Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een gewijzigd chirurgisch model van ischemie van de achterpoten in ApoE-/- Muizen met behulp van een miniatuurincisie

3.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62402

⸱

13 mei 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Medical Faculty Manheim, Heidelberg University, 2European Center of Angioscience ECAS, Medical Faculty Manheim, Heidelberg University, 3Computer-Assisted Clinical Medicine, Mannheim Institute for Intelligent Systems in Medicine, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University, 4Cooperative Core Facility Animal Scanner ZI, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel demonstreert een efficiënte chirurgische aanpak om acute ischemie vast te stellen bij muizen met een kleine incisie. Deze aanpak kan door de meeste onderzoeksgroepen worden toegepast zonder laboratoriumupgrades.

Samenvatting

Het doel van deze studie is het introduceren en evalueren van een aangepaste chirurgische aanpak om acute ischemie bij muizen te induceren die in de meeste dierlaboratoria kan worden geïmplementeerd. In tegenstelling tot de conventionele benadering voor dubbele ligatie van de dijbeenslagader (DLFA), werd een kleinere incisie op het rechter inguinale gebied gemaakt om de proximale femorale slagader (FA) bloot te leggen om DLFA uit te voeren. Vervolgens werd de incisie met behulp van een 7-0 hechting naar het kniegebied gesleept om de distale FA bloot te leggen. Magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) op bilaterale achterpoten werd gebruikt om FA-occlusie na de operatie te detecteren. Op 0, 1, 3, 5 en 7 dagen na de operatie werd het functionele herstel van de achterpoten visueel beoordeeld en beoordeeld met behulp van de Tarlov-schaal. Histologische evaluatie werd uitgevoerd na het euthanaseren van de dieren 7 dagen na DLFA. De procedures werden met succes uitgevoerd op het rechterbeen bij tien ApoE-/- muizen, en geen muizen stierven tijdens de daaropvolgende observatie. De incisiegroottes bij alle 10 muizen waren minder dan 5 mm (4,2 ± 0,63 mm). MRI-resultaten toonden aan dat de FA-bloedstroom in de ischemische kant duidelijk geblokkeerd was. De resultaten van de Tarlov-schaal toonden aan dat de functie van de achterpoten na de procedure aanzienlijk afnam en langzaam herstelde in de volgende 7 dagen. Histologische evaluatie toonde een significante ontstekingsreactie aan de ischemische kant en verminderde microvasculaire dichtheid in de ischemische achterpoot. Concluderend introduceert deze studie een aangepaste techniek met behulp van een miniatuurincisie om ischemie van de achterpoten (HLI) uit te voeren met behulp van DLFA.

Inleiding

Er is een onvervulde behoefte aan preklinische diermodellen voor onderzoek naar vaatziekten zoals perifere arterieziekte (PAD). Ondanks de geavanceerde ontwikkelingen in diagnose en behandeling, waren er in 2018 meer dan 200 miljoen patiënten met PAD1, en hun aantal neemt voortdurend toe. Hoewel verschillende nieuwe therapeutische benaderingen2,3,4,5,6,7 zijn beschreven, blijft een succesvolle vertaling van deze therapeutische modaliteiten in klinische toepassing een ontmoedigende taak. Daarom zijn betrouwbare en relevante in vivo experimentele modellen nodig die de menselijke ziektetoestand simuleren om het potentiële mechanisme en de efficiëntie van deze nieuwe therapeutische benaderingen voor de behandeling van PAD6,7te onderzoeken.

Hyperlipidemie en atherosclerose (AS) zijn de belangrijkste risicofactoren voor de ontwikkeling van PAD. ApoE-/- muizen (op een vetrijk dieet) vertonen abnormaal vetmetabolisme en hyperlipidemie en ontwikkelen vervolgens atherosclerotische plaques waardoor ApoE-/- muizen de beste keuze zijn om de klinisch relevante PAD te simuleren. Preklinische HLI-diermodellen worden gegenereerd door dubbele ligatie van de femorale slagader (DLFA), wat de meest gebruikte aanpak is in laboratoria over de hele wereld8,9,10,11,12,13,14,15 om acute-op-chronische ischemie te simuleren. Deze aanpak vereist echter meestal een relatief grote en invasieve incisie. Bovendien leidt het er onvermijdelijk toe dat de dieren (vooral muizen) lijden aan verhoogde pijnschade en ontsteking, wat ook de daaropvolgende experimentele resultaten beïnvloedt5,6,16,17. Dit artikel beschrijft een acuut-op-chronisch HLI-model in APOE-/- muizen met behulp van een zeer kleine incisie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

OPMERKING: Alle experimentele procedures zijn uitgevoerd volgens de EG-richtlijn EC 2010/63/EU en zijn goedgekeurd door de lokale Duitse wetgeving (35-9185.81/G[1]239/18). Tien mannelijke ApoE-/- muizen met de C57BL/6J achtergrond, met een gewicht van 29,6-38,0 g, werden gehuisvest op een 12 h licht/donker cyclus en kregen een westers dieet (1,25% cholesterol en 21% vet) en water ad libitum gedurende 12 weken vanaf de leeftijd van 8 weken. HLI werd uitgevoerd op 20 weken oude muizen zoals hieronder beschreven.

1. Inductie van HLI in ApoE-/- muizen

  1. Bereid de benodigde apparatuur en gereedschappen voor chirurgie voor (zie de tabel met materialen en figuur 1). Steriliseer de chirurgische instrumenten via autoclaveren voor gebruik en gebruik een glazen kraalsterilisator tijdens de operatie.
  2. Anesthetiseer de muis met een subcutane injectie (S.C.) van een mengsel van midazolam (5 mg/kg), medetomidine (0,05 mg/ml/kg) en fentanyl (0,5 mg/kg) vóór alle chirurgische ingrepen.
    1. Gebruik na het begin van de anesthesie de dierenartszalf op de ogen om droogheid te voorkomen en bevestig de afwezigheid van de pedaalontwenningsreflex in de voorpoot en achterpoot.
  3. Plaats de muis daarna op een verwarmingskussen om de kerntemperatuur van het lichaam op ongeveer 37 °C te houden. Gebruik wattenstaafjes en ontharingscrème om voorzichtig het haar van de huid van de achterpoten aan de rechterkant te verwijderen.
    OPMERKING: De ontharingscrème moet in voldoende hoeveelheid worden gebruikt om de achterlimb te bedekken, vooral het liesgebied waar de incisie zal worden gemaakt. De ontharingscrème moet worden gebruikt voor een duur van minder dan 3 minuten en moet vervolgens 2 tot 3 keer worden verwijderd met bevochtigde wattenstaafjes.
  4. Leg de muis in rugligging op het verwarmingskussen onder een ontleedmicroscoop. Gebruik een huidantisepticum (zie de tabel met materialen)om de huid van de muis te desinfecteren. Gebruik daarna een puntige tang en een chirurgische schaar om een incisie van ongeveer 3-4 mm te maken in het midden van het liesgebied. Zie figuur 2 voor een schema van de procedure.
  5. Verwijder het onderhuidse vetweefsel voorzichtig met behulp van een fijne puntige tang om de proximale femorale neurovasculaire bundel bloot te leggen. Gebruik voorzichtig de fijne puntige tang om het membraan van de dijbeenschede te doorboren. Gebruik een wattenstaafje bevochtigd met zoutoplossing om de dijbeenslagader (FA) voorzichtig weg te bewegen van de heupzenuw (FN) en de dijbeenader (FV).
  6. Passeer twee 7-0 absorbeerbare hechtingen door de proximale FA en maak dubbele knopen met behulp van een veerschaar om de FA tussen de twee banden te transfecteren.
  7. Om de distale FA bloot te leggen, passeert u een 7-0 absorbeerbare hechting door de onderrand van de incisie en sleept u de incisie voorzichtig naar het gebied van de rechterkant van de knie van de achterpoot.
  8. Beweeg het onderhuidse weefsel voorzichtig opzij om de neurovasculaire bundel bloot te leggen. Gebruik fijne puntige tang om het membraan van de femurschede te doorboren en ontleed de FA van de FV en FN.
  9. Passeer twee 7-0 absorbeerbare hechtingen door de distale FA en maak dubbele knopen. Gebruik een veerschaar om de FA tussen de twee banden te transfecteren.
    OPMERKING: Er werd geen ligatie uitgevoerd op de linker ledemaat, die diende als een controle in elke muis.
  10. Gebruik daarna 6-0 absorbeerbare hechtingen om de incisie te hechten. Plaats de muis op een verwarmingskussen in een schone kooi en blijf de vitale parameters controleren tot het herstel. Zorg voor postoperatieve analgetica: Buprenorfine s.c. (0,1 mg /kg lichaamsgewicht elke 8 uur gedurende 48 uur). Dien 48 uur na de operatie metamizol toe in drinkwater (24 mg /5 ml water komt overeen met een dosis van 200 mg / kg 4 maal daags).

2. Magnetische resonantie beeldvorming

OPMERKING: Een dag na DLFA moeten de muizen MRI-scans ondergaan om FA-blokkering te beoordelen.

  1. Plaats de muis in een transparante inductiekamer en verdoof de muis met 1,5-2% isofluraan in de omgevingslucht tot verlies van de rechtzettingsreflex.
  2. Plaats de muis op een verwarmd dierenbed uitgerust met een bijthouder en gepositioneerd in de richting van de magneet met een lasergestuurd systeem. Houd de lichaamstemperatuur op 37±1 °C.
  3. Houd tijdens beeldacquisitie de anesthesie met 1,5-2% isofluraan in de omgevingslucht en controleer de ademhaling met behulp van een druksonde.
  4. Verkrijg beelden in de transversale segmentoriëntatie met behulp van een driedimensionale (3D) time of flight (TOF) angiografiesequentie met parameter echo time (TE)/repetition time (TR)/flip angle (FA) = 2 ms/12 ms/13°, vier gemiddelden, een acquisitiematrix van 178 x 144 gereconstrueerd tot 256 x 192 en 121 slices, resulterend in een isotrope resolutie van 0,15 mm3. Om het signaal van de aderen te onderdrukken, plaatst u een verzadigingsschijf distaal op de achterpoten.

3. Klinische evaluatie en follow-up

  1. Schat het functionele herstel in de1e,3e,5een7e dag na de operatie met behulp van de functionele score Tarlov schaal18,19 (Tabel 1).

4. Histologische evaluatie

  1. Breng zeven dagen na de operatie pentobarbital-injectie (115 mg / kg) aan om de muizen te euthanaseren.
  2. Perfuseer fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS) met 1% paraformaldehyde (PFA) door de linker hartkamer (100 ml per muis). Fixeer de bilaterale gastrocnemius (Gm) van de muizen in 4% PFA 's nachts bij 4 °C.
  3. Sluit het monster in paraffine in volgens het eerder beschreven protocol20.
    1. Snijd 4-5 μm dikke delen van het in paraffine ingebedde weefselblok op een microtoom. Plaats met behulp van een ronde verfkwast de gesneden weefseldelen in het waterbad dat op 42°C wordt gehouden.
    2. Plaats de microscoopglaas in het water onder een hoek van 45° en plaats deze voorzichtig onder de groep secties die moet worden verzameld.
    3. Til de glijbaan voorzichtig uit het water en laat de secties aan de glijbaan bevestigen en droog 's nachts in de incubator op de tafel bij 37 °C.
  4. Voer hematoxyline / eosine (HE) kleuring van de paraffine secties.
    1. Plaats de dia's met de secties in diahouders. Bereid 3 containers met vers xyleen voor en plaats de dia's gedurende 5 minuten in elke container om de secties te deparaffiniseren.
    2. Rehydrateer de secties door de plakjes achtereenvolgens in 96%, 80%, 70%, 50%, 30% ethanol en gedeïoniseerd water gedurende elk 5 minuten te dopen.
    3. Vlek in hematoxyline-oplossing gedurende 10 min.
    4. Breng de plakjes over in een bak met gedeïoniseerd water en spoel af door ze gedurende 5 minuten onder stromend leidingwater te plaatsen.
    5. Controleer met behulp van een microscoop de intensiteit van hematoxylinekleuring. Als de kleuring het mogelijk maakt om de celkernen duidelijk te identificeren, gaat u verder met de volgende stap. Als de kleuringsintensiteit de identificatie van celkernen niet vergemakkelijkt of als de intensiteit van de kleuring zwak is, plaatst u de dia gedurende 1 minuut in de hematoxyline-oplossing, herhaalt u de was met water (stap 4.4.4) en controleert u deze opnieuw.
    6. Counterstain in eosine-Y oplossing gedurende 5 min.
    7. Droog de secties uit door de plakjes achtereenvolgens in containers met gedeïoniseerd water en 30%, 50%, 70%, 80% en 96% ethanol achtereenvolgens te dopen voor een duur van 10 s elk. Plaats vervolgens de secties achtereenvolgens in drie containers met vers xyleen gedurende 10 s elk.
    8. Plaats de dia's horizontaal op microscopische dia-opslagkaarten met de secties naar boven gericht. Voeg voldoende bevestigingsmedium toe op de dia en monteer de dia's met coverslips.
  5. Voer de immunohistochemische (IHC) kleuring van de paraffinesecties uit.
    1. Herhaal de deparaffinisatie- en rehydratatiestappen 4.4.1-4.4.2. Dompel de secties vervolgens onder in een container met 10 mM natriumcitraatbuffer, pH 6, en breng het monster aan de kook in een magnetron.
      OPMERKING: Aangezien over- of onderverhitting van monsters inconsistente vlekken kan veroorzaken, moet u de temperatuur gedurende 10 minuten op net onder het kookpunt houden.
    2. Koel vervolgens de secties op een bankje gedurende 30 minuten. Was daarna de secties in PBS drie keer gedurende 5 minuten. Droog het gebied rond het monster zorgvuldig af en teken een grote cirkel rond het monster met een hydrofobe pen. .
      OPMERKING: Raak het monster nooit aan. Markering met een hydrofobe pen creëert een hydrofobe grens, die het gebruik van een kleiner volume antilichaamoplossing vergemakkelijkt.
    3. Demp endogene peroxidase-activiteit door de sectie gedurende 10 minuten in PBS in 0,3%H2 O2 te plaatsen. Bloksecties met 400 μL blokbuffer (PBS bevatten 3% runderserumalbumine en 0,3% niet-ionisch wasmiddel) gedurende 1 uur bij kamertemperatuur in een bevochtigde kamer.
    4. Was de secties in PBS gedurende 5 minuten. Voeg vervolgens 100-400 μL verdund anti-CD31-antilichaam (1:250) voldoende toe om de sectie te bedekken. Incubateer vervolgens secties 's nachts bij 4 °C in een bevochtigde kamer.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat de sectie volledig bedekt is met de antilichaamoplossing.
    5. Verwijder het primaire antilichaam en was de secties driemaal in PBS voor een duur van elk 5 minuten.
    6. Bereid het 3, 3'-diaminobenzidine (DAB) mengsel door 1 druppel dab-concentraat toe te voegen aan 1 ml van het DAB-verdunningsmiddel en meng goed. Voeg daarna 100-400 μL DAB-mengsel toe aan de secties en controleer nauwlettend met het oog gedurende 2 minuten totdat een aanvaardbare kleurintensiteit wordt waargenomen.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat het gedeelte volledig bedekt is met het DAB-mengsel.
    7. Daarna 5 min. afspoelen onder stromend leidingwater. Voer hematoxylinekleuring uit zoals beschreven in stappen 4.4.3-4.4.5.
    8. Voer eosine-Y-kleuring uit zoals beschreven in stap 4.4.6. Voer uit dehydratiestappen die worden beschreven in stap 4.4.7.
    9. De secties met coverslips gemonteerd met behulp van montagemedium. Gebruik ImageJ om het percentage CD31-positieve gebieden (%) in 5 willekeurig geselecteerde velden (40x) te schatten dat kan worden beschouwd als microvasculaire dichtheid zoals eerder beschreven21.

5. Statistische analyse

  1. Gebruik statistische analysesoftware om de resultaten uit te drukken als gemiddelde ± standaarddeviatie en om ongepaarde t-testuit te voeren op de vergelijkingen. Beschouw P < 0,05 als statistisch significant.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Kenmerken van ApoE-/- muizen
DLFA-operaties werden met succes uitgevoerd op 10 muizen om het HLI-model vast te stellen, en geen van de muizen stierf na de procedure. Om veranderingen in lichaamsgewicht te volgen, werden muizen gewogen vóór de DLFA-procedure (Pre-DLFA) en 7 dagen na de DLFA-operatie (Post-DLFA). Pre-DLFA-gewichten varieerden van 29,6 tot 38,0 g (gemiddeld 34,74 ± 2,47 g) en post-DLFA-gewichten varieerden van 26,5 tot 34,1 g (gemiddeld 30,77...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze studie rapporteert een aangepaste, vereenvoudigde en chirurgisch efficiënte aanpak om een HLI-model vast te stellen in ApoE-/- muizen met behulp van dubbele ligatie in de proximale en distale regio's van de FA via een incisie van 3-4 mm zonder vereiste laboratoriumupgrades. Het belangrijkste kenmerk van deze methode is de kleinere omvang van de incisie in vergelijking met eerder gerapporteerde studies die HLI-modellen van muizenbeschrijven 8,9,

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat de inhoud van het artikel is samengesteld bij afwezigheid van commerciële of financiële relaties die kunnen worden opgevat als een potentieel belangenconflict.

Dankbetuigingen

Auteurs bedanken Viktoria Skude, Alexander Schlund en Felix Hörner voor de uitstekende technische ondersteuning.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
10x Phosphate buffer salineRoth9143.1Gebaten voor hematoxyline en eosin kleuring en immunohistologische kleuring
30% H2O2Roth9681.2Gebaten voor immunohistologische kleuring
6-0 absorbable suturesPROLENE8776HGebaten voor het naaien van de huid
6-0 absroable suturePROLENEEP8706Gebaten bij Chirurgie
7-0 absorbable suturesPROLENEEH8021EGebaten voor het binden van de slagader
7-0 absroable suturePROLENEEP8755Gebaten bij Chirurgie
Acetic acidRoth6755.1Gebaten voor hematoxyline en eosin kleuring
Albumin Fraktion VRoth8076.2Gebaten voor immunohistologische kleuring
AutoclaveSystec GmbHSystec VX-150Gebaten voor de sterilisatie van de chirurgische instrumenten
Axio vert A1 microscopeCarl ZeissZEISS Axio Vert.A1Gebaten voor het bekijken en nemen van de foto's van hematoxyline en eosin kleuring en immunohistologische kleuring
Bruker BioSpec 94/20 AVIIIBruker Biospin MRI GmbHN/AScan de blokkade van de femorale slagader
Buprenovet Sine 0,3mg/mlBayer AG2542 (WDT)Gebaten in postoperatief pijnbeheersing. Dosis - 0,1 mg/kg lichaamsgewicht elke 8 uur gedurende 48 uur na de operatie
CD31 antibodyAbcamab28364Gebaten voor immunohistologische kleuring
Eosin Y solution 0.5 % in waterRothX883.1Gebaten voor hematoxyline en eosin kleuring
Epitope Retrieval Solution pH 6Leica Biosystems6046945Gebaten voor immunohistologische kleuring
Ethanol ≥ 99,5 %Roth5054.1Gebaten voor hematoxyline en eosin kleuring en immunohistologische kleuring
FentanylCayman Chemical437-38-7Gebaten voor anesthesie
Fine point forcepsMedixplus93-4505SGebaten voor het scheiden van de slagader van zenuw en ader
Glass bead sterilisatorSimon KellerType 250Gebaten voor sterilisatie van de chirurgische instrumenten
Graefe iris forceps curvedVUBUVUBU-02-72207Gebaten voor het doffe scheiden van huid en onderhuids weefsel
Hair Remover cream, Veet (with aloe vera)Reckitt Benckiser108972Haar verwijderen van achterste ledematen van muizen
Heating plateSTÖRK-TRONIC7042092Houd de temperatuur van muizen constant
HematoxylinRothT865.2Gebaten voor hematoxyline en eosin kleuring en immunohistologische kleuring
Leica surgical microscopeLeicaM651Vergroot het gezichtsveld om de operatie te vergemakkelijken
Liquid DAB+Substrate Chromogen SystemDakoK3468Gebaten voor immunohistologische kleuring
Male ApoE-/- miceCharles River LaboratoriesN/AGebaten voor het vestigen van het muismodel voor perifere arteriële ziekte
MedetomidineCayman Chemical128366-50-7Gebaten voor anesthesie
Micro Needle HolderBlack & Black SurgicalB3B-18-8Houd de naald vast
Micro suture tying forcepsLife Saver Surgical IndustriesPS-MSF-145Gebaten om te helpen bij het knopen tijdens de chirurgie
MicrotomeBiobaseBk-Mt268mGebaten voor weefselsneden
MidazolamRatiopharm44856.01.00Gebaten voor anesthesie
MR-compatible Small Animal Monitoring and Gating System Model 1025SA InstrumentsN/abewaken van de vitale functies van dieren tijdens MRI-scan
Octeniderm farblosSchülke & Mayr GmbH180212Gebaten voor desinfectie van de huid
Ointment for the eyes and noseBayer AG1578675Houd de ogen vochtig onder de anesthesie
ParaformaldehydeRoth0335.1Gebaten voor fixatie van het weefsel
PentobarbitalNembutal76-74-4Gebaten voor anesthesie
SalineDeltaSelect1299.99.99Gebaten voor anesthesie
Spring handle scissors with fine, sharp tipsBlack & Black SurgicalB66167Gebaten voor het snijden van de slagader
SuperCut ScissorsBlack & Black SurgicalB55992Gebaten voor het snijden van de huid
Triton X-100Roth9002-93-1Gebaten voor immunohistologische kleuring
Western diet, 1.25% Cholesterolssniff Spezialdiäten GmbHE15723-34Dieet voor de muizen
XyleneRoth4436.3Gebaten voor hematoxyline en eosin kleuring en immunohistologische kleuring

Referenties

  1. Shu, J., Santulli, G. Update on peripheral artery disease: Epidemiology and evidence-based facts. Atherosclerosis. 275, 379-381 (2018).
  2. Tateishi-Yuyama, E., et al. Therapeutic angiogenesis for patients with limb ischaemia by autologous transplantation of bone-marrow cells: a pilot study and a randomised controlled trial. Lancet. 360 (9331), 427-435 (2002).
  3. Wang, Z. X., et al. Efficacy of autologous bone marrow mononuclear cell therapy in patients with peripheral arterial disease. Journal of Atherosclerosis and Thrombosis. 21 (11), 1183-1196 (2014).
  4. Botham, C. M., Bennett, W. L., Cooke, J. P. Clinical trials of adult stem cell therapy for peripheral artery disease. Methodist Debakey Cardiovascular Journal. 9 (4), 201-205 (2013).
  5. van Weel, V., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression in ischemic skeletal muscle enhances myoglobin expression in vivo. Circulation Research. 95 (1), 58-66 (2004).
  6. Olea, F. D., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression does not enhance adipose stromal cell-induced protection on muscle damage in critical limb ischemia. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 184-188 (2015).
  7. Peeters Weem, S. M. O., Teraa, M., de Borst, G. J., Verhaar, M. C., Moll, F. L. Bone marrow derived cell therapy in critical limb ischemia: a meta-analysis of randomized placebo controlled trials. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 50 (6), 775-783 (2015).
  8. Crawford, R. S., et al. Divergent systemic and local inflammatory response to hind limb demand ischemia in wild-type and ApoE-/- mice. Journal of Surgical Research. 183 (2), 952-962 (2013).
  9. Niiyama, H., Huang, N. F., Rollins, M. D., Cooke, J. P. Murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (23), e1035(2009).
  10. Brenes, R. A., et al. Toward a mouse model of hind limb ischemia to test therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Surgery. 56 (6), 1669-1679 (2012).
  11. Peck, M. A., et al. A functional murine model of hindlimb demand ischemia. Annals of Vascular Surgery. 24 (4), 532-537 (2010).
  12. Lejay, A., et al. A new murine model of sustainable and durable chronic critical limb ischemia fairly mimicking human pathology. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 49 (2), 205-212 (2015).
  13. Nagase, H., Yao, S., Ikeda, S. Acute and chronic effects of exercise on mRNA expression in the skeletal muscle of two mouse models of peripheral artery disease. PLoS One. 12 (8), 0182456(2017).
  14. Fu, J., et al. Hydrogen molecules (H2) improve perfusion recovery via antioxidant effects in experimental peripheral arterial disease. Molecular Medicine Reports. 18 (6), 5009-5015 (2018).
  15. Yu, J., Dardik, A. A murine model of hind limb ischemia to study angiogenesis and arteriogenesis. Methods in Molecular Biology. 1717, 135-143 (2018).
  16. Pu, L. Q., et al. Enhanced revascularization of the ischemic limb by angiogenic therapy. Circulation. 88 (1), 208-215 (1993).
  17. Takeshita, S., et al. Therapeutic angiogenesis. A single intraarterial bolus of vascular endothelial growth factor augments revascularization in a rabbit ischemic hind limb model. Journal of Clinical Investigation. 93 (2), 662-670 (1994).
  18. Tarlov, I. M. Spinal cord compression studies. III. Time limits for recovery after gradual compression in dogs. AMA Archives of Neurology and Psychiatry. 71 (5), 588-597 (1954).
  19. Westvik, T. S., et al. Limb ischemia after iliac ligation in aged mice stimulates angiogenesis without arteriogenesis. Journal of Vascular Surgery. 49 (2), 464-473 (2009).
  20. Hellingman, A. A., et al. Variations in surgical procedures for hind limb ischaemia mouse models result in differences in collateral formation. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 40 (6), 796-803 (2010).
  21. Liu, Q., et al. CRISPR/Cas9-mediated hypoxia inducible factor-1α knockout enhances the antitumor effect of transarterial embolization in hepatocellular carcinoma. Oncology Reports. 40 (5), 2547-2557 (2018).
  22. Padgett, M. E., McCord, T. J., McClung, J. M., Kontos, C. D. Methods for acute and subacute murine hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54166(2016).
  23. Pellegrin, M., et al. Experimental peripheral arterial disease: new insights into muscle glucose uptake, macrophage, and T-cell polarization during early and late stages. Physiological Reports. 2 (2), 00234(2014).
  24. Sun, Z., et al. VEGF-loaded graphene oxide as theranostics for multi-modality imaging-monitored targeting therapeutic angiogenesis of ischemic muscle. Nanoscale. 5 (15), 6857-6866 (2013).
  25. Craige, S. M., et al. NADPH oxidase 4 promotes endothelial angiogenesis through endothelial nitric oxide synthase activation. Circulation. 124 (6), 731-740 (2011).
  26. Kant, S., et al. Neural JNK3 regulates blood flow recovery after hindlimb ischemia in mice via an Egr1/Creb1 axis. Nature Communications. 10 (1), 4223(2019).
  27. Chevalier, J., et al. Obstruction of small arterioles in patients with critical limb ischemia due to partial endothelial-to-mesenchymal transition. iScience. 23 (6), 101251(2020).
  28. Kosmac, K., et al. Correlations of calf muscle macrophage content with muscle properties and walking performance in peripheral artery disease. Journal of the American Heart Association. 9 (10), 015929(2020).
  29. Mohiuddin, M., et al. Critical limb ischemia induces remodeling of skeletal muscle motor unit, myonuclear-, and mitochondrial-domains. Scientific Reports. 9 (1), 9551(2019).
  30. Ministro, A., et al. Assessing therapeutic angiogenesis in a murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59582(2019).
  31. Kilarski, W. W., Samolov, B., Petersson, L., Kvanta, A., Gerwins, P. Biomechanical regulation of blood vessel growth during tissue vascularization. Nature Medicine. 15 (6), 657-664 (2009).
  32. Portou, M. J., et al. Hyperglycaemia and ischaemia impair wound healing via Toll-like receptor 4 pathway activation in vitro and in an experimental murine model. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 59 (1), 117-127 (2020).
  33. Dokun, A. O., et al. A quantitative trait locus (LSq-1) on mouse chromosome 7 is linked to the absence of tissue loss after surgical hindlimb ischemia. Circulation. 117 (9), 1207-1215 (2008).
  34. Hazarika, S., et al. MicroRNA-93 controls perfusion recovery after hindlimb ischemia by modulating expression of multiple genes in the cell cycle pathway. Circulation. 127 (17), 1818-1828 (2013).
  35. Fan, W., et al. mTORC1 and mTORC2 play different roles in the functional survival of transplanted adipose-derived stromal cells in hind limb ischemic mice via regulating inflammation in vivo. Stem Cells. 31 (1), 203-214 (2013).
  36. Terry, T., et al. CD34(+)/M-cadherin(+) bone marrow progenitor cells promote arteriogenesis in ischemic hindlimbs of ApoE(-)/(-) mice. PLoS One. 6 (6), 20673(2011).
  37. Kwee, B. J., et al. Treating ischemia via recruitment of antigen-specific T cells. Science Advances. 5 (7), (2019).
  38. Nakada, M. T., et al. Clot lysis in a primate model of peripheral arterial occlusive disease with use of systemic or intraarterial reteplase: addition of abciximab results in improved vessel reperfusion. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 15 (2), Pt 1 169-176 (2004).
  39. Carr, A. N., et al. Efficacy of systemic administration of SDF-1 in a model of vascular insufficiency: support for an endothelium-dependent mechanism. Cardiovascular Research. 69 (4), 925-935 (2006).
  40. Del Giudice, C., et al. Evaluation of a new model of hind limb ischemia in rabbits. Journal of Vascular Surgery. 68 (3), 849-857 (2018).
  41. Liddell, R. P., et al. Endovascular model of rabbit hindlimb ischemia: a platform to evaluate therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 16 (7), 991-998 (2005).
  42. Aboyans, V., et al. 2017 ESC guidelines on the diagnosis and treatment of peripheral arterial diseases, in collaboration with the European Society for Vascular Surgery (ESVS): Document covering atherosclerotic disease of extracranial carotid and vertebral, mesenteric, renal, upper and lower extremity arteriesEndorsed by: the European Stroke Organization (ESO)The Task Force for the Diagnosis and Treatment of Peripheral Arterial Diseases of the European Society of Cardiology (ESC) and of the European Society for Vascular Surgery (ESVS). European Heart Journal. 39 (9), 763-816 (2018).
  43. Lo Sasso, G., et al. The Apoe(-/-) mouse model: a suitable model to study cardiovascular and respiratory diseases in the context of cigarette smoke exposure and harm reduction. Journal of Translational Medicine. 14 (1), 146(2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Ligatie van de arteria femoralisApoE-knockoutmuizenminiatuurincisiechirurgiedubbele ligatietechniekmagnetic resonance imagingTarlov-schaalbeoordelingmicrovasculaire dichtheidischemie-reperfusieschadehistologische evaluatie
Een gewijzigd chirurgisch model van ischemie van de achterpoten in ApoE-/- Muizen met behulp van een miniatuurincisie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.