Het meten van het hartminuutvolume in een varkensmodel

Samenvatting

Thermodilutie, druk-volume luskatheters en contrastventriculografie zijn betrouwbare en nauwkeurige methoden voor het bepalen van de hartfysiologie, zoals het slagvolume en het hartminuutvolume in een laboratoriumomgeving bij varkens.

Samenvatting

Varkens worden vaak gebruikt in medisch onderzoek, omdat ze dezelfde hartfysiologie hebben als die van mensen. Het meten van cardiale parameters zoals slagvolume en cardiale output zijn essentieel bij dit soort onderzoek. Contrastventriculografie-, thermodilutie- en druk-volumelus (PV-loop)katheters kunnen worden gebruikt om nauwkeurig cardiale prestatiegegevens te verkrijgen, afhankelijk van welke middelen en expertise beschikbaar zijn. Voor deze studie werden vijf Yorkshire-varkens verdoofd en geïntubeerd. Centraal veneuze en arteriële toegang werd verkregen om de nodige meetinstrumenten te plaatsen. Een temperatuursonde werd in de aortawortel geplaatst. Een koude zoutoplossing bolus werd toegediend aan het rechter atrium en de temperatuurafbuigingscurve werd geregistreerd. Integratie van het gebied onder de curve maakte het mogelijk om het huidige hartminuutvolume te berekenen. Een pigtail-katheter werd percutaan in de linkerventrikel geplaatst en gedurende 2 seconden werd 30 ml jodiumhoudend contrast met stroom geïnjecteerd. Digitale aftrekkingsangiografiebeelden werden geüpload naar volumetrische analysesoftware om het slagvolume en het hartminuutvolume te berekenen. Een drukvolumeluskatheter werd in de linkerventrikel (LV) geplaatst en leverde continue druk- en volumegegevens van de LV, waardoor zowel het slagvolume als het hartminuutvolume konden worden berekend. Alle drie de methoden vertoonden een goede correlatie met elkaar. De PV-loopkatheter en thermodilutie vertoonden de beste correlatie met een fout van 3% en een Pearson-coëfficiënt van 0,99, met 95% BI=0,97 tot 1,1, (p=0,002). De PV-luskatheter tegen ventriculografie vertoonde ook een goede correlatie met een fout van 6% en een Pearson-coëfficiënt van 0,95, 95% BI=0,96 tot 1,1 (p=0,01). Ten slotte had thermodilutie tegen ventriculografie een fout van 2% met r = 0,95, 95% BI = 0,93 tot 1,11, (p = 0,01). Concluderend stellen we dat de PV-luskatheter, contrastventriculografie en thermodilutie elk bepaalde voordelen bieden, afhankelijk van de eisen van de onderzoeker. Elke methode is betrouwbaar en nauwkeurig voor het meten van verschillende cardiale parameters bij varkens, zoals het slagvolume en het hartminuutvolume.

Inleiding

Varkens worden vaak gebruikt bij onderzoek naar bloedingscontrole en reanimatie vanwege hun vergelijkbare fysiologie als mensen. Een integraal onderdeel van reanimatieonderzoek is continue monitoring van het hartminuutvolume om de fysiologische respons op interventies te beoordelen. Er bestaan verschillende klinische systemen, zoals katheters in de longslagader (PA) en op pulscontouranalyse gebaseerde systemen¹. Bovendien kunnen echocardiografie (echo), computertomografie (CT) en magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) allemaal worden gebruikt om hemodynamische gegevens vast te leggen. Beelden die zijn verkregen tijdens einddiastole en systole kunnen worden gebruikt om het bloedvolume te bepalen dat tijdens die hartcyclus wordt uitgestoten. Hoewel deze technieken minimaal invasief zijn, presenteren ze alleen gegevens die zijn verkregen op het moment van beeldvorming en bieden ze geen continue metingen². Ze zijn ook ofwel grotendeels afhankelijk van de operator (echo) of vereisen geavanceerde, dure apparatuur (CT en MRI). Gezien de mogelijkheden en middelen van verschillende laboratoria, zijn er verschillende alternatieve methoden om het hartminuutvolume in elk geval optimaal te meten.

Thermodilutie is een veelgebruikte methode voor het meten van het hartminuutvolume in de klinische setting met behulp van een Swan-Ganz-katheter³. Deze methode kan in een laboratoriumomgeving bij varkens worden nagebootst om het hartminuutvolume direct te meten. Contrastventriculografie kan ook worden gebruikt als het fluoroscopische vermogen direct beschikbaar is⁴. Ten slotte bieden druk-volumeluskatheters een manier om de ventriculaire druk en het volume direct te meten op basis van slagen tot slag en kunnen ze meer genuanceerde gegevens genereren⁵. Deze methode maakt gebruik van elektrische toelating en de vergelijking van Wei om het kamervolume te meten. In vergelijking met oudere katheters op basis van geleiding elimineren opnamekatheters het parallelle geleidingsverschijnsel tussen het bloed en de hartspier, waardoor nauwkeurigere metingen worden geproduceerd zonder herhaalde^{kalibratie 6}.

Het doel van deze studie is om de nauwkeurigheid van deze drie methoden ten opzichte van elkaar te valideren in termen van het meten van het volume en de output van een hartslag in een gezond varkensmodel. Uiteindelijk kan elke onderzoeker kiezen welke aanpak het beste bij zijn behoeften past, afhankelijk van zijn studievereisten en welke middelen voor hem beschikbaar zijn.

Protocol

De procedures werden goedgekeurd door de University of Maryland, Baltimore Institutional Animal Care and Use Committee (Approval #0320017) en voldeden aan de richtlijnen van de National Institutes of Health voor ethisch dieronderzoek. Vijf volwassen mannelijke Yorkshire-varkens met een gewicht tussen 50 en 70 kg werden opgenomen in het onderzoek. Deze studie maakte gebruik van een digitaal gegevensverzamelingssysteem en gekoppelde software om alle hemodynamische en temperatuurgegevens vast te leggen. Het meten van cardiale parameters in het varkensmodel bestond uit de volgende stappen: voorbereiding, thermodilutie, ventriculografie, inbrengen van een PV-lus-katheter en ten slotte euthanasie. Alle vijf de dieren ondergingen elk van de drie protocollen voor het meten van het hartminuutvolume.

1. Selectie en huisvesting van dieren

1. Gebruik adolescente mannelijke Yorkshire varkens (Sus Scrofa) met een gewicht van 50-70 kg.
2. Woon dieren in kooien van ten minste 30 vierkante meter in een gebied met koolstofrijk beddengoed zoals hooi, stro of dennenkrullen. Huisvesting van het dier individueel, de nacht voorafgaand aan de ingreep.
3. Sta acclimatiseringsperiode toe voor nieuwe dieren volgens de richtlijnen van de instelling.
   OPMERKING: Dit is meestal 48-72 uur voor grote zoogdieren⁷.
4. Geef dieren een standaardvoer en zorg voor vrije toegang tot water tot de nacht voor het experiment.
5. Vast de dieren de avond voor de ingreep om het aspiratierisico tijdens endotracheale intubatie te minimaliseren.
6. Controleer de gezondheid van dieren wekelijks door de huid te inspecteren op tekenen van verwonding zoals korsten, schaafwonden of schaafwonden. Zorg voor een normale ademhaling (15-30 ademhalingen/min) en goed, interactief gedrag. Zorg ervoor dat het mondslijmvlies roze, vochtig en zonder afscheiding is.
   1. Weeg dieren regelmatig om te bevestigen dat ze voldoende voeding krijgen. Meld eventuele afwijkingen aan de dierenarts en sluit het dier vervolgens uit van het protocol.

2. Sedatie en inductie van algehele anesthesie

1. Verdoven het dier in zijn huisvesting door intramusculaire injectie van Telazol (4-5 mg/kg)/ Xylazine (1,8-2,2 mg/kg) in het vetkussentje caudaal tot aan het oor.
2. Wacht tot het dier volledig verdoofd is en er weinig tot geen reactie op stimulatie is om een veilige hantering en transport van het dier te garanderen.
3. Vervoer het dier van de huisvesting naar de behandelkamer en leg het in ruglighouding op de operatietafel.
4. Plaats een pulsoximetriesonde op het oor van het dier en begin het dier te beademen met een snuitmasker met behulp van een mechanische ventilator met 100% O₂. Zorg voor een goede afdichting van de rubberen pakking van het masker rond de snuit. Zodra een goede afdichting is gegarandeerd, dient u 3-4% isofluraan toe totdat algemene anesthesie is geïnduceerd en de kaak is ontspannen.
   OPMERKING: Zorg ervoor dat u de institutionele richtlijnen voor het gebruik van ingeademde vluchtige middelen volgt. Over het algemeen moet de procedurekamer goed geventileerd zijn en moet een goed opruimings-/ventilatiemechanisme worden gebruikt om blootstelling door inademing te voorkomen.
5. Plaats een orotracheale tube met behulp van een laryngoscoop door de isofluraanverdamper uit te schakelen en het snuitmasker te verwijderen. Laat een tweede persoon de kaken openhouden terwijl de operator de laryngoscoop inbrengt en de epiglottis ventraal wegverplaatst van het zachte gehemelte. Zodra de stembanden zijn gevisualiseerd, voegt u een 8-0 in endotracheale (ET) buis door de stembanden met minimaal 5 cm.
6. Blaas de ET-manchet op met 10 ml lucht en bevestig de ET-buis met navelstrengtape aan de snuit van het dier. Bevestig de plaatsing van de buis door de borstkasstijging, end-tidal CO₂ en/of auscultatie van de borstkas.
7. Sluit de ET-slang aan op het verdovingsapparaat met een warmte- en vochtwisselaar.
8. Pas de instellingen van de mechanische ventilator aan om een geïnspireerde O_2-fractie van 30% te leveren, met een ademvolume van 7-10 ml/kg en een ademhalingsfrequentie van 10-16 ademhalingen/min, om een end-tidal CO₂ -spanning van 38-42 mmHg te behouden.
9. Keer terug en onderhoud de inhalatieverdoving met 1,5-3% isofluraan. Controleer het dier op tekenen van pijn en ongemak, zoals onwillekeurige bewegingen of tachycardie. Pas isofluraan aan totdat de bewegingen uitdoven of de tachycardie is verdwenen.

3. Sterilisatie en voorbereiding op de operatieplaats

1. Knip het haar boven en de percutane toegangsplaatsen (bilaterale ventrale hals) met behulp van een elektrische tondeuse.
2. Bereid en schrob alle percutane prikplaatsen voor met betadine en isopropylalcohol en laat volledig drogen.
3. Plaats steriele gordijnen rond de operatieplaatsen om de steriele operatievelden te behouden en besmetting te voorkomen. Zet deze op hun plaats met nietjes.
4. Bevestig het dier aan de operatietafel door de voor- en achterpoten met tape of touw aan de tafel vast te houden. Plaats het verwarmingskussen onder het dier en stel in op 37 °C.
5. Breng een glijmiddel op waterbasis aan op de punt van de temperatuursonde en steek de sonde in het rectum om continue gegevens over de lichaamstemperatuur te verkrijgen.
6. Plaats de ECG-kleefelektroden op de rechter en linker zijwand van de borstkas. Bevestig de ECG-kabels aan de zelfklevende elektroden en sluit de ECG-kabels aan op de gegevensverzamelingseenheid.
7. Draai het dier voorzichtig om naar de buikligging en zorg ervoor dat de luchtwegslangen en ECG-kabels tijdens de overdracht worden gecontroleerd.

4. Cannulatie van de externe halsader

OPMERKING: Jugulaire veneuze toegang wordt verkregen voor het inbrengen van de rechter atriale veneuze canule tijdens de thermodilutieprocedure.

1. Gebruik echografie (US) geleiding om de externe halsader in de halsgroef in het laterale nekgebied te lokaliseren. Prik in de huid met een naald van 18 G die in een hoek van 45° ten opzichte van de huid wordt geplaatst en beweeg de punt onder Amerikaanse begeleiding in het veneuze lumen.
2. Leid een Seldinger-voerdraad van 0.035 inch door de naald en in het veneuze lumen. Verwijder de naald terwijl u de voerdraad op zijn plaats laat in het veneuze lumen.
3. Maak een incisie van 5 mm in de huid naast de draad met behulp van een scalpel met #11 mes en rijg een mantel van 15 cm, 7 Fr met een dilatator in de ader over de voerdraad. Verwijder de voerdraad en de dilatator. Zorg ervoor dat de huls op zijn plaats blijft. Naai de huls op zijn plaats door deze aan de huid te hechten met 3-0 zijden hechtingen.
4. Herhaal stap 4.1 tot en met 4.3 om de contralaterale externe halsader te cannuleren.

5. Canulatie van de halsslagader

OPMERKING: De canulatie van de halsslagader wordt uitgevoerd om toegang te bieden tot de LV en de aortawortel tijdens thermodilutie, contrastventriculografie en het inbrengen van een PV-luskatheter.

1. Lokaliseer de halsslagader lateraal van de luchtpijp met behulp van een Amerikaanse sonde. Zorg voor pulserende stroom met behulp van kleurendopplerbeeldvorming, indien beschikbaar.
2. Prik in de huid met een naald van 18 G die in een hoek van 45° ten opzichte van de huid wordt geplaatst en breng deze onder Amerikaans zicht in het arteriële lumen. Steek een Seldinger-voerdraad van 0.035 inch door de naald en in het arteriële lumen. Verwijder de naald terwijl u de voerdraad op zijn plaats laat in het arteriële lumen.
3. Maak een huidincisie van 5 mm naast de draad met een scalpel met #11 mes en rijg een huls van 20 cm 7 Fr met een dilatator in de slagader over de voerdraad. Laat 5-10 cm van de schede buiten de huid. Verwijder de voerdraad en de dilatator en zorg ervoor dat de huls op zijn plaats blijft. Zet de huls op zijn plaats door deze aan de huid te hechten met 3-0 zijden hechtingen⁸.

6. Meting van het hartminuutvolume

OPMERKING: Alle volgende methoden worden achtereenvolgens uitgevoerd bij elk van de 5 dieren die in dit onderzoek worden gebruikt.

1. Thermodilutie
   1. Breng een T-type thermokoppelsonde in via de arteriële huls van de halsslagader en leid de sonde in de aortawortel met behulp van fluoroscopische geleiding.
   2. Sluit de sonde aan op het gegevensverzamelingssysteem. Wacht enkele minuten op het verzamelen van gegevens om een betrouwbare basistemperatuur van de aorta vast te stellen. Een betrouwbare basistemperatuur wordt bereikt wanneer de temperatuur binnen 1 °C van de centrale waarde blijft gedurende 2-3 minuten gegevensverzameling.
   3. Breng vervolgens een katheter van 5 Fr, 110 cm in via de uitwendige halsaderschede en navigeer de katheter naar het rechter atrium met behulp van fluoroscopie.
   4. Zodra de positie is geverifieerd, spoelt u met kracht 20 ml zoutoplossing van 12 °C in de katheter.
   5. Bekijk de temperatuurafbuigingscurve op de software voor gegevensverzameling. Markeer dit gebied en gebruik de cardiale outputfunctie van de software om het hartminuutvolume te berekenen (Figuur 1).
   6. Herhaal dit proces 3-5 keer als dat nodig is om een gemiddelde waarde voor deze metingen te verkrijgen.
2. Ventriculografie
   1. Gebruik draagbare röntgenfluoroscopische geleiding om een voerdraad van 0.035 inch via de halsslagaderschede in te brengen en in de linker hartkamer te plaatsen. Schuif de huls zo naar voren dat de punt de aortaklep doorkruist. Verwijder de voerdraad van 0.035 inch en breng een markeringskatheter van 80 cm in via de arteriële huls van de halsslagader, zodat de staart in de LV-top rust. Trek de schede 5 cm terug terwijl u de staart op zijn plaats laat, zodat de schede niet meer in de LV zit.
      1. Zorg ervoor dat al het personeel in de kamer equivalenten van 0.5 mm loden schort draagt. Laat iedereen binnen 1 m van de zender een glas-in-lood dragen.
      2. Minimaliseer de straaltijd en zorg ervoor dat de zender goed is gecollimeerd om de blootstelling aan laboratoriumpersoneel te verminderen.
      3. Zorg ervoor dat al het personeel zo ver mogelijk uit de buurt van de zender staat en toch in staat is om de procedure uit te voeren om de blootstelling te verminderen.
   2. Bevestig de katheter aan een contrastinjector met ten minste 30 ml gejodeerd contrast. Noteer de huidige hartslag van het dier.
   3. Configureer de stroominjector om 15 ml/s contrast te leveren voor een totaal van 30 ml en schakel het apparaat in.
   4. Configureer de fluoroscoop voor digitale aftrekkingangiografie (DSA) bij 30 frames/s bij 30° linker anterieure obliquiteit.
   5. Start DSA op de fluoroscoop en wacht tot het beeld is afgetrokken. Begin met de krachtinjectie zodra het aftrekbeeld wordt weergegeven door de fluoroscopiemachine. Doe dit door op de injectorknop te drukken zodra het fluoroscopieapparaat het radio-opake materiaal van het beeld verwijdert, zodat alleen de LV-kamer tijdens de beeldreeks wordt vertroebeld (Afbeelding 2A).
      OPMERKING: Als alternatief kan klassieke fluoroscopie worden gebruikt voor ventriculografie als DSA niet beschikbaar is.
   6. Upload deze afbeeldingen naar een foto-archiverings- en communicatiesysteem (PACS).
   7. Importeer de ventriculogrambeelden in een kwantitatieve beeldvormingssoftware.
   8. Kalibreer de software met behulp van de linkerventrikelanalysefunctie op het beeld met behulp van de markeringen van 1 cm op de markerstaart als referentie.
   9. Klik op de knop Diastole beëindigen en zoek in de DSA-afbeeldingen naar het frame met het grootste LV-volume dat de einddiastole aangeeft. Trek vervolgens de LV-rand met de muis in kleine stappen over om nauwkeurigheid te garanderen.
   10. Klik vervolgens op de knop Systole beëindigen en zoek naar het frame met de systole waarbij het LV-volume het minst is. Nogmaals, trek de LV-rand op dezelfde manier als in de vorige stap.
   11. Klik op de knop Analyseren . Het programma voert vervolgens kwantitatieve volumetrische analyse uit met behulp van de Dodge-Sandler-gebiedslengtemethode⁹ om het eindsystolische volume, het einddiastolische volume en het slagvolume te berekenen. De gegevens worden vervolgens uitgevoerd in een LV-analysedocument.
   12. Bepaal het hartminuutvolume door het gemeten slagvolume te vermenigvuldigen met de eerder geregistreerde hartslag.
3. Druk-volume luskatheter
   1. Week de PV-loop-katheter voor gebruik ten minste 20 minuten voor in een normale zoutoplossing. Sluit de katheter aan op het gegevensverzamelingssysteem.
   2. Steek de punt van de PV-lus-katheter met de druktransducer in een spuit met zoutoplossing en houd de druktransducer net onder de meniscus. Met behulp van de knoppen voor grove en fijne afstelling op de kathetermodule past u het uitgangsdruksignaal aan totdat het 0 mmHg aangeeft op de software voor gegevensverzameling.
   3. Kalibreer de bloedweerstand en het slagvolume van de PV-loopkatheter volgens de instructies van de fabrikant.
      OPMERKING: De fabrikant stelt voor om een bloedweerstand van 1.5 mΩ en een slagvolume van 60 ml te gebruiken voor grote diermodellen.
   4. Steek, net als in stap 6.2.1, een voerdraad van 0.035 inch in de arteriële huls van de halsslagader en schuif deze met behulp van fluoroscopische geleiding in de LV. Beweeg de huls naar voren totdat deze de aortaklep passeert. Verwijder de voerdraad en laat de huls op zijn plaats en breng de PV-luskatheter onder fluoroscopische geleiding via de arteriële huls van de halsslagader in totdat het staartgedeelte in de LV-apex rust (Figuur 2B). Trek de schede ~5 cm terug zodat deze niet meer in de LV zit terwijl u de varkensstaart op zijn plaats laat.
   5. Voer volgens de instructies van de fabrikant een basisscan uit voordat u gegevens verzamelt door naar de optie Basislijnscan op het scherm voor gegevensverzameling te navigeren en op de Enter-knop te drukken. Een basisscan wordt gemaakt met behulp van het PV-loop-kathetersysteem om een nauwkeurige hartslagmeting te bevestigen. Druk nogmaals op de Enter-knop om de gegevensverzameling onder druk en volume te starten. Er kan door de volumesegmenten worden gescrolld om de beste volumegolfvorm te verkrijgen.
   6. Controleer de drukvolumecurve die wordt uitgevoerd naar de software voor gegevensverzameling. Zorg ervoor dat de PV-lus adequaat wordt opgenomen, die rechthoekig moet zijn met gladde randen. (Figuur 2C). Als dit niet het geval is, verplaats de katheter dan voorzichtig door te draaien of heen en weer te bewegen totdat er een geschikte lus is opgenomen. Bereken het slagvolume en het hartminuutvolume door de hartslag te vermenigvuldigen met het verschil tussen het einddiastolische en het eindsystolische volume.
   7. Zet de katheter op zijn plaats met tape of hechtdraad om ervoor te zorgen dat de katheter goed wordt geplaatst.

7. Euthanasie

1. Euthanaseer het dier met behulp van injectie van >2 mEq/kg kaliumchloride (50-70 ml 2 mEq/ml KCl) via de halsaderschede.
2. Ga door met algemene anesthesie en hartbewaking totdat ECG-tracering geen elektrische cardiale activiteit laat zien en de end-tidal CO₂ -spanning 0 mmHg bereikt.
   OPMERKING: Hemodynamische monitoring werd gedurende het hele experiment gehandhaafd.

Resultaten

Het gewicht van de varkens varieerde van 51,4 kg tot 61,5 kg met een gemiddeld gewicht van 56,6 ± 3,6 kg. De gemiddelde slagvolumes gemeten door middel van een PV-luskatheter, ventriculografie en thermodilutie bij alle vijf de proefpersonen waren respectievelijk 58,0 ± 12,0 ml, 57,6 ± 8,5 ml en 53,0 ± 9,8 ml. Het gemiddelde hartminuutvolume gemeten door een PV-luskatheter, ventriculografie en thermodilutie bij alle vijf de proefpersonen was respectievelijk 5,0 ± 1,1 l/min, 5,3 ± 1,2 l/mi...

Discussie

Deze studie beschrijft een gestandaardiseerde methode van drie verschillende manieren om het hartminuutvolume bij varkens nauwkeurig te meten. Varkens hebben een analoge cardiovasculaire anatomie en fysiologie als mensen en worden vaak gebruikt als model voor de menselijke hartfysiologie, met name voor preklinische evaluaties van chirurgische en interventionele processen¹⁰. Hierdoor kunnen varkens dienen als het primaire model voor cardiovasculaire fysiologie, pat...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
0.9% natriumchloride injectie	Hospira	0409-4888-50
7 Fr Introducer Kit	Terumo	RCFW-5.0-35
Anesthesieapparaat	Drager	Fabius Tiro
Contrast Power Injector	GEHealthcare	E8004N
Fluoroscoop	GEHealthcare	OEC 9800
Verwarming/koeling T/pomp	Gaymar	Tp-700
Isofluraan	Baxter	10019-360-40
Jackie katheter	Terumo	40-5023
Omnipaque	GEHealthcare	559289
PowerChart	ADinstruments	ML866/P	Software
PowerLab	ADinstruments	PL3516
PV-loop katheter	Transonic		Geef de voorkeur aan varkensstaarttip boven rechte tip
PV-loop module	Transonic	FFS-097-A004
Chirurgische hechtdraad, zwarte gevlochten zijde, 3.0	Surgical Specialties Corp.
Thermokoppelsonde	ADinstruments	MLT1401
Ultrageluidsonde	Philips	L12-4
Spuiten van verschillende maten
ViewPlus	Sanders Data Systems		Software