Hier presenteren we een nieuw protocol om de gerichte afzetting van medicijndragers aan endotheelcellen in gefabriceerde, reële, driedimensionale menselijke slagadermodellen onder fysiologische stroom te bestuderen en in kaart te brengen. De gepresenteerde methode kan dienen als een nieuw platform voor het richten van medicijndragers binnen het vasculaire systeem.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
In vitro 3D-celgekweekte arteriële modellen voor het bestuderen van vasculaire drugtargeting onder stroom
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Het gebruik van driedimensionale (3D) modellen van menselijke slagaders, die zijn ontworpen met de juiste afmetingen en anatomie, maakt de juiste modellering van verschillende belangrijke processen in het cardiovasculaire systeem mogelijk. Onlangs, hoewel verschillende biologische studies zijn uitgevoerd met behulp van dergelijke 3D-modellen van menselijke slagaders, zijn ze niet toegepast om vasculaire targeting te bestuderen. Dit artikel presenteert een nieuwe methode om echte, gereconstrueerde menselijke arteriële modellen te fabriceren met behulp van een 3D-printtechniek, ze te belijnen met menselijke endotheelcellen (EC's) en deeltjestargeting onder fysiologische stroom te bestuderen. Deze modellen hebben het voordeel dat ze de fysiologische grootte en omstandigheden van bloedvaten in het menselijk lichaam repliceren met behulp van goedkope componenten. Deze techniek kan dienen als een nieuw platform voor het bestuderen en begrijpen van geneesmiddeltargeting in het cardiovasculaire systeem en kan het ontwerp van nieuwe injecteerbare nanomedicijnen verbeteren. Bovendien kan de gepresenteerde aanpak belangrijke instrumenten bieden voor de studie van gerichte levering van verschillende agentia voor hart- en vaatziekten onder patiëntspecifieke stromings- en fysiologische omstandigheden.
Inleiding
Verschillende benaderingen zijn onlangs toegepast met behulp van 3D-modellen van menselijkeslagaders 1,2,3,4,5. Deze modellen repliceren de fysiologische anatomie en omgeving van verschillende slagaders in het menselijk lichaam in vitro. Ze zijn echter voornamelijk gebruikt in celbiologiestudies. De huidige studies naar vasculaire targeting van deeltjes op het endotheel omvatten in silico computationele simulaties6,7,8, in vitro microfluïdische modellen9,10,11, en in vivo diermodellen12. Ondanks de inzichten die ze hebben gegeven, zijn deze experimentele modellen er niet in geslaagd om het targetingproces dat plaatsvindt in menselijke slagaders nauwkeurig te simuleren, waarbij de bloedstroom en hemodynamica dominante factoren vormen. Bijvoorbeeld, de studie van deeltjes gericht op atherosclerotische gebieden in de halsslagader bifurcatie, die bekend staan om hun complexe recirculatie stroompatroon en wandschaar stress gradiënt, kan van invloed zijn op de reis die de deeltjes maken voordat ze het endotheel13,14,15,16bereiken . Daarom moeten deze studies worden uitgevoerd onder omstandigheden die de fysiologische omgeving repliceren, d.w.z.grootte, dimensie, anatomie en stromingsprofiel.
Onlangs heeft deze onderzoeksgroep 3D-gereconstrueerde menselijke arteriële modellen gemaakt om de afzetting en targeting van deeltjes op de vasculatuur17te bestuderen. De modellen waren gebaseerd op geometrische 3D-replica's van menselijke bloedvaten, die vervolgens werden gekweekt met menselijke EC's die vervolgens hun binnenwanden bekleedden. Bovendien, wanneer onderworpen aan een perfusiesysteem dat fysiologische stroom produceert, repliceerden de modellen nauwkeurig fysiologische omstandigheden. Het perfusiesysteem is ontworpen om vloeistoffen met een constant debiet te perfuseren, met behulp van een peristaltische pomp in zowel gesloten als open circuitconfiguraties (figuur 1). Het systeem kan worden gebruikt als een gesloten circuit om deeltjesdepositie en targeting in kaart te brengen op de cellen die in het halsslagadermodel zijn gezaaid. Bovendien kan het worden gebruikt als een open circuit om niet-hechtende deeltjes aan het einde van de experimenten uit te wassen en het systeem te reinigen en te onderhouden. Dit artikel presenteert protocollen voor de fabricage van 3D-modellen van de menselijke halsslagadersplitsing, het ontwerp van het perfusiesysteem en het in kaart brengen van de afzetting van gerichte deeltjes in de modellen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
OPMERKING: Dit protocol beschrijft de fabricage van een 3D-model van de halsslagader en kan worden toegepast om elke andere slagader van belang te genereren door simpelweg de geometrische parameters te wijzigen.
1. Ontwerp en fabricage van een 3D-bifurcatie van het menselijke halsslagadermodel
- Kies afbeeldingen van patiënten of eerder bestudeerde geometrieën van de menselijke halsslagader bifurcatie en maak een computerondersteund ontwerpmodel van de mal die moet worden afgedrukt.
OPMERKING: De slagadersplitsing van de halsslagader heeft één inlaat en twee uitlaten. Het is belangrijk om een 3D-malframe rond de slagader te ontwerpen en tijdelijke printsteunen tussen het frame en de slagadervorm(figuur 2A-C). - Print de geometrieën met een 3D-printer. Knip de tijdelijke druksteunen en gebruik schuurpapier om de mallen te polijsten en glad te strijken, vooral in de gebieden waar de steunen zijn gesneden. Spoel het geschuurde model af met isopropylalcohol om het plastic stof te verwijderen en laat het 2-3 uur volledig drogen in een chemische kap.
OPMERKING: Hier werden de geprinte mallen gemaakt van heldere hars v4(figuur 2D,E). - Om het plastic gemakkelijk op te lossen, spuit je de mallen met transparante lak in een chemische kap en laat je het 1 uur aan de lucht drogen. Herhaal dit 3x.
OPMERKING: Hier werd 2X Ultra Cover Clear Spray gebruikt, maar elke andere soort moet geschikt zijn zolang het geen houtlak is. Controleer of er geen blootgesteld plastic meer over is, omdat het plastic kan reageren met de siliconen en kan voorkomen dat het goed stolt. De kwaliteit van het gespoten oppervlak bepaalt de kwaliteit van het oppervlak van het uiteindelijke siliconenmodel. - Snijd transparante rechthoekige dia's / stroken glad plastic van dezelfde afmetingen als het malframe en lijm ze met behulp van de lak aan alle zijden en vanaf één kant van het frame, zodat het aan de onderkant wordt afgedicht en aan de bovenkant wordt geopend. Breng de lak aan met een kwast in een chemische kap en laat de dia's minstens 24 uur volledig drogen (Afbeelding 2F).
- Om het siliconenrubbermengsel te bereiden, voegt u vloeibare siliconen met het uithardingsmiddel (massaverhouding 1:10) toe aan een plastic plaat en roert u grondig om een volledige menging te garanderen. Voeg voor het halsslagadermodel 54 g siliconen en 6 g uithardingsmiddel toe.
- Koel het mengsel gedurende 15 minuten bij 4 °C en ontgast het vervolgens in een vacuümdesiccator totdat alle luchtbellen zijn geëlimineerd. Plaats de mal in de desiccator (met de open kant naar boven gericht), giet langzaam het siliconenmengsel in de mal en verwijder opnieuw de luchtbellen totdat het mengsel helder is.
- Laat de mal 's nachts bij kamertemperatuur met de siliconen staan (laat deze indien mogelijk zonder vacuüm in de desiccator liggen). Als het mengsel nog niet volledig is gedroogd, incubeer het dan nog een paar uur op 60 °C.
- Zodra het mengsel volledig droog is, verwijdert u de transparante dia's en dompelt u het model gedurende 48 uur onder in absolute aceton in een chemische kap totdat het plastic volledig is opgelost. Verwijder eventuele plastic restjes met een houten stok. Om de aceton die in het model gevangen zit te verdampen, incubeer je het minstens 4 dagen bij 60 °C voordat je de cellen zaait.
2. Celkweek en zaaien in modellen
- Bereid drie connectoren voor het halsslagadermodel voor: één voor de inlaat en twee voor de uitgangen (zie materiaaltabel). Steriliseer het model en de connectoren door ultraviolette bestraling gedurende 20 minuten in een biologische kap.
- Bedek de modellen met 4 ml fibronectine van 100 μg/ml (in 1x fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS)) gedurende 2 uur bij 37 °C of 's nachts bij 4 °C. Injecteer de fibronectineoplossing in het model via de inlaat met behulp van een plastic spuit van 5 of 10 ml. Verwijder de fibronectine door de uitlaat en was het model met EC-medium.
- Schors 2,5 × 106 cellen/ml menselijke navelstreng endotheelcellen (HUVECs, passage < 6) en vul het model met 4 ml van de celsuspensie met een plastic spuit van 5 of 10 ml (figuur 3A). Plaats het model op een rotator in een incubator (37 °C) met een snelheid van 1 tpm gedurende 48 uur om een homogene seeding te garanderen. Zorg ervoor dat het model goed aan de rotator is bevestigd (afbeelding 3B). Verander het medium na 24 uur in een biologische kap en keer terug naar de rotator in de incubator voor nog eens 24 uur.
OPMERKING: Na 24 uur worden de cellen gezaaid en kunnen ze met een microscoop worden bekeken. - Verwijder het model uit de rotator en was met 1x PBS met een plastic spuit van 10 ml. Om de cellen te fixeren, incubeer de cellen met 4 ml 4% paraformaldehyde (PFA) gedurende 15 minuten in een chemische kap en spoel vervolgens 3x met PBS. Voeg 4 ml PBS toe en bewaar bij 4 °C tot het experiment (figuur 3C). Beits de cellen in het model met behulp van standaard kleurprotocollen(bijv. nucleaire kleuring met 4′,6-diamidino-2-fenylindole (DAPI), figuur 3D).
3. Ontwerp van het perfusiesysteem
- Het perfusiesysteem heeft twee inhammen en twee uitlaatbuizen. Voeg de twee inlaten samen in één 4 mm ID-buis en opnieuw in twee 6 mm ID-buizen, die verbinding maken met de peristaltische pomp. Voeg de twee 6 mm ID-buizen die uit de peristaltische pomp komen samen in een enkele buis van 4 mm en sluit deze aan op een oscillatieklep om eventuele oscillaties uit de pomp te elimineren. Gebruik een fles met een smalle mond van 250 ml met een deksel met drie openingen als demper.
- Sluit een opening aan op de inlaat van de pomp, sluit de tweede met een kurk die wordt gebruikt voor drukontluchting in noodgevallen en verleng de derde opening (die de uitlaat is) naar de bodem van de fles.
- Sluit de demper aan op de inlaat van het gekweekte halsslagadermodel met behulp van de uitlaatslang. Voeg de twee uitgangen van het model samen tot één slang, die de uitlaat van het systeem zal zijn (alle buizen zijn 4 mm ID).
- Verdeel de uitlaatslangen over twee uitlaatbuizen (één voor het gesloten circuit en één voor de afvalcontainer in het open circuit). Bevestig een plastic klem aan elke buis.
OPMERKING: De combinatie van open/gesloten klemmen bepaalt of het systeem zich in een gesloten of open circuitconfiguratie bevindt. Zoals weergegeven in figuur 1, is het systeem een gesloten circuit als de klemmen a en d dicht zijn terwijl b en c open zijn; het omgekeerde brengt het systeem naar de configuratie van het open circuit. - Bereid drie containers voor: één die 300 ml vloeistof kan bevatten (voor gesloten circuit) en twee andere van elk 1 L: een voor wassen en de andere voor afval (voor open circuit).
4. Configuratie met gesloten circuit: perfusie-experiment en beeldvorming
- Voeg 300 ml PBS toe aan de gesloten circuitcontainer, wat voldoende is om het hele systeem te vullen, inclusief de slang en het model. Plaats één inlaatbuis en één uitlaatbuis (open klemmen b en c) in de container.
- Vul de 1 L wascontainer met gedestilleerd water (voor het wassen aan het einde van het experiment) en laat de andere 1 L afvalcontainer leeg. Plaats de andere inlaat- en uitlaatslangen (sluit de klemmen a en d) respectievelijk in de was- en afvalcontainers.
- Haal het model met vaste cel gekweekte halsslagader uit de opslag van 4 °C en maak de PBS leeg. Sluit de inlaat en de uitlaat van de halsslagader aan zoals beschreven in stap 3.3-3.4. Laat het model niet lang droog staan. Zodra het model is aangesloten, activeert u de pomp om vloeistof te doorlaten.
- Plaats het halsslagadermodel onder de microscoop. Open de slang vóór de inlaat en na de uitlaat van het halsslagadermodel. Zet de peristaltische pomp op 10 tpm en zet hem aan. Verhoog de snelheid in stappen van 5 tpm, elke 4-5 minuten. Zorg ervoor dat er geen lekkages zijn.
- Voeg bij 100 tpm, wat gelijk is aan het maximale debiet van de fysiologische golfvorm van de menselijke halsslagader (~400 ml/min), fluorescerende carboxylated polystyreendeeltjes (PS) (2 μm, bij een concentratie van 1,6 μg/ml) toe aan de 300 ml PBS in de gesloten circuitcontainer. Beeld de regio van belang elke 10 s voor 1,5 uur (nog steeds enkele beelden of video indien nodig).
5. Open-circuit configuratie: de wasstap
- Open de klemmen van de was- en afvalbuizen in de 1 L-containers (klemmen a en d) en sluit onmiddellijk de klemmen van zowel de inlaat- als uitlaatbuizen in de 300 ml container (klemmen b en c) om het systeem te veranderen van een gesloten naar een open circuitconfiguratie.
- Laat het grootste deel van het water bij 100 tpm van de wascontainer naar de afvalcontainer stromen. Voordat het volledig wordt overgebracht, drukt u op stop op de peristaltische pomp en sluit u de buisklemmen vóór de inlaat en na de uitlaat van het halsslagadermodel.
- Maak met behulp van de juiste filters beelden van het model in het interessegebied om de afzetting en hechting van deeltjes aan de cellen te laten zien. Koppel het halsslagadermodel los. Voeg voorzichtig en langzaam 4 ml PBS met een spuit van 10 ml toe door de inlaat van het model.
- Sluit een "dummy-model" aan (dat ook een siliconenrubberen 3D-halsslagadermodel is dat alleen wordt gebruikt voor het wassen, zonder gekweekte cellen) in plaats van het halsslagadermodel en spoel het systeem af. Voeg nog eens 1 L water toe en was het systeem opnieuw totdat al het water van de wascontainer naar het afval is overgebracht. Schakel de peristaltische pomp uit.
6. Gegevensverzameling en -analyse
- Verkrijg een digitale film van deeltjesdepositie in het gebied van belang met de beelden die tijdens het experiment zijn gemaakt, met behulp van een aangepaste softwarecode (zie de tabel met materialen).
- Voor het in kaart brengen van de afzetting van de deeltjes langs het model, tegel meerdere afbeeldingen om het onderzochte interessegebied te bestrijken (figuur 4A, B).
OPMERKING: Er kan een aangepaste softwarecode worden geschreven om het aantal aangehechte deeltjes op een plaats van belang te kwantificeren (een monsterbestand is verstrekt als aanvullende informatie)17.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Dit artikel presenteert een nieuw protocol om de afzetting van deeltjes in echte 3D-menselijke slagadermodellen in kaart te brengen, wat een nieuw platform kan bieden voor onderzoek naar medicijnafgifte. Met behulp van een 3D-printtechniek werd een model van de menselijke halsslagader vervaardigd (figuur 2). Het model is gemaakt van siliconenrubber en gezaaid met menselijke EC's (figuur 3). Belangrijk is dat dit protocol de replicatie van fysiologische omstandig...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
De huidige benaderingen voor het bestuderen van vasculaire targeting van deeltjes schieten tekort bij het repliceren van de fysiologische omstandigheden in het menselijk lichaam. Hier wordt een protocol gepresenteerd om 3D-gereconstrueerde modellen van menselijke slagaders te fabriceren om deeltjestargeting te bestuderen op de EC's die de slagader bekleden onder fysiologische stroom die wordt toegepast met behulp van een aangepast perfusiesysteem. Bij het kiezen van het materiaal voor 3D-printen, is het het beste om een ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs verklaren geen belangenconflicten.
Dankbetuigingen
Dit werk werd ondersteund door de Israel Science Foundation (ISF-subsidie # 902/18). Maria Khoury's beurs werd ondersteund door the Baroness Ariane de Rothschild Women Doctoral Program.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 3D printer | FormLabs | PKG-F2-REFURB | |
| Acetone, absolute (AR grade) | |||
| Connectors | Nordson Medical | FTLL013-1 | Female Luer |
| FTLL230-1 | Female Luer | ||
| FTLL360-1 | Female Luer | ||
| LP4-1 | Male Luer Integral Lock | ||
| Damper | Thermo-Fisher Scientific | DS2127-0250 | Nalgene Polycarbonate, Validation Bottle |
| Damper Cover | Thermo-Fisher Scientific | 2162-0531 | Nalgene Filling/Venting Closures |
| Elastosil Elastosil RT 601 A | Wacker | 60003805 | |
| Elastosil RT 601 B | Wacker | 60003817 | The crosslinker |
| Endothelial Cell Media | ScienCell | 1001 | |
| Fibrontectin | Sigma Aldrich | F0895-5mg | |
| HUVEC | Lonza | CC-2519 | |
| Isopropyl alcohol, AR grade 99.5% | Remove plastic dust from the sanded model | ||
| Lacquer | Rust-Oleum | 2X-Ultra cover Gloss Clear | |
| Matlab | Mathworks | https://www.mathworks.com/products/matlab.html | |
| Microscope | Nikon | SMZ25 | |
| Microscope Camera | Nikon | DS-Qi2 | |
| Peristaltic pump | Watson Marlow | 530U IP31 | With 2 pumpheads: 313D |
| Plastic tube clamp | Quickun | 1-2240-stopvalve-2pcs | |
| Polystyrene Particles | Thermo-Fisher Scientific | F8827 | Diameter = 2 µm |
| Printer resin | FormLabs | RS-F2-GPCL-04 | |
| Rotator | ELMI Ltd. | Intelli-Mixer RM-2 | |
| Solidworks | SolidWorks Corp., Dassault Systèmes | https://www.solidworks.com/ | |
| Tubing | Watson Marlow | 933.0064.016 | Tubing for the pump: 6.4 mm ID |
| All the other tubing: Silicon tubing: 4 mm ID |
Referenties
- Chiu, J. J., et al. Analysis of the effect of disturbed flow on monocytic adhesion to endothelial cells. Journal of Biomechanics. 36 (12), 1883-1895 (2003).
- Martorell, J., et al. Extent of flow recirculation governs expression of atherosclerotic and thrombotic biomarkers in arterial bifurcations. Cardiovascular Research. 103 (1), 37-46 (2014).
- Karino, T., Goldsmith, H. L. Flow behaviour of blood cells and rigid spheres in an annular vortex. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 279 (967), 413-445 (1977).
- Goldsmith, H. L., Karino, T. Platelets in a region of disturbed flow. Transactions - American Society for Artificial Internal Organs. 23, 632-638 (1977).
- Farcas, M. A., Rouleau, L., Fraser, R., Leask, R. L. The development of 3-D, in vitro, endothelial culture models for the study of coronary artery disease. Biomedical Engineering Online. 8, 30(2009).
- Peng, B., et al. Modeling nanoparticle targeting to a vascular surface in shear flow through diffusive particle dynamics. Nanoscale Research Letters. 10 (1), 942(2015).
- Shah, S., Liu, Y., Hu, W., Gao, J. Modeling particle shape-dependent dynamics in nanomedicine. Journal of Nanoscience and Nanotechnology. 11 (2), 919-928 (2011).
- Hossain, S. S., Hughes, T. J., Decuzzi, P. Vascular deposition patterns for nanoparticles in an inflamed patient-specific arterial tree. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 13 (3), 585-597 (2014).
- Charoenphol, P., Huang, R. B., Eniola-Adefeso, O. Potential role of size and hemodynamics in the efficacy of vascular-targeted spherical drug carriers. Biomaterials. 31 (6), 1392-1402 (2010).
- Ta, H. T., Truong, N. P., Whittaker, A. K., Davis, T. P., Peter, K. The effects of particle size, shape, density and flow characteristics on particle margination to vascular walls in cardiovascular diseases. Expert Opinion on Drug Delivery. 15 (1), 33-45 (2018).
- Cooley, M., et al. Influence of particle size and shape on their margination and wall-adhesion: implications in drug delivery vehicle design across nano-to-micro scale. Nanoscale. 10 (32), 15350-15364 (2018).
- Jiang, X. Y., et al. Quantum dot interactions and flow effects in angiogenic zebrafish (Danio rerio) vessels and human endothelial cells. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology, and Medicine. 13 (3), 999-1010 (2017).
- Zarins, C. K., et al. Carotid bifurcation atherosclerosis. Quantitative correlation of plaque localization with flow velocity profiles and wall shear stress. Circulation Research. 53 (4), 502-514 (1983).
- Chien, S. Effects of disturbed flow on endothelial cells. Annals of Biomedical Engineering. 36 (4), 554-562 (2008).
- Malek, A. M., Alper, S. L., Izumo, S. Hemodynamic shear stress and its role in atherosclerosis. JAMA. 282 (21), 2035-2042 (1999).
- Glagov, S., Zarins, C., Giddens, D. P., Ku, D. N. Hemodynamics and atherosclerosis. Insights and perspectives gained from studies of human arteries. Archives of Pathology & Laboratory Medicine. 112 (10), 1018-1031 (1988).
- Khoury, M., Epshtein, M., Zidan, H., Zukerman, H., Korin, N. Mapping deposition of particles in reconstructed models of human arteries. Journal of Controlled Release. 318, 78-85 (2020).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
