Oppervlakteactieve depletie in combinatie met schadelijke ventilatie resulteert in een reproduceerbaar model van het Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS)

Samenvatting

Een combinatie van oppervlakteactieve stof washout met 0,9% zoutoplossing (35 ml/kg lichaamsgewicht, 37 °C) en een hoge getijdevolumeventilatie met een lage PEEP om matig beademingsgeïnduceerd longletsel (VILI) te veroorzaken, resulteert in experimenteel acuut respiratoir distress syndroom (ARDS). Deze methode biedt een model van longletsel met lage/ beperkte rekrutering om het effect van verschillende ventilatiestrategieën voor langere periodes te bestuderen.

Samenvatting

Er bestaan verschillende diermodellen om de complexe pathomechanismen van het acute respiratoire distress syndroom (ARDS) te bestuderen. Deze modellen omvatten pulmo-arteriële infusie van oliezuur, infusie van endotoxinen of bacteriën, cecale ligatie en punctie, verschillende pneumoniemodellen, longischemie / reperfusiemodellen en, natuurlijk, oppervlakteactieve depletiemodellen, onder anderen. Oppervlakteactieve depletie veroorzaakt een snelle, reproduceerbare verslechtering van de longgasuitwisseling en hemodynamica en kan worden geïnduceerd bij verdoofde varkens met herhaalde longspoeling met 0,9% zoutoplossing (35 ml/kg lichaamsgewicht, 37 °C). Het oppervlakteactieve stofdepletiemodel ondersteunt onderzoeken met standaard respiratoire en hemodynamische monitoring met klinisch toegepaste apparaten. Maar het model lijdt aan een relatief hoge rekrutering en ventilatie met hoge luchtwegdrukken kan de ernst van het letsel onmiddellijk verminderen door heropening in de longgebieden. Dit model is dus niet geschikt voor onderzoek naar ventilatorregimes die hoge luchtwegdrukken gebruiken. Een combinatie van oppervlakteactieve depletie en schadelijke ventilatie met een hoog getijdevolume/lage positieve eindvervaldruk (hoge Tv/lage PEEP) om door de beademing geïnduceerd longletsel (VILI) te veroorzaken, zal de rekruteerbaarheid van het resulterende longletsel verminderen. De voordelen van een tijdige inductie en de mogelijkheid om experimenteel onderzoek uit te voeren in een omgeving die vergelijkbaar is met een intensive care-unit blijven behouden.

Inleiding

De mortaliteit van het acute respiratory distress syndrome (ARDS) blijft hoog met waarden boven 40%^1, ondanks intensief onderzoek sinds de eerste beschrijving door Ashbough en Petty in 1967². Natuurlijk is het onderzoek naar nieuwe therapeutische benaderingen beperkt in de kliniek vanwege ethische zorgen en het gebrek aan standaardisatie van de onderliggende pathologieën, omgevingsomstandigheden en co-medicijnen, terwijl diermodellen systematisch onderzoek onder gestandaardiseerde omstandigheden mogelijk maken.

Experimentele ARDS is dus geïnduceerd bij grote dieren (bv. varkens) of kleine dieren (bv. knaagdieren) met behulp van verschillende methoden, zoals pulmo-arteriële infusie van oliezuur, intraveneuze (i.v.) infusie van bacteriën en endotoxinen, of cecale ligatie- en punctiemodellen (CLP) die sepsis-geïnduceerde ARDS veroorzaken. Daarnaast worden directe longletsels veroorzaakt door brandwonden en rookinhalatie of longischemie/reperfusie (I/R) gebruikt³. Een veel gebruikt model van direct longletsel is oppervlakteactieve depletie met longspoeling zoals voor het eerst beschreven door Lachmann et al. bij cavia's⁴.

Oppervlakteactieve depletie is een zeer reproduceerbare methode die snel resulteert in compromissen in gasuitwisseling en hemodynamica⁵. Een groot voordeel is de mogelijkheid om oppervlakteactieve stoffen toe te passen bij grote soorten die ondersteunend onderzoek mogelijk maken met klinisch gebruikte mechanische ventilatoren, katheters en monitoren. Een groot nadeel van het oppervlakteactieve depletiemodel is echter de onmiddellijke rekrutering van atelectatische longgebieden wanneer hoge luchtwegdrukken of rekruteringsmanoeuvres, zoals gevoelige positionering, worden toegepast. Het model is dus niet geschikt om bijvoorbeeld geautomatiseerde ventilatie met hoge PEEP-niveaus gedurende langere tijd te onderzoeken⁶. Yoshida et al. beschreven een combinatie van oppervlakteactieve uitputting en ventilatie met hoge inspiratoire luchtwegdrukken om experimentele ARDS⁷te induceren, maar hun model vereist een uitgebreid onderhoud van de partiële zuurstofdruk (P_aO₂) in een vooraf gedefinieerde gang via herhaalde bloedgasbemonstering en aanpassing van de rijdruk volgens een schuiftafel van inspiratoire druk en PEEP.

Over het algemeen kan een model met een te agressieve schadelijke ventilatie of een moeizame, herhaalde aanpassing van het ventilatieregime leiden tot structurele schade aan de longen, die te ernstig is en resulteert in daaropvolgende meervoudige orgaanfalen. Dit artikel geeft dus een gedetailleerde beschrijving van een gemakkelijk haalbaar model van oppervlakteactieve uitputting plus schadelijke ventilatie met hoge tv / lage PEEP voor inductie van experimentele ARDS, die onderzoek ondersteunt met klinisch gebruikte ventilatieparameters voor langere perioden.

Protocol

De experimenten werden uitgevoerd bij de afdeling Experimentele Geneeskunde, Charité - Universitaire Geneeskunde, Berlijn, Duitsland (gecertificeerd volgens de EN DIN ISO 9001:2000) en werden voorafgaand aan de experimenten goedgekeurd door de federale autoriteiten voor dieronderzoek in Berlijn, Duitsland (G0229/18). De principes van proefdierverzorging werden gebruikt in alle experimenten en zijn in overeenstemming met de richtlijnen van de Europese en Duitse Vereniging voor Laboratoriumdierwetenschappen.

1. Proefdieren en dierenwelzijn

1. Voer alle experimenten uit bij diep verdoofde mannelijke varkens (Duitse Landrace × Large White) van 3-4 maanden oud met een lichaamsgewicht (bw) van 30-40 kg.

2. Anesthesie, intubatie en mechanische ventilatie

1. Zorg niet voor droogvoer gedurende 12 uur voorafgaand aan anesthesie om een volle maag van de varkens te voorkomen. Geef gratis toegang tot water en stro/hooi om stress te minimaliseren.
2. Premedicaat met een intramusculaire injectie van een combinatie van azaperon (3 mg/kg lichaamsgewicht), atropine (0,03 mg/kg lichaamsgewicht), ketamine (25 mg/kg lichaamsgewicht) en xylazine (3,5 mg/kg lichaamsgewicht) in de nekspier van het varken, terwijl de dieren nog steeds in hun huisvesting worden gehouden om stress te minimaliseren.
   OPMERKING: Dagelijkse training van het aaien van de nek van het dier tijdens het voeren van een paar suikerklontjes voorafgaand aan het experiment en het aanbrengen van de injectie tijdens het voeren van suikerklontjes op de getrainde manier zal een soepele premedicatie vergemakkelijken en stress verder verminderen.
   1. Plaats het dier op een brancard en bedek de ogen met een doek voor transport zodra een adequaat niveau van anesthesie is bereikt.
   2. Breng het varken over naar het operatietheater en zorg altijd voor voldoende spontane ademhaling.
   3. Neem een zuurstofcilinder, een slang en een masker om extra zuurstof te leveren tijdens het transport van de varkens, als de huisvestingsfaciliteiten niet grenzen aan het laboratorium.
   4. Plaats het varken in de gevoelige positie en preoxygenaat met een masker dat past bij de snuit van het dier met behulp van een hoge zuurstofstroom (bijv. 10 L/min).
3. Gebruik een perifere aderkatheter (meestal 18 of 20 G) om veneuze toegang te krijgen. Plaats de perifere aderkatheter in een van de ooraders na een veegprocedure met alcoholswaps.
   1. Start een infusie met een uitgebalanceerde kristalloide oplossing en zorg voor de juiste plaatsing van de katheter voor een volgende infusie van anesthetica.
   2. Giet 500 ml van een uitgebalanceerde kristalloideoplossing als bolus i.v. gevolgd door een continue infusie van 4 ml/kg/h voor vloeistofondersteuning.
   3. Begin met het bewaken van de perifere zuurstofverzadiging (SpO₂) door de SpO_2-sensoraan een van de oren of de staart vast te stellen.
4. Induceer anesthesie door propofol te injecteren (ongeveer 5-10 mg/ kg - de exacte dosis hangt af van het effect van de premedicatie en verschilt van dier tot dier) voor orotracheale intubatie.
   OPMERKING: Voorafgaande injectie van een opioïde zal de intubatie verder vergemakkelijken, maar vereist voldoende ervaring om een voortijdige apneu van het dier te voorkomen. Een injectie van 100 μg fentanyl (fentanylcitraat, 100 μg/ml) kan worden herhaald totdat de spontane ademhalingsfrequentie vertraagt tot ongeveer 20/min voordat propofol wordt geïnjecteerd.
5. Intubeer het dier met een geboeide endotracheale buis (7,5 - 8,0 mm ID) en een laryngoscoop ontworpen voor grote dieren (recht blad van ongeveer 25 cm lengte).
   OPMERKING: Intubatie is het gemakkelijkst in de gevoelige positie zoals in detail beschreven door Theisen et al.⁸.
   1. Controleer de plaatsing van de endotracheale buis door de typische golfvorm van CO₂ tijdens de expiratie op de CO_2-monitor(capnograaf) te observeren.
   2. Gebruik auscultatie om te controleren op gelijke bilaterale ademgeluiden.
      OPMERKING: De varkens kunnen mechanisch worden geventileerd met handmatige compressie van de ribbenkast van beide zijden, terwijl zuurstof wordt geleverd met een hoge stroom in geval van mislukte of vertraagde intubatie.
6. Stel de fractie geïnspireerde zuurstof (F_IO₂) in op 1,0, de ademhalingsfrequentie op 15-20/min, het getijdenvolume op 8-9 ml/kg lichaamsgewicht, de inspiratie-verloopverhouding (I:E) op 1:1,5 en breng een positieve eindvervaldruk (PEEP) van 5 cmH₂O aan om mechanische ventilatie te starten. Pas de instellingen aan op een eind-expiratoire partiële druk van kooldioxide (P_etCO₂) van 35-40 mmHg en een SpO₂ boven 95%.
   1. Gebruik een continue i.v.-infusie van thiopenton (20 mg/kg/h) en fentanyl (7 μg/kg/h) om de anesthesie te behouden.
      OPMERKING: De benodigde dosering kan van dier tot dier en tussen experimentele instellingen verschillen. Het is essentieel om in de loop van het experiment voldoende diepte van anesthesie te behouden om dierenwelzijns- en wetenschappelijke redenen.
   2. Houd het dier nauwlettend in de gaten op stress-/pijnreacties (zoals een verhoging van de hartslag, bloeddruk of ademhalingsfrequentie) tijdens de instrumentatie.
      OPMERKING: Instrumentatie moet mogelijk zijn zonder een spierverslaner toe te dienen als de diepte van de anesthesie voldoende is.
   3. Dien een spierverslappingsmiddel toe, bijvoorbeeld pancuroniumbromide (0,15 mg/kg lichaamsgewicht i.v.m. bolus, gevolgd door een continue infusie van 0,15 mg/kg lichaamsgewicht/h of herhaalde bolusinjecties), indien spierontspanning noodzakelijk is voor het experiment (bv. vóór een uitputting van de oppervlakteactieve stof, vóór schadelijke ventilaionlongnaliteitsmetingen).
7. Instrumentatietechnieken
   1. Verander het dier in de liggende positie.
   2. Zet de endotracheale buis en de i.v.-lijn vast terwijl u het dier draait.
   3. Trek de benen in met verband om de huid boven de geplande incisieplaatsen uit te rekken.
   4. Steriliseer de operatiegebieden met een geschikt huiddesinfectiemiddel zoals een alcohol- en jodiumoplossing van 1%.
8. Canuleer de uitwendige halsader met een centrale veneuze katheter en breng bovendien de inbrenghuls van de longslagaderkatheter (PAC) in dezelfde ader.
   1. Voer een huidincisie van 10 cm uit op de lijn die de onderkaak en het borstbeen verbindt (linker- of rechterkant mogelijk).
   2. Herbeoordeel altijd de diepte van de anesthesie en pas de dosering indien nodig aan.
   3. Scheid het onderhuidse weefsel en de platysma met weefseldureepen en chirurgische schaar totdat de brachiocephalische en de sternocephalische spieren zichtbaar zijn.
   4. Ga verder met een stompe cut-down procedure om de fascia tussen de spieren te scheiden totdat de externe halsader zichtbaar is.
   5. Gebruik de Seldinger-techniek⁹ om de uitwendige halsader te cannuleren met de centrale veneuze katheter en de inbrenghuls voor latere inbrengen van de PAC.
      OPMERKING: Verwijd de ader niet met een dilatator, zoals bij een percutane aanpak. Dit zou de ader scheuren. Sluit met standaard hechtingen. De afmetingen van de huls zijn afhankelijk van de grootte van de gekozen PAC. Een 6F introducer sheath (10 cm lengte) en een 5F PAC van 75 cm lengte bij varkens van 30-40 kg lichaamsgewicht worden meestal gebruikt.
9. Cannulate de femurslagader voor invasieve bloeddrukbewaking.
   1. Identificeer de plooi tussen de gracilis- en sartoriusspier van het achterbeen (links of rechts is mogelijk) om een arteriële lijn te plaatsen.
      OPMERKING: De pulsatie van de femurslagader moet gemakkelijk voelbaar zijn.
   2. Cannulate de slagader percutaan met de techniek Seldinger⁹.
   3. Gebruik een directe aanpak als de slagader niet gemakkelijk kan worden gepalpeerd.
      1. Snijd door de huid met een 5 cm lange incisie en scheid het onderhuidse weefsel met weefseldop en chirurgische schaar.
      2. Gebruik een stompe cut-down procedure die de fascia tussen de spieren scheidt tot het niveau van de femurslagader.
         OPMERKING :D een sapheneuze vaten niet verwonden door de cut-down procedure cranial van hen uit te voeren.
      3. Loop een ligatuur rond de femurslagader zodat het vat kan worden gesloten in geval van bloedingen op de plaats van punctie. Vermijd deze stap waar mogelijk, omdat het de bloedtoevoer naar het achterbeen in gevaar brengt.
      4. Cannulate de slagader met de Seldinger techniek⁹.
10. Kalibreer de transducers tegen de atmosfeer (nul) en ofwel 200 mmHg (arteriële lijn) of 50 mmHg (centrale veneuze lijn) en sluit ze aan op de arteriële katheter en de centrale veneuze lijn om te beginnen met de bewaking.
    1. Plaats de drukomvormers ongeveer de helft van de hoogte van de thorax op de geschatte positie van het rechter atrium.
11. Voer een kleine (4-5 cm) incisie uit die door de huid boven de blaas snijdt voor catherisatie van de urineblaas.
    1. Scheid het onderhuidse weefsel met behulp van stompe instrumenten.
    2. Plaats een ringdraad hechtdraad (1-2 cm in diameter) in de wand van de blaas.
       OPMERKING: De hechtingen mogen niet door alle lagen van de blaaswand dringen, wat zou leiden tot urineverlies door de puncties.
    3. Voer een kleine incisie uit in het midden van de hechting en introduceer de urinekatheter.
    4. Blokkeer onmiddellijk de ballon met 10 ml gedestilleerd water en trek de katheter naar de blaaswand totdat een lichte weerstand wordt gevoeld.
    5. Sluit de ring-string hechtdraad rond de katheter. Sluit de huid met standaard hechtingen.

3. Introductie van de longslagaderkatheter (PAC)

1. Controleer de patency van de ballon van de PAC met 0,5-1 ml lucht, afhankelijk van de grootte van de katheter, en laat de ballon weer leeglopen.
2. Sluit de PAC aan op het drukomvormersysteem en kalibreer de transducer tegen de atmosfeer (nul) en 100 mmHg.
3. Introduceer de PAC door de inbrenghuls met een leeggelopen ballon gedurende 10-15 cm (afhankelijk van de lengte van de huls).
   1. Blaas de ballon op nadat deze de huls heeft verlaten en ga verder met de PAC terwijl u de druk en de typische golfvormen op de drukmonitor controleert.
   2. Duw de PAC naar voren terwijl de golfvormen die typisch zijn voor het rechter atrium, de rechterventrikel en de longslagader verschijnen en stop met het oprukken van de PAC wanneer de pulmonale capillaire wigdruk (PCWP) golfvorm wordt gezien.
   3. Noteer de PCWP aan het einde van de vervaldatum en laat de ballon leeglopen (zie figuur 1 voor de betreffende curven).
      OPMERKING: Na deflatie van de ballon moet de PCWP-golfvorm verdwijnen en moet de longslagaderdrukgolfvorm zichtbaar zijn. Als de longslagaderdrukgolfvorm niet kan worden gezien, wordt de katheter hoogstwaarschijnlijk te ver in een longslagader ingebracht en heeft deze een automatische wigpositie bereikt. Dit resulteert in een permanente occlusie van een longvat en moet worden gecorrigeerd door de katheter terug te trekken totdat de longslagaderdrukgolfvorm weer verschijnt, waardoor complicaties worden vermeden, bijvoorbeeld breuk van het longvat¹⁰. De PAC-katheters worden vaak per ongeluk via de inferieure cavalerieader bij varkens in leveraders gebracht. Dus als het rechter ventrikeldruksignaal na ongeveer 30 - 50 cm niet wordt bereikt, trekt u de katheter terug en begint u helemaal opnieuw.

4. Longslagader thermodilutie techniek voor hemodynamische metingen

1. Hartuitgang (CO) meten met de thermodilutietechniek¹¹.
   1. Sluit de thermistor en een stroom door de behuizing aan op het respectievelijke lumen van de PAC.
   2. Sluit vervolgens de hemodynamische monitor aan op de distale temperatuurpoort van de PAC (rode dop).
   3. Stel de hemodynamische monitor in op de noodzakelijke modus ter compensatie van de kathetergrootte, de lengte van de katheter, het geïnjecteerde volume en de temperatuur van de geïnjecteerde zoutoplossing.
   4. Injecteer zo snel mogelijk het juiste volume van 0,9% zoutoplossing (meestal 5 of 10 ml 0,9% zoutoplossing bij een temperatuur van 4 °C).
   5. Wacht tot de meting is voltooid.
2. Randomiseer vijf metingen snel achter elkaar over de ademhalingscyclus van de beademingsmachine.
   1. Verwijder de hoogste en de laagste waarden en gebruik de overige drie waarden om het gemiddelde te berekenen.
   2. Let op deze gemiddelde waarde als de cardiale output.
   3. Meet de PCWP daarna door de katheterballon op te blazen en laat deze na de meting leeglopen.
   4. Gebruik de gemiddelde arteriële druk (MAP), longslagaderdruk (PAP), centrale veneuze druk (CVP), PCWP en de CO voor alle verdere hemodynamische berekeningen.
      OPMERKING: Het volume zoutoplossing en de temperatuur moeten vóór de metingen in de monitor worden ingevoerd. De normale zoutoplossing moet bij dezelfde temperatuur (meestal <5 °C) worden bewaard voor de juiste metingen. De grootte en lengte van de katheter moeten ook worden ingevoerd. Voor sommige monitoren is het invoeren van een correctiefactor vereist.
   5. Gebruik voor studies met exacte metingen van de elektrolytenbalans 5% glucoseoplossing in plaats van 0,9% zoutoplossing.
3. Zorg ervoor dat u alle parameters registreert. Neem gelijktijdige arteriële en gemengde veneuze bloedmonsters kort voor of na CO-metingen om de berekening van de intrapulmonale shunt van rechts naar links mogelijk te maken.
   1. Registreer alle benodigde ademhalingsinstellingen en metingen om de gegevensset te voltooien, bijvoorbeeld piek-, plateau- en eindvervaldruk.
      OPMERKING: De inductie van anesthesie, intubatie en volledige instrumentatie kan 1,5 uur vereisen, afhankelijk van de ervaring en het aantal onderzoekers.

5. Uitputting van oppervlakteactieve stoffen

1. Ventileer het dier met een F_IO₂ van 1.0.
   1. Koppel het dier los van de beademingsmachine.
2. Vul de longen met voorverwarmde zoutoplossing van 0,9% (37 °C, 35 ml/kg) met een trechter die is aangesloten op de endotracheale buis.
   1. Hef hiervoor de trechter ongeveer 1 m boven het dier.
      OPMERKING: De hydrostatische druk verdeelt de zoutoplossing over alle longsecties.
   2. Stop onmiddellijk met vullen wanneer de MAP onder <50 mmHg afneemt.
3. Laat de trechter zakken tot het maaiveld om de lavagevloeistof af te voeren. Sluit het dier opnieuw aan op de ventilator voor oxygenatie.
4. Wacht tot het dier herstelt en herhaal de lavage zo snel mogelijk, indien nodig.
   OPMERKING: De noodzaak voor een verdere lavage wordt gedefinieerd door de P_aO₂/F_IO₂ verhouding.
   1. Neem een slagaderlijk bloedgasmonster na 5 minuten na elke spoeling.
   2. Herhaal de lavages totdat de P_aO₂/F_IO₂ verhouding (Horowitz index) ten minste 5 min onder de 100 mmHg daalt bij F_IO₂ 1.0 en PEEP > 5 cmH₂O.
      OPMERKING: De ademhalingsfrequentie moet tijdens de periode van lavages worden aangepast om de arteriële pH boven 7,25 te houden om hemodynamische decompensatie te voorkomen.
5. Houd er rekening mee dat dit diermodel is gebaseerd op een combinatie van oppervlakteactieve depletie en VILI.
   OPMERKING: De lavages worden gestopt nadat de P_aO₂/ F_IO_2-verhouding gedurende 5 minuten onder 100 blijft NIET na 60 minuten zoals eerder gepubliceerd voor een model oppervlakteactieve stof washout zonder VILI⁵.
   1. Begin met hoge tv/lage PEEP ventilatie nadat de beoogde P_aO₂/F_IO₂ is bereikt.
      OPMERKING: Anders zal een te agressieve oppervlakteactieve stof in combinatie met VILI leiden tot meerdere orgaanfalen en het experiment in gevaar brengen. De duur van de uitputting van oppervlakteactieve stoffen varieert tussen dieren, aangezien een gedefinieerde P_aO₂/F_IO₂ het doelwit is. Het kan 45 minuten tot 1,5 uur duren.

6. Schadelijke ventilatie met hoog getijdevolume/lage PEEP (hoge Tv/lage PEEP)

1. Houd een F_IO₂ van 1.0.
2. Zet de ventilator op een volumegecontroleerde, drukgestuurde ventilatiemodus.
3. Verhoog de alarmdrempel voor piekinspiratoire druk tot 60 mbar.
   OPMERKING: De ventilator moet een inspiratoire druk tot 60 mbar uitoefenen, maar niet hoger.
4. Verlaag de ademhalingsfrequentie tot 12/min en stel de inspiration to expiration (I:E) ratio in op 1:1.5 (resulterend in een inspiratietijd van 2 s en een expiratietijd van 3 s).
5. Verhoog het getijdenvolume langzaam tot 17 ml/kg lichaamsgewicht gedurende ten minste 2 minuten.
   1. Verhoog het getijdenvolume niet verder als een inspiratoire druk van 60 mbar wordt bereikt.
      OPMERKING: De beperkte inspiratoire druk kan resulteren in een getijdenvolume van minder dan 17 ml/kg lichaamsgewicht, afhankelijk van de longbeschadiging na oppervlakteactieve stof washout. Een plotselinge toename van het getijdenvolume kan leiden tot barotrauma of hemodynamische decompensatie. Daarom is het van het grootste belang om de getijdenvolumes gedurende enkele minuten langzaam te verhogen.
6. Reduceer de PEEP tot 2 mbar.
7. Ventileer het dier tot 2 uur (zie figuur 2 voor de ventilatorinstellingen en de stroomcurve).
   OPMERKING: Ventilatie met hoge getijdenvolumes zal resulteren in een goede oxygenatie van het dier, maar de cyclische bijna-volledige inflatie en deflatie resulteert in structureel letsel van de longen. Structurele schade kan niet worden teruggedraaid met rekruteringsmanoeuvres, gevoelige positionering, hoge PEEP, enz. De daaruit voortvloeiende schade moet gedurende het hele onderzoek worden getolereerd. Afhankelijk van het volgende experiment en de duur van het onderzoek kan een kortere hoge tv/lage PEEP-ventilatietijd nodig zijn.

7. Einde experiment en euthanasie

1. Zorg ervoor dat alle metingen van het experimentele protocol, die volgen op de inductie van longletsel, worden uitgevoerd.
2. Injecteer fentanyl (ten minste 0,5 mg) extra op de continue anesthesie en wacht ten minste 5 minuten. Injecteer thiopental (ten minste 1000 mg) snel gevolgd door ten minste 60 mmol kalium met behulp van de centrale lijn.

Resultaten

De P_aO₂/F_IO₂-verhouding daalde tijdens oppervlakteactieve stof washout bij alle dieren (Figuur 3). De resulterende hypoxemie, hypercapnie en atelectasis veroorzaakten een toename van de druk van de longslagader. De details van de longspoeling worden elders al beschreven⁶.

De uitputting van de oppervlakteactieve stof werd herhaald totdat de P_aO₂/F_IO_{2-verhouding...}

Discussie

Dit artikel beschrijft de inductie van experimentele ARDS bij varkens die oppervlakteactieve depletie combineren door herhaalde longspoeling en ventilatie met hoge getijdenvolumes, lage PEEP en volledige inflatie / deflatie van de longen. Deze combinatie veroorzaakt een reproduceerbare en vergelijkbare verslechtering van de gasuitwisseling en het daaruit voortvloeiende hemodynamische compromis, maar beperkt de rekruteerbaarheid van de longen. Dit model bootst dus klinische ARDS na met een lage rekrutering en maakt het mo...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Eve	Fritz Stephan GmbH		noodventilator
Flow through chamber thermistor	Baxter	93-505	voor het meten van de hartoutput
Leader Cath Set	Vygon	1,15,805	arteriële katheter
Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed	Covidien	107-80	8.0 mm ID
MultiCath3	Vygon	1,57,300	3 lumen centrale veneuze katheter, 20 cm lengte
Percutaneus Sheath Introducer Set	Arrow	SI-09600	introduceerschede voor longslagaderkatheter van 4-6 Fr., 10 cm lengte
Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter	Edwards	132F5	longslagaderkatheter, 75 cm lengte
urinary catheter			geen specifiek model vereist
Vasofix Braunüle 20G	B Braun	4268113B	perifere aderkatheter
Vigilance I	Edwards		monitor