

Gerelateerde artikelen