Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een orthotopisch muismodel van eierstokkanker met behulp van menselijk stroma om metastase te bevorderen

2.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62382

⸱

23 maart 2021

 ,  ,  ,  , 
1Division of Hematology/Oncology, Department of Medicine, Hillman Cancer Center, University of Pittsburgh, 2Division of Gynecologic Oncology, Department of Obstetrics, Gynecology, and Reproductive Sciences, Magee-Womens’ Hospital, University of Pittsburgh Medical Center

In dit artikel

Samenvatting

Orthotope implantatie van eierstokkankercellen vermengd met menselijke stromale cellen levert een muismodel op dat snel, diffuus gemetastaseerd gedrag vertoont dat kenmerkend is voor menselijke eierstokkanker. Dit model maakt het ook mogelijk om interacties tussen tumorcellen en stromale cellen te bestuderen, evenals hun rol bij tumorprogressie en metastase.

Samenvatting

Eierstokkanker wordt gekenmerkt door vroege, diffuse metastase, waarbij 70% van de vrouwen gemetastaseerde ziekte heeft op het moment van diagnose. Hoewel er elegante transgene muismodellen van eierstokkanker bestaan, zijn deze muizen duur en hebben ze veel tijd nodig om tumoren te ontwikkelen. Xenotransplantaatmodellen met intraperitoneale injectie missen humaan stroma en modelleren de metastase van eierstokkanker niet nauwkeurig. Zelfs van de patiënt afgeleide xenotransplantaten (PDX) vatten de menselijke stromale micro-omgeving niet volledig samen, aangezien seriële PDX-passages een significant verlies van menselijk stroma vertonen. Het vermogen om menselijke eierstokkanker gemakkelijk te modelleren binnen een fysiologisch relevante stromale micro-omgeving is een onvervulde behoefte. Hier presenteert het protocol een orthotope eierstokkanker muismodel met behulp van menselijke eierstokkankercellen in combinatie met van de patiënt afgeleid carcinoom-geassocieerde mesenchymale stamcellen (CA-MSC's). CA-MSC's zijn stromale voorlopercellen, die de vorming van de stromale micro-omgeving stimuleren en de groei en metastase van eierstokkanker ondersteunen. Dit model ontwikkelt zich vroeg en verspreidt metastase, waarbij de klinische presentatie wordt nagebootst. In dit model worden luciferasecellen die eierstokkanker tot expressie brengen, in een verhouding van 1:1 gemengd met CA-MSC's en geïnjecteerd in de eierstokslijmbeurs van NSG-muizen. Tumorgroei en metastase worden in de loop van de tijd serieel gevolgd met behulp van bioluminescentiebeeldvorming. De resulterende tumoren groeien agressief en vormen 14 dagen na injectie abdominale metastasen. Muizen ervoeren een significante afname van het lichaamsgewicht als een marker van systemische ziekte en verhoogde ziektelast. Tegen dag 30 na injectie voldeden muizen aan de eindpuntcriteria van >10% gewichtsverlies en bevestigde obductie intra-abdominale metastase bij 100% van de muizen en 60%-80% long- en parenchymale levermetastasen. Gezamenlijk genereert orthotope implantatie van eierstokkankercellen en stromacellen tumoren die het vroege en diffuse metastatische gedrag van menselijke eierstokkanker nauw nabootsen. Bovendien biedt dit model een hulpmiddel om de rol van eierstokkankercellen te bestuderen: stromacelinteracties bij metastatische progressie.

Inleiding

Eierstokkanker is een dodelijke ziekte met het5e hoogste sterftecijfer van alle vormen van kanker bij vrouwen1. De meeste vrouwen met eierstokkanker worden in een vergevorderd stadium gediagnosticeerd, waarbij metastatische verspreiding aanwezig is bij 70% van de patiënten op het moment van diagnose. Factoren zoals vroege metastasen en een gevorderd stadium bij de diagnose dragen bij aan de hoge sterftecijfers die bij deze ziekte worden gezien. Bovendien vormden deze unieke ziektekenmerken een uitdaging voor het opzetten van muismodellen voor eierstokkanker, waaronder het reproduceren van snelle ziektemigratie naar de peritoneale holte 2,3,4.

De pathogenese van eierstokkanker, inclusief peritoneale uitzaaiing, wordt vergemakkelijkt door de vorming van een ondersteunende tumormicro-omgeving (TME) die uit vele elementen bestaat5. Een cruciaal onderdeel van de eierstokkanker TME is de carcinoom-geassocieerde mesenchymale stamcel (CA-MSC). CA-MSC's zijn stromale voorlopercellen die het ontstaan, de groei, de resistentie tegen chemotherapie en de metastase van eierstokkanker verbeteren 6,7. CA-MSC's stimuleren ook de vorming van de eierstokkanker TME door tumorgeassocieerde fibrose te stimuleren, angiogenese te induceren en de immuunmicro-omgeving te veranderen 6,8,9. Gezien de krachtige functies van CA-MSC's in de eierstokkanker TME, is het modelleren van menselijke eierstokkanker binnen een fysiologisch relevante stromale micro-omgeving van cruciaal belang bij het bestuderen van de progressie en metastase van eierstokkanker.

Onlangs hebben transgene muismodellen aan populariteit gewonnen in de studie van spontane uitzaaiingen van eierstokkanker. Transgene muizen zijn echter kostbaar en vertonen een langdurig tijdsverloop voor de ontwikkeling van gemetastaseerde ziekte. Terwijl andere beschikbare muismodellen, zoals het intraperitoneale model en van de patiënt afgeleide xenotransplantaten (PDX), relatief korte gemetastaseerde tijdsintervallen hebben, recidiveren ze metastasen van eierstokkanker niet volledig vanwege het ontbreken van een relevante stromale micro-omgeving 10,11,12. In een poging om deze uitdaging te overwinnen, presenteert deze studie een orthotope eierstokkankermuismodel met behulp van menselijke eierstokkankercellen in combinatie met van de patiënt afgeleide CA-MSC's. In het hier beschreven model genereert het combineren van CA-MSC's met eierstokkankercellen tumoren met vroege en diffuse metastasen, zoals blijkt uit de aanwezigheid van intra-abdominale metastasen bij 100% van de muizen binnen 30 dagen na injectie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Patiëntmonsters werden verkregen in overeenstemming met de protocollen die zijn goedgekeurd door de IRB (PRO17080326) van de Universiteit van Pittsburgh. Dierexperimentele methoden werden uitgevoerd volgens het protocol dat is goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van de Universiteit van Pittsburgh.

1. Isolatie en validatie van patiëntcarcinoom-geassocieerde mesenchymale stamcellen (CA-MSC's)

OPMERKING: CA-MSC's zijn afgeleid van chirurgisch gereseceerd menselijk eierstokkankerweefsel (deze studie maakt gebruik van hooggradig sereus carcinoom), inclusief de eileider, eierstok en/of omentale metastatische afzettingen. CA-MSC-medium wordt bereid uit MEBM (borstepitheelcel-basaal medium) aangevuld met 10% door warmte geïnactiveerde FBS, 1x B27, 20 ng/ml EGF, 1 ng/ml hydrocortison, 5 μg/ml insuline, 100 μM β-mercaptoethanol, 10 ng/ml β-FGF, 1% penicilline/streptomycine en 20 μg/ml gentamicine 7,13.

  1. CA-MSC isolatie
    1. Verdeel het weefselmonster met een steriel scalpel en een tang in stukjes van ongeveer 1 mm3 groot. Plaats drie stukken weefsel in elk putje van een celkweekplaat met 6 putjes.
      OPMERKING: 0,2 g van het tumorweefsel kan in 12 stukken worden gesneden en kan worden verdeeld in vier putjes van een celkweekplaat met 6 putjes.
    2. Voeg een dunne laag CA-MSC-media toe, ongeveer 1 ml voor elk putje. Plaats de celkweekplaat in een bevochtigde incubator bij 37 °C in 5% CO2.
    3. Verwijder de media na 24 uur voorzichtig zonder de stukjes weefsel te verstoren. Voeg ongeveer 1 ml verse media toe aan elk putje. Pipetteer de media langzaam zonder de weefselaanhechtingen te verstoren. Plaats de celkweekplaat terug in een bevochtigde broedmachine bij 37 °C in 5% CO2.
      OPMERKING: Onderzoek het weefsel elke dag met een omgekeerde microscoop en vervang de media zoals beschreven in stap 1.1.3 wanneer dode cellen worden gevisualiseerd in de kweekmedia.
    4. Verwijder na 7 dagen de weefselstukjes door het weefsel op te pakken met een steriele tang en was de aanhangende cellen eenmaal met PBS (PBS zonder Ca2+/Mg2+, 1 ml per putje). Voeg vervolgens vers CA-MSC-medium toe (2 ml per putje) en plaats de celkweekplaat in een bevochtigde incubator bij 37 °C in 5% CO2.
  2. Uitbreiding van CA-MSC's
    1. Wanneer CA-MSC's beginnen te groeien uit het weefsel in de plaat met 6 putjes, onderzoekt u de cellen om de dag met een omgekeerde microscoop om cellulaire groei te garanderen. Zodra de cellen een samenvloeiing van 90% hebben bereikt, gaat u verder met de volgende stappen.
    2. Zuig de media van de celkweekplaat op en was de cellen vervolgens eenmaal met 1-2 ml PBS per putje (PBS zonder Ca2+/Mg2+).
    3. Voeg 300 μL per putje 0,05% trypsine/0,02% EDTA-oplossing (trypsine/EDTA) toe. Draai de celkweekplaat om de cellen te bedekken met trypsine/EDTA en breng de celkweekplaat 2-3 minuten terug naar de broedmachine of totdat de cellen zijn losgemaakt.
    4. Voeg vers CA-MSC-medium toe om de trypsine te inactiveren (1 ml per putje) en breng de cellen opnieuw in suspensie. Centrifugeer op 300 x g gedurende 5 min. Verwijder het bovenstaande en breng de cellen opnieuw in suspensie met groeimedium. Breng de geresuspendeerde cellen over in een kolf van 25cm2 met een totaal volume van 5 ml kweekmedia.
      OPMERKING: Cellen die zijn verzameld uit drie putjes van een celkweekplaat met 6 putjes kunnen worden overgebracht naar een kolf van 25 cm2. Cellen moeten worden getest op de aanwezigheid van mycoplasma (volgens een vastgesteld mycoplasma-detectieprotocol zoals PCR), aangezien ze zijn afgeleid van chirurgisch gereseceerd menselijk weefsel14,15.
    5. Zodra de cellen een samenvloeiing van 70-80 % hebben bereikt, worden de cellen overgebracht vaneen kolf van 25 cm naar een kolf van 75cm2 volgens de eerder beschreven stappen 1.2.2-1.2.4. Breid de cellen elke 5-7 dagen uit om het celnummer te verkrijgen dat nodig is voor CA-MSC-validatie en voor de orthotope inoculatieprocedure.
      OPMERKING: Aangezien CA-MSC's van de patiënt afgeleide cellen zijn, verschilt de cellulaire verdubbelingstijd tussen cellijnen. De meeste CA-MSC's hebben 3-4 dagen nodig om in aantal te verdubbelen. Sommige CA-MSC's hebben echter 5-7 dagen nodig om in aantal te verdubbelen. CA-MSC's kunnen 8-10 keer worden gepasseerd. Na passage 10 kunnen CA-MSC's verouderen of differentiëren.
  3. CA-MSC validatie
    1. Validatie van CA-MSC-oppervlakte-expressie: Gebruik 0,5 x 106 CA-MSC's (ongeveer 70% confluentie in een kolf van 75 cm2) voor flowcytometrische analyse om ervoor te zorgen dat CA-MSC's de juiste oppervlaktemarkers tot expressie brengen zoals gedefinieerd door de richtlijnen van de International Society for Cellular Therapy, zoals eerder beschreven (CD73/CD90/CD105 positief; CD45/CD34/CD14 of CD11b/CD79a of CD19/HLA-DR negatief)7,16. Bevestig het celaantal na trypsinisatie en tel met behulp van een hemocytometer met trypanblauwe uitsluiting van dode cellen.
      OPMERKING: Als uit de flowcytometrie-analyse blijkt dat de cellen <90% zuiver zijn, sorteer de cellen dan voor de CA-MSC-populatie.
    2. Validatie van CA-MSC-differentiatie: Om afstammingsdifferentiatie te valideren, zaait u CA-MSC's in één putje van een plaat met 6 putjes met een celdichtheid van 5 x 104 cellen/putje in 2 ml MSC-media (één putje per differentiatievoorwaarde). Verander na 24 uur de media naar de juiste differentiatiemedia om differentiatie tussen adipocyten versus chondrocyten versus osteocyten te induceren, zoals eerder beschreven 7,16.
      OPMERKING: Volgens de ISCT-richtlijnen moeten MSC's in vitro differentiatie aantonen in ten minste twee lijnen (adipocyt, chondrocyt of osteocyt).
  4. Verzamel op de dag van de geplande injectieprocedure met de muis de cellen door de stappen 1.2.2 en 1.2.4 te volgen. Tel vervolgens de cellen met behulp van een hemocytometer met trypan-blauwe uitsluiting voor levensvatbaarheid en suspendeer de cellen opnieuw in CA-MSC-medium met een dichtheid van 1 x 108 cel/ml (0,5 x 106 CA-MSC's per injectie). Plaats de zwevende cellen op ijs.
    OPMERKING: Over het algemeen kunnen ten minste 1 x 107 CA-MSC's worden afgeleid uit één tumormonster (0,2 g weefsel). Hierdoor kan voor de meeste muisexperimenten een enkele door de patiënt afgeleide CA-MSC-lijn worden gebruikt. Het is mogelijk om CA-MSC's van verschillende patiënten te combineren, maar we raden aan dat ze zijn afgeleid van hetzelfde histologische subtype van eierstokkanker. De meeste CA-MSC-lijnen hebben 2 maanden en/of 6-7 passages nodig om 1 x 107 cellen te bereiken. CA-MSC's kunnen worden ingevroren met behulp van standaard celvriesmedia en voor onbepaalde tijd worden opgeslagen in vloeibare stikstof voor later gebruik.

2. Voorbereiding van de eierstokkankercellen

  1. Onderhoud OVCAR3-Luc-cellen in DMEM-medium met 10% foetaal runderserum (FBS) en penicilline/streptomycine (penicilline: 100 eenheden/ml, streptomycine: 0,1 mg/ml). Kweekcellen bij 37 °C in een 5% CO2 bevochtigde incubator.
  2. Verzamel op de injectiedag OVCAR3-Luc-cellen met behulp van de volgende stappen.
    1. Zuig eerst de media uit de celkweekkolf op en was de cellen eenmaal met 5-7 ml PBS per kolf van 75 cm2 (PBS zonder Ca2+/Mg2+). Zuig de PBS op en voeg trypsine/EDTA-oplossing toe (2 ml perkolf van 75 cm). Breng vervolgens de celkweekkolf terug naar de broedmachine gedurende 3-5 minuten of totdat de cellen zijn losgemaakt.
    2. Zorg met behulp van microscopie voor volledige trypsinisatie van de cellen (zorg ervoor dat alle cellen zijn losgemaakt van de kweekkolf). Om de trypsinisatie te stoppen, voegt u verse serumhoudende DMEM toe aan de kolf (2-3 ml per 75 cm2 kolf) en brengt u de cellen opnieuw in suspensie. Breng de cellen met behulp van een pipet over in een conische buis van 15 ml.
    3. Centrifugeer op 300 x g gedurende 5 min. Verwijder het bovenstaande en breng de cellen opnieuw in suspensie met groeimedium. Tel vervolgens de cellen en suspendeer ze opnieuw in het groeimedium met een dichtheid van 1 x 108 cellen/ml (0,5 x 106 OVCAR3-Luc cellen per injectie). Plaats de zwevende cellen op ijs.

3. Orthotope inoculatie

  1. Bereiding van de celsuspensie
    1. Meng CA-MSC's en OVCAR-Luc-cellen in een verhouding van 1:1.
    2. Ontdooi de bevroren basaalmembraanmatrix in een ijsbad. Voeg vervolgens de in stap 3.1.1 voorbereide celsuspensie toe aan de basaalmembraanmatrix in een verhouding van 1:1 (eindcelconcentratie: 1 x 106/20 μl membraanmatrix in de middenbas) en meng grondig. De bereide celsuspensies moeten tot gebruik in een ijsbad worden bewaard.
      OPMERKING: Hier wordt een verhouding van 1:1 CA-MSC tot OVCAR-Luc beschreven op basis van eerdere ervaringen met het genoemde model. Eerder werk toont aan dat CA-MSC's over het algemeen in een verhouding van 1:10 staan tot tumorcellen wanneer ze rechtstreeks uit patiëntweefsel worden gekwantificeerd. Zoals hieronder besproken, levert het starten met een 1:1 CA-MSC tot tumorcelverhouding een geschatte 1:10 verhouding van CA-MSC tot tumorcellen op zowel de primaire als de gemetastaseerde plaatsen op experimentele eindpunten met behulp van dit model.
  2. Chirurgie
    OPMERKING: Chirurgie moet worden uitgevoerd in steriele omstandigheden en er moeten steriele chirurgische instrumenten worden gebruikt. Het wordt aanbevolen om vrouwelijke NSG-muizen op de leeftijd van 8 weken te gebruiken voor dit orthotope model.
    1. Verdoof de muis door inademing met isofluraan (4% voor inductie, 2% voor onderhoud) en zuurstof (100%, debietmeter 0,5-1 l/min). Plaats de muis op het preoperatieve neuskegelsysteem. Om tijdens de hele operatie anesthesie toe te dienen (zie gedetailleerde instructies hieronder), steekt u het hoofd van de muis in het neuskegelsysteem van de isofluraanverdamper.
    2. Injecteer de muis subcutaan met 5 mg/kg carprofen, een preoperatief pijnstiller, met een insulinespuit.
    3. Scheer met een tondeuse het linker staartgedeelte van de muis tussen de ribbenrand en het dijbeen. Steriliseer het geschoren gebied met povidon-jodiumoplossing en alcoholdoekjes. Breng vervolgens de muis over naar het chirurgische neuskegelsysteem en stel de isofluraan in op 1,5% voor onderhoudsanesthesie.
    4. Maak een horizontale huidincisie van 1-2 cm ongeveer 2-3 cm onder de ribbegrand. Pak het pariëtale peritoneum vast met een tang en til het op (het peritoneum ziet er glanzend uit en wordt gekenmerkt door afzettingen van vetweefsel). Maak een incisie van 1 cm in het pariëtale peritoneum om de buikholte te openen.
    5. Observeer de verzameling vetweefsel rond de eierstok van de muis (de ovariële slijmbeurs) bij peritoneale binnenkomst. Gebruik een gebogen tang om de ovariële slijmbeurs vast te pakken en bloot te leggen. Terwijl u de eierstok stevig vastpakt met de tang, injecteert u 20 μL van de in stap 3.1.2 voorbereide celsuspensie in de slijmbeurs.
    6. Breng de eierstok voorzichtig terug naar de buikholte. Gebruik een resorbeerbare polyglycolzuur 6-0 hechtdraad die aan een naald is bevestigd en benader de randen van de pariëtale peritoneale incisie opnieuw. Sluit de incisie in de huid met wondclips.
    7. Haal de muis uit de neuskegel en plaats de muis in een aparte, schone kooi onder verwarmend licht totdat hij bij bewustzijn komt en sternale lighouding behoudt. Breng de muis vervolgens terug in zijn kooi.
    8. Controleer de muizen dagelijks gedurende 3-7 dagen na de operatie. Plaats een kopje carprofen-gel in de muizenkooien voor pijnbestrijding. Verwijder de wondclips 7-10 dagen na de operatie.

4. Monitoring van de tumorgroei en het lichaamsgewicht van muizen wekelijks

  1. In vivo beeldvormingssysteem (IVIS): Vanaf week één na de orthotopische inoculatie moet u de komende 3-4 weken elke week in vivo beeldvorming uitvoeren.
    1. Bereid de oplossing van D-luciferine (substraat van vuurvliegluciferase) door 15 mg op te lossen in 1 ml PBS en door een membraan van 0,22 μm te filtreren voor sterilisatie.
    2. Bedien de IVIS volgens de instructies van de fabrikant. Klik op het bureaubladpictogram van Living Image Software . Selecteer vervolgens in het IVIS-configuratiescherm voor acquisitie de optie Initialiseren. Deze stap kan tot 10-15 minuten duren. Bereid de muizen gedurende deze tijd voor op beeldvorming.
    3. Verdoof elke muis met behulp van de isofluraankamer die is aangesloten op IVIS (2%-4% isofluraan en zuurstofstroommeter tot 0,5-1 l/min). Injecteer de D-luciferine (100 μl/10 g lichaamsgewicht) via intraperitoneale injectie met behulp van een insulinespuit.
    4. Plaats het met luciferine geïnjecteerde dier terug in de isofluraankamer.
      OPMERKING: Het is belangrijk om de injectietijd te registreren om de tijd consistent te houden tussen luciferine-injectie en beeldvormingsprestaties gedurende het hele onderzoek.
    5. Breng de verdoofde muis over naar de beeldvormingskamer en stel het beeldvormingssysteem in op de juiste instellingen. Verkrijg vervolgens de afbeelding op het juiste moment.
    6. Nadat u de afbeeldingen hebt opgeslagen, verwijdert u de muizen uit de beeldkamer en plaatst u ze terug in hun respectievelijke kooien.
      OPMERKING: CA-MSC's kunnen ook worden gelabeld met een fluorescerende tag en migratie/co-metastase van CA-MSC's en OVCAR3-Luc-cellen kunnen in vivo worden gecontroleerd met behulp van een fluorescerend kanaal op de IVIS.

5. Beoordeling van CA-MSC: gemetastaseerde afzettingen van tumorcellen

  1. Bij het bereiken van hun vooraf gedefinieerde eindpunt (gewichtstoename >20% met aanwezigheid van ascites, gewichtsverlies <10%, tumorzweren, lichaamsconditioneringsscore van 2 of minder17), euthanasie de muizen in overeenstemming met de institutionele dierenwelzijnsnormen.
  2. Voer autopsie uit op elke muis afzonderlijk. Plaats een steriele naald van 18 g intraperitoneaal om eventuele ascites op te zuigen. Leg vervolgens de borstkas en de buikholte bloot. Kwantificeer de grove gemetastaseerde ziekte via visuele inspectie van tumorbetrokkenheid van muizenorganen18.
  3. Verwijder het tumorweefsel met behulp van een steriel scalpel en fixeer i) in paraformaldehyde voor eventuele paraffine-inbedding, ii) flitsbevriezing en inbedding in OTC-cryostaatinbeddingsmedia, iii) flitsbevriezing voor stroomafwaartse DNA-, RNA- of eiwitanalyse, of iv) dissocieer in afzonderlijke cellen voor flowcytometrie of FACS-isolatie.
    OPMERKING: CA-MSC's blijven levensvatbaar in dit model en kunnen opnieuw worden geïsoleerd voor downstream-toepassingen. Afhankelijk van het doel van het onderzoek kunnen de interacties tussen CA-MSC en tumorcellen worden onderzocht via immunohistochemische benaderingen, flowcytometrische benaderingen of het behouden van opnieuw geïsoleerde cellen in kweek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De beschreven aanpak bootst de ondersteunende micro-omgeving van eierstokkanker (in het bijzonder hooggradig sereus carcinoom) nauwkeurig na door gelijktijdige injectie van van de patiënt afgeleide mesenchymale stamcellen (CA-MSC's) en eierstokkankercellen in de eierstokslijmbeurs. Eerst werden CA-MSC's geïsoleerd uit primaire, chirurgisch gereseceerde humane hooggradige sereuze eierstokkanker waarbij het omentum betrokken was (alle CA-MSC's die in dit experiment werden gebruikt, waren a...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Ondanks aanzienlijke klinische en onderzoeksinspanningen is er minimale vooruitgang geboekt bij de behandeling en preventie van eierstokkanker1. Hoewel er verschillende muismodellen zijn gebruikt om de progressie en metastasen van eierstokkanker te bestuderen, hebben deze modellen te maken gehad met aanzienlijke beperkingen. In het bijzonder zijn eerdere muismodellen niet in staat geweest om de natuurlijke geschiedenis van de progressie van eierstokkanker volledig...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen tegenstrijdige belangen.

Dankbetuigingen

We willen het Gynaecologische Oncologie Biospecimen Program-Promark bedanken voor hulp bij het verzamelen van weefsels. LGC wordt ondersteund door Tina's Wish Rising Star Grant en The Mary Kay Foundation.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.05% trypsin/0.02% EDTASigmaSLCD2568
Anti-human CD105BD Pharmingen560847
Anti-human CD73BD Pharmingen555596
Anti-human CD90BD Pharmingen561443
B27Gibco17504-044
β-FGFGibcoPHG0261
β-mercaptoethanolMP Biomedicals194834
CarprofenHenry Schein11695-6934-1
D-luciferinPerkinElmer122799
DMEDGibco11995-065
EGFGibcoPHG0311
GentamicinGibco15710072
Heat-inactivated FBSGibco16000069
InsulinGibco12585014
Insulin syringeBD Pharmingen324704
In vivo imaging system IVISPerkinElmerIVIS Lumina X5
MatrigelCorning354230
MEBM (mammary epithelial cell basal medium)ATCCPCS-600-030
Mycoplasma test kitABmG238
NSG miceThe Jackson Laboratory5557
OVCAR3ATCCHTB-161
Penicillin/streptomycinGibco15070063
Polyglycolic Acid sutureACE003-2480

Referenties

  1. American Cancer Society. K. S. f. O. C. American Cancer Society. , (2020).
  2. Konecny, G. E., et al. Prognostic and therapeutic relevance of molecular subtypes in high-grade serous ovarian cancer. Journal of the National Cancer Institute. 106 (10), (2014).
  3. Verhaak, R. G., et al. Prognostically relevant gene signatures of high-grade serous ovarian carcinoma. The Journal of Clinical Investigation. 123 (1), 517-525 (2013).
  4. Tothill, R. W., et al. Novel molecular subtypes of serous and endometrioid ovarian cancer linked to clinical outcome. Clinical Cancer Research: An Official Journal of the American Association for Cancer Research. 14 (16), 5198-5208 (2008).
  5. Ghoneum, A., Afify, H., Salih, Z., Kelly, M., Said, N. Role of tumor microenvironment in ovarian cancer pathobiology. Oncotarget. 9 (32), 22832-22849 (2018).
  6. Coffman, L. G., et al. Human carcinoma-associated mesenchymal stem cells promote ovarian cancer chemotherapy resistance via a BMP4/HH signaling loop. Oncotarget. 7 (6), 6916-6932 (2016).
  7. Coffman, L. G., et al. Ovarian carcinoma-associated mesenchymal stem cells arise from tissue-specific normal stroma. Stem Cells. 37 (2), 257-269 (2019).
  8. Spaeth, E. L., et al. Mesenchymal stem cell transition to tumor-associated fibroblasts contributes to fibrovascular network expansion and tumor progression. PLoS One. 4 (4), 4992(2009).
  9. Atiya, H., Frisbie, L., Pressimone, C., Coffman, L. Mesenchymal stem cells in the tumor microenvironment. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1234, 31-42 (2020).
  10. Magnotti, E., Marasco, W. A. The latest animal models of ovarian cancer for novel drug discovery. Expert Opinion on Drug Discovery. 13 (3), 249-257 (2018).
  11. Connolly, D. C., Hensley, H. H. Xenograft and transgenic mouse models of epithelial ovarian cancer and non-invasive imaging modalities to monitor ovarian tumor growth in situ: applications in evaluating novel therapeutic agents. Current Protocols in Pharmacology. 45 (1), 1-26 (2009).
  12. Sherman-Baust, C. A., et al. A genetically engineered ovarian cancer mouse model based on fallopian tube transformation mimics human high-grade serous carcinoma development. The Journal of Pathology. 233 (3), 228-237 (2014).
  13. McLean, K., et al. Human ovarian carcinoma-associated mesenchymal stem cells regulate cancer stem cells and tumorigenesis via altered BMP production. The Journal of Clinical Investigation. 121 (8), 3206-3219 (2011).
  14. Uphoff, C. C., Drexler, H. G. Comparative PCR analysis for detection of mycoplasma infections in continuous cell lines. In Vitro Cellular & Developmental Biology - Animal. 38 (2), 79-85 (2002).
  15. Nikfarjam, L., Farzaneh, P. Prevention and detection of Mycoplasma contamination in cell culture. Cell Journal. 13 (4), 203-212 (2012).
  16. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  17. Ullman-Cullere, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: a rapid and accurate method for assessing health status in mice. Laboratory Animal Science. 49 (3), 319-323 (1999).
  18. Fan, H., et al. Epigenomic reprogramming toward mesenchymal-epithelial transition in ovarian-cancer-associated mesenchymal stem cells drives metastasis. Cell Reports. 33 (10), 108473(2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Metastatische progressiecarcinoom geassocieerde mesenchymale stamcellenstromaal micromilieupati nt afgeleid xenograftbioluminescentie imagingtumormetastaseNSG muizen

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.