Methodenartikel

Gestabiliseerde longitudinale in vivo cellulaire visualisatie van de alvleesklier in een murien model met een pancreas intravital imaging venster

DOI:

10.3791/62538

⸱

6 mei 2021

 , 
1Department of Emergency Medicine, Seoul National University Bundang Hospital, 2Graduate School of Medical Science and Engineering, Korea Advanced Institute of Science and Technology, 3KI for Health Science and Technology, Korea Advanced Institute of Science and Technology

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In vivo beeldvorming met hoge resolutie van de alvleesklier werd vergemakkelijkt met het pancreas intravital imaging venster.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Directe in vivo cellulaire resolutie beeldvorming van de alvleesklier in een levend klein diermodel is technisch uitdagend geweest. Een recente intravital imaging studie, met een abdominale imaging window, maakte visualisatie van de cellulaire dynamiek in buikorganen in vivomogelijk . Vanwege de zachte bladachtige architectuur van de muisalvleesklier die gemakkelijk kan worden beïnvloed door fysiologische beweging (bijv. peristaltiek en ademhaling), was het echter moeilijk om gestabiliseerde longitudinale in vivo beeldvorming gedurende enkele weken op cellulair niveau uit te voeren om eilandjes of kankercellen in de muisalvleesklier te identificeren, te volgen en te kwantificeren. Hierin beschrijven we een methode voor het implanteren van een nieuwe ondersteunende basis, een geïntegreerd pancreas intravital imaging venster, dat de alvleesklier ruimtelijk van de darm kan scheiden voor longitudinale time-lapse intravital imaging van de alvleesklier microstructuur. Longitudinale in vivo beeldvorming met het beeldvormingsvenster maakt stabiele visualisatie mogelijk, waardoor eilandjes over een periode van 3 weken kunnen worden gevolgd en driedimensionale beeldvorming met hoge resolutie van de microstructuur, zoals hier blijkt uit een orthotopisch pancreaskankermodel. Met onze methode kunnen verdere intravital imaging studies de pathofysiologie van verschillende ziekten waarbij de alvleesklier op cellulair niveau betrokken is, verduidelijken.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De alvleesklier is een buikorgaan met een exocriene functie in het spijsverteringskanaal en een endocriene functie van het afscheiden van hormonen in de bloedbaan. Hoge resolutie cellulaire beeldvorming van de alvleesklier kan de pathofysiologie onthullen van verschillende ziekten waarbij de alvleesklier betrokken is, waaronder pancreatitis, alvleesklierkanker en diabetes mellitus1. Conventionele diagnostische beeldvormingstools zoals computertomografie, magnetische resolutiebeeldvorming en ultrasonografie zijn op grote schaal beschikbaar in het klinische veld1,2. Deze beeldvormingsmodaliteiten zijn echter beperkt tot het visualiseren van alleen structurele of anatomische veranderingen, terwijl veranderingen op cellulair of moleculair niveau niet kunnen worden bepaald. Gezien het feit dat moleculaire veranderingen in diabetes mellitus of alvleesklierkanker bij mensen meer dan 10 jaar voorafgaand aan de diagnose3,4kunnen initiëren, heeft de detectie van pancreasziekten uit hun moleculaire overgang tijdens de latente periode het potentieel om een vroege diagnose en een tijdige interventie te bieden. Beeldvorming die de beperkingen van de resolutie zal overwinnen en waardevolle inzichten in de functie zal bieden, zal dus opmerkelijk veel aandacht krijgen door een vroege diagnose van alvleesklierkanker of geavanceerde identificatie van de verandering van de eilandjes tijdens de progressie van diabetes mellitus5.

Met name met de eilandjes zijn nucleaire beeldvorming, bioluminescentiebeeldvorming en optische coherentietomografie voorgesteld als niet-invasieve eilandjesbeeldvormingstechnieken6. De resolutie van deze methoden is echter aanzienlijk laag, met typische waarden variërend van enkele tientallen tot honderden micrometers, die een beperkte mogelijkheid bieden om veranderingen op cellulair niveau in de eilandjes te detecteren. Aan de andere kant werden eerdere studies met hoge resolutie van eilandjes uitgevoerd onder ex vivo7,8 (bijv. snijden of vertering van de alvleesklier), niet-fysiologische9 (bijv. exteriorisatie van de alvleesklier) en heterotone aandoeningen10,11,12 (bijv. implantatie onder de niercapsule, in de lever en in de voorste kamer van het oog), wat hun interpretatie en klinische implicaties beperkt. Als in vivo,fysiologisch en orthotopisch model van hoge resolutie beeldvorming kan worden vastgesteld, zal het een cruciaal platform zijn voor het onderzoek van pancreas eilandjes.

Intravital imaging, die de pathofysiologie op microscopisch resolutieniveau bij een levend dier onthult, heeft onlangs veel aandacht gekregen13. Van de in vivo beeldvormingsmethoden heeft de ontwikkeling van een abdominale beeldvormingsvenster14, dat een venster in de buik van een muis implanteert, de ontdekking van nieuwe bevindingen mogelijk maken (d.w.z. een premicrometastasestadium van vroege levermetastase15 en mechanisme van stamcelonderhoud in het darmepitheel16). Hoewel het abdominale beeldvormingsvenster waardevolle resultaten oplevert, zijn de toepassingen van dit venster voor de alvleesklier en het resulterende intravital imaging-onderzoek op basis van ziekten waarbij de alvleesklier betrokken is, niet uitgebreid onderzocht.

In tegenstelling tot de goed gedefinieerde solide orgaankenmerken van de menselijke alvleesklier, is de alvleesklier van een muis een diffuus verdeelde zachte weefselachtige structuur17. Daarom wordt het onophoudelijk beïnvloed door fysiologische bewegingen, waaronder peristaltiek en ademhaling. Een eerdere studie over de toepassing van een abdominale beeldvormingsvenster voor de alvleesklier toonde aan dat dwalen plaatsvond als gevolg van bewegingsartefacten veroorzaakt door stoelgang18. Ernstige vervaging werd waargenomen in het resulterende gemiddelde beeld, wat de visualisatie en identificatie van de microschaalstructuren belemmerde.

Hierin beschrijven we het gebruik van een nieuw ondersteunend basis geïntegreerd pancreas intravital imaging venster gecombineerd met intravital microscopie19,20 om de longitudinale cellulaire niveau gebeurtenissen bij ziekten waarbij de alvleesklier betrokken is te onderzoeken. Naast een gedetailleerde beschrijving van de methodologie in de vorige studie18, zal de uitgebreide toepassing van pancreasbeeldvormingsvenster voor verschillende ziekten waarbij de alvleesklier betrokken is, in dit document worden behandeld. In dit protocol werd een op maat gemaakt videosnelheidslaserscansysteem voor confocale microscopie gebruikt als een intravital microscopiesysteem. Vier lasermodules (golflengten bij 405, 488, 561 en 640 nm) werden gebruikt als excitatiebron en vier kanalen van emissiesignalen werden gedetecteerd door fotomultiplicatorbuizen (PMT) via bandpassfilters (BPF1: FF01-442/46; BPF2: FF02-525/50; BPF3: FF01-600/37; BPF4: FF01-685/40). Laserscanning bestond uit een roterende veelhoekige spiegel (X-as) en een galvanometerscanspiegel (Y-as) die het scannen van videosnelheid mogelijk maakte (30 frames per seconde). Gedetailleerde informatie over intravitale microscopie is beschreven in de vorige studies10,18,19,20,21,22,23.

In onze vorige eilandjesstudie18hebben we met succes en stabiel de eilandjes in levende muizen in beeld brengen met behulp van een transgeen muismodel (MIP-GFP)24 waarin de eilandjes werden getagd met GFP. De methode maakte visualisatie met hoge resolutie van de wijzigingen in de eilandjes over een periode van 1 week mogelijk. Het vergemakkelijkte ook de beeldvorming van dezelfde eilandjes gedurende maximaal 3 weken, wat de haalbaarheid suggereert van langetermijnstudies van de pancreas eilandjes voor het functioneel volgen of monitoren tijdens de pathogenese van diabetes mellitus18. Verder ontwikkelden we een orthotopisch pancreaskankermodel waarbij fluorescerende alvleesklierkankercellen (PANC-1 NucLight Red)25 direct in de alvleesklier van de muis werden geïmplanteerd. Met de toepassing van het pancreas intravital imaging venster, dit model kan worden gebruikt als een platform voor het onderzoeken van de cellulaire en moleculaire pathofysiologie in de tumor micro-omgeving van alvleesklierkanker en voor de therapeutische monitoring van nieuwe drug kandidaten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle procedures die in dit document worden beschreven, zijn uitgevoerd in overeenstemming met de8e editie van de Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (2011)26 en goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van het Korea Advanced Institute of Science and Technology (KAIST) en seoul National University Bundang Hospital (SNUBH).

1. Voorbereiding van het raam en andere materialen

  1. Aangepast ontwerp van het pancreas intravital beeldvormingsvenster om de alvleesklier van de darm in de buikholte af te scheiden18 (Figuur 1A,B). Een gedetailleerde blauwdruk van het venster wordt beschreven in een aanvullende figuur van een eerdere studie18.
  2. Gebruik C57BL/6N muizen, 8-12 weken oude mannetjes, voor intravitale pancreas beeldvorming. Injecteer anti-CD31 antilichaam geconjugeerd met een Alexa 647 fluorofoor, 2 uur voorafgaand aan de beeldvorming, met het oog op vaatetikettering18.
  3. Bereid voor de eilandjesstudie een transgeen muismodel voor waarin de eilandjes zijn getagd met een fluorescerend reporter-eiwit. Hier gebruikten we MIP-GFP, waar groene fluorescerende eiwitten werden uitgedrukt onder de controle van de muis insuline 1 genpromotor, die actief is in de bètacellen van alle eilandjes in de muis24.
  4. Bereid voor de alvleesklierkankerstudie transgene kankercellen voor die zijn getagd met een fluorescerend reporter-eiwit en BALB/C naaktmuizen. In deze studie werden de PANC-1 NucLight Red cellen gebruikt. PANC-1 kankercellen25 werden gelabeld met de NucLight Red fluorescerende sonde.
  5. Steriliseer alle chirurgische hulpmiddelen, bedek glas (met PEG of niet) en beeldvensters met behulp van een autoclaaf.
  6. Breng PEG-coating aan op het afdekglas om ontstekingsreactie te voorkomen en de biocompatibiliteit te verhogen, die geschikt is voor langdurige beeldvorming.

2. Chirurgie

  1. Bereid een steriel chirurgisch platform voor en steriliseer de oppervlakken met 70% ethanol.
    OPMERKING: Voor longitudinale beeldvormingssessies is aseptische techniek essentieel.
  2. Verdoof muizen met een mengsel van tiletamine/zolazepam (30 mg/kg) en xylazine (10 mg/kg).
    OPMERKING: Het gebruik van tiletamine/zolazepam wordt aanbevolen in plaats van ketamine vanwege het nadelige effect van hyperglykemie. Optimale anesthesie moet worden geselecteerd voor het doel van het experiment9,27.
  3. Bewaak de lichaamstemperatuur met behulp van een rectale sonde met een homeothermisch geregeld verwarmingskussen.
  4. Scheer de linkerflank van de muis en breng drie rondes afwisselend alcohol en scrub op basis van jodium aan.
    OPMERKING: Als ontharingscrème wordt gebruikt, laat dan niet langer dan 1 minuut staan om chemische verbranding te voorkomen.
  5. Maak een incisie van 1,5 cm op de linkerflank van de muis en ontleed de huid en spieren.
  6. Voer een ringsnaar hechtdraad uit met een zwarte of nylon 4-0 hechtdraad in de incisiemarge.
  7. Gebruik een micro-oprolmechanisme op de incisie en stel de milt voorzichtig bloot.
  8. Pool de milt voorzichtig met ringdarm en identificeer de alvleesklier.
  9. Plaats het raam op de flank van de muis en passeer de milt en alvleesklier door de open ruimte van het raam. Manipulatie van de alvleesklier moet zeer heidens zijn omdat het bloedingen of pancreatitis kan veroorzaken
  10. Plaats de alvleesklier voorzichtig op de plaat van het beeldvenster; de milt wordt op de open ruimte van het raam geplaatst.
  11. Injecteer voor de kankercelstudie PANC-1 NucLight Red (1,0 x 106 cellen) rechtstreeks in de alvleesklier.
    OPMERKING: Voor beeldvorming van de orthotopische xenograften van menselijke alvleesklierkanker kan directe implantatie van kankercel zoals PANC-1 of andere menselijke pancreaskankercel worden vergemakkelijkt28. Om te visualiseren met intravitale fluorescentiemicroscopie, werden PANC-1 cellen getransduceerd met rood fluorescerend eiwit met behulp van het NucLight Red lentiviral reagens dat de kernlabelt 29. Hoewel het maximale injectievolume onzeker is, vermindert u het volume zo veel mogelijk om het drukeffect in de alvleesklier te voorkomen.
  12. Breng druppels N-butylcyanoacrylaatlijm aan op de rand van het beeldvenster.
    1. Gebruik voor de toepassing een katheternaald van 31 G om de hoeveelheid aangebrachte lijm te minimaliseren. Als de hoeveelheid van de druppel groot is, zal het weefsel zich onbedoeld aan het raam of afdekglas hechten.
  13. Breng voorzichtig een 12 mm rond afdekglas aan op de rand van het beeldvenster.
  14. Trek aan de hechtlus om in de laterale groef van het raam te passen en bind deze drie keer vast.
  15. Snijd de maximale proximale plaats van de knoop om de onderbreking van strakke hechtingen te voorkomen wanneer deze muizen wakker zijn.
  16. Laat muizen herstellen van anesthesie (2-3 uur) en injecteer ketoprofen (5 mg/kg, onderhuids in de losse huid aan de basis van nek of heup van het dier) voor pijnverlichting. Herbeoordeling op tekenen van pijn om de 12 uur en ketoprofen moet elke 24 uur gedurende 1-3 dagen worden overwogen.
    OPMERKING: Analgesie beïnvloedt de insulinesecretie als reactie op glucose9. De keuze en timing van analgesie moeten worden geïndividualiseerd voor het experimentele doel.
  17. Accomodate de muis in de kooi met voldoende beddengoed om het contact van het raam met de kooi te voorkomen. Vermijd het huis te huisvesten met de muizen zonder de raamoperatie.

3. Intravital beeldvorming

  1. Schakel de intravitale microscoop in, inclusief de laserkracht.
  2. Zet het verwarmingskussen aan en stel de homeothermische regeling in op 37 °C.
    OPMERKING: U kunt ook een passief verwarmingskussen of lamp met frequente controle gebruiken als er geen homeothermische regeling is.
  3. Voer intramusculaire anesthesie uit met een mengsel van tiletamine/zolazepam (30 mg/kg) en xylazine (10 mg/kg).
    OPMERKING: Het gebruik van tiletamine/zolazepam wordt aanbevolen in plaats van ketamine vanwege het nadelige effect van hyperglykemie. Optimale anesthesie moet worden geselecteerd voor de experimenten9,27.
  4. Plaats een vasculaire katheter voor de injectie.
    1. Oefen druk uit op de proximale kant van de staart met de wijs- en derde vinger als alternatief voor een tourniquettoepassing. Verwarm de staart indien nodig met een lamp.
    2. Steriliseer de staartader met een 70% ethanolspray.
    3. Steek een katheter van 30 G in de laterale staartader. Regurgitatie van bloed zal worden gevisualiseerd in de PE10 buis.
    4. Breng een zijden tape aan op de katheter om deze te stabiliseren.
    5. Injecteer FITC/TMR dextran of andere fluorescerende sondes (25 μg anti-CD31 geconjugeerd met Alexa 647), naargelang het geval, volgens de combinatie van fluorescentiesondes18.
      OPMERKING: Voor fluorescerende geconjugeerde antilichaamsondes moet u 2 uur voor de beeldvormingssessie injecteren.
  5. Breng de muis over van het operatieplatform naar de beeldvormingsfase.
  6. Plaats een rectale sonde om de lichaamstemperatuur automatisch te regelen met het homeothermische verwarmingskussensysteem.
  7. Plaats het pancreasbeeldvormingsvenster in de vensterhouder die is voorbereid tijdens de intravitale microscopie(figuur 2). Voor een omgekeerde microscoop is een raamhouder mogelijk niet nodig.
  8. Intravital imaging uitvoeren.
    1. Voor het weergeven van de alvleesklier begint u met een lens met een lage vergrotingsdoelstelling (bijv. 4x) voor het scannen van het hele beeld van de alvleesklier in het beeldvormingsvenster van de pancreas (aanbevolen gezichtsveld: 2500 x 2500 μm).
    2. Schakel na bepaling van het interessegebied over op een lens met een hogere vergrotingsdoelstelling (20x of 40x) om de beeldvorming op cellulair niveau uit te voeren (aanbevolen gezichtsveld: 500 x 500 μm of 250 x 250 μm). In dit experiment was de laterale en axiale resolutie respectievelijk ongeveer 0,5 μm en 3 μm.
    3. Voer z-stack- of timelapse-beeldvorming uit om de 3D-structuur of dynamiek op cellulair niveau te observeren, zoals celmigratie.
      OPMERKING: Voor beeldvorming van het fluorescerende eiwit dat cellen van transgene dieren uitdrukt (MIP-GFP), was 30 s intermitterende laserblootstelling van 488 nm met een vermogen tot 0,43 mW aanvaardbaar zonder merkbare fotobleaching of weefselschade. Voor het weergeven van de fluorescerende eiwitten gelabeld met Alexa 647, was het laservermogen van 640 nm tot 0,17 mW aanvaardbaar zonder merkbare fotobleaching of weefselschade. Langdurige excitatielaserblootstelling met een vermogen boven deze instelling kan leiden tot fotobleaching of weefselschade door fototoxiciteit. Pas de juiste versterking en kracht aan om de interesseregio op de juiste manier in beeld te krijgen. Gedetailleerde instelling van parameters in intravitale microscopie moet worden geïndividualiseerd voor elke intravitale microscopie die in het instituut wordt voorbereid.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Intravitale microscopie in combinatie met de ondersteunende basis geïntegreerde pancreas intravital imaging venster maakt longitudinale cellulaire niveau beeldvorming van de alvleesklier in een muis mogelijk. Dit protocol met het pancreas intravital imaging venster biedt op lange termijn weefselstabiliteit die het mogelijk maakt om beeldvorming met hoge resolutie te verkrijgen om individuele eilandjes tot 3 weken te volgen. Als gevolg hiervan kan mozaïekbeeldvorming voor een uitgebreid gezichtsveld, driedimensionale (3D)...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het hier beschreven protocol bestaat uit intravitale beeldvorming van de alvleesklier met behulp van een nieuw ondersteunend basis geïntegreerd pancreas intravital imaging venster aangepast vanuit een abdominale imaging venster. Onder de hierboven beschreven protocollen is de eerste kritieke stap de implantatie van het intravitale pancreasbeeldvormingsvenster in de muis. Voor het aanbrengen van de lijm in het raam is het belangrijk om de lijm tussen de rand van het raam en het afdekglas aan te brengen, maar niet op het p...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets bekend te maken.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd ondersteund door subsidie nr. 14-2020-002 van het SNUBH Research Fund en door de National Research Foundation of Korea (NRF) subsidie gefinancierd door de Koreaanse overheid (MSIT) (NRF-2020R1F1A1058381, NRF-2020R1A2C3005694).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Alexa Fluor 647 Succinimidyl Esters (NHS esters)InvitrogenA20006Fluorescente sonde voor conjugaat met antilichaam
BALB/C NudeOrientBioBALB/C NudeBALB/C Nude
BD Intramedic polyethylene tubingBD Biosciences427401PE10 katheter voor verbinding met naald
C57BL/6NOrientBioC57BL/6NC57BL/6N
Dekglasjes cirkelvormigMarienfeld0111520Dekglaasje voor pancreasbeeldvenster
FITC Dextran 2MDaMerck (voorheen Sigma Aldrich)FD200SVoor identificatie van bloedvaten
IMARIS 8.1BitplaneIMARISBeeldverwerking
Intravitale microscopieIVIM techIVM-CIntravitale microscopie
IRIS SchaarJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDS-1107-10Dit product kan worden vervangen door een product van een andere fabrikant
Loctite 401Henkel401N-butyl cyanoacrylaatlijm
Micro NaaldhouderJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDH-1126-10Dit product kan worden vervangen door een product van een andere fabrikant
Micro retractorJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTD17004-03Dit product kan worden vervangen door een product van een andere fabrikant
MicroforcepsJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDF-1034Dit product kan worden vervangen door een product van een andere fabrikant
MIP-GFPThe Jackson Laboratory006864B6.Cg-Tg(Ins1-EGFP)1Hara/J
Nylon 4-0AILEENB434Niet-resorbeerbare hechting
Omnican N 100 30GB BRAUNFT9172220SVoor vaatkatheter, gebruik alleen naaldgedeelte
PANC-1 NucLightRedOp bestelling gemaaktOp bestelling gemaaktGemaakt in laboratorium
PancreasbeeldvensterGeumto EngineeringOp bestelling gemaaktPancreasbeeldvenster - op bestelling gemaakt
PhysiosuiteKent ScientificPS-02Homeotherme temperatuurregelaar
Gezuiverde NA/LE Rat Anti-Mouse CD31BD Biosciences553708Antilichaam voor in vivo bloedvatlabeling
RingtangJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDF-1090-3Dit product kan worden vervangen door een product van een andere fabrikant
RompunBayerRompunAnesthetisch middel
TMR Dextran 65-85kDaMerck (voorheen Sigma Aldrich)T1162Voor identificatie van bloedvaten
VensterhouderGeumto EngineeringOp bestelling gemaaktVensterhouder - op bestelling gemaakt
ZoletilVirbacZoletil 100Anesthetisch middel
```

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dimastromatteo, J., Brentnall, T., Kelly, K. A. Imaging in pancreatic disease. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 14 (2), 97-109 (2017).
  2. Cote, G. A., Smith, J., Sherman, S., Kelly, K. Technologies for imaging the normal and diseased pancreas. Gastroenterology. 144 (6), 1262-1271 (2013).
  3. Yachida, S., et al. Distant metastasis occurs late during the genetic evolution of pancreatic cancer. Nature. 467 (7319), 1114-1117 (2010).
  4. Hardt, P. D., Brendel, M. D., Kloer, H. U., Bretzel, R. G. Is pancreatic diabetes (type 3c diabetes) underdiagnosed and misdiagnosed. Diabetes Care. 31, Suppl 2 165-169 (2008).
  5. Baetens, D., et al. Alteration of islet cell populations in spontaneously diabetic mice. Diabetes. 27 (1), 1-7 (1978).
  6. Holmberg, D., Ahlgren, U. Imaging the pancreas: from ex vivo to non-invasive technology. Diabetologia. 51 (12), 2148-2154 (2008).
  7. Marciniak, A., et al. Using pancreas tissue slices for in situ studies of islet of Langerhans and acinar cell biology. Nature Protocols. 9 (12), 2809-2822 (2014).
  8. Ravier, M. A., Rutter, G. A. Isolation and culture of mouse pancreatic islets for ex vivo imaging studies with trappable or recombinant fluorescent probes. Methods in Molecular Biology. 633, 171-184 (2010).
  9. Frikke-Schmidt, H., Arvan, P., Seeley, R. J., Cras-Meneur, C. Improved in vivo imaging method for individual islets across the mouse pancreas reveals a heterogeneous insulin secretion response to glucose. Science Reports. 11 (1), 603(2021).
  10. Lee, E. M., et al. Effect of resveratrol treatment on graft revascularization after islet transplantation in streptozotocin-induced diabetic mice. Islets. 10 (1), 25-39 (2018).
  11. Evgenov, N. V., Medarova, Z., Dai, G., Bonner-Weir, S., Moore, A. In vivo imaging of islet transplantation. Nature Medicine. 12 (1), 144-148 (2006).
  12. Mojibian, M., et al. Implanted islets in the anterior chamber of the eye are prone to autoimmune attack in a mouse model of diabetes. Diabetologia. 56 (10), 2213-2221 (2013).
  13. Pittet, M. J., Weissleder, R. Intravital imaging. Cell. 147 (5), 983-991 (2011).
  14. Ritsma, L., et al. Surgical implantation of an abdominal imaging window for intravital microscopy. Nature Protocols. 8 (3), 583-594 (2013).
  15. Ritsma, L., et al. Intravital microscopy through an abdominal imaging window reveals a pre-micrometastasis stage during liver metastasis. Science Translational Medicine. 4 (158), (2012).
  16. Ritsma, L., et al. Intestinal crypt homeostasis revealed at single-stem-cell level by in vivo live imaging. Nature. 507 (7492), 362-365 (2014).
  17. Dolensek, J., Rupnik, M. S., Stozer, A. Structural similarities and differences between the human and the mouse pancreas. Islets. 7 (1), 1024405(2015).
  18. Park, I., Hong, S., Hwang, Y., Kim, P. A Novel pancreatic imaging window for stabilized longitudinal in vivo observation of pancreatic islets in murine model. Diabetes & Metabolism Journal. 44 (1), 193-198 (2020).
  19. Park, I., et al. Neutrophils disturb pulmonary microcirculation in sepsis-induced acute lung injury. The European Respiratory Journal. 53 (3), 1800786(2019).
  20. Park, I., et al. Intravital imaging of a pulmonary endothelial surface layer in a murine sepsis model. Biomedical Optics Express. 9 (5), 2383-2393 (2018).
  21. Seo, H., Hwang, Y., Choe, K., Kim, P. In vivo quantitation of injected circulating tumor cells from great saphenous vein based on video-rate confocal microscopy. Biomedical Optics Express. 6 (6), 2158-2167 (2015).
  22. Moon, J., et al. Intravital longitudinal imaging of hepatic lipid droplet accumulation in a murine model for nonalcoholic fatty liver disease. Biomedical Optics Express. 11 (9), 5132-5146 (2020).
  23. Hwang, Y., et al. In vivo cellular-level real-time pharmacokinetic imaging of free-form and liposomal indocyanine green in liver. Biomedical Optics Express. 8 (10), 4706-4716 (2017).
  24. Hara, M., et al. Transgenic mice with green fluorescent protein-labeled pancreatic beta -cells. American Journal of Physiology, Endocrinology and Metabolism. 284 (1), 177-183 (2003).
  25. Lieber, M., Mazzetta, J., Nelson-Rees, W., Kaplan, M., Todaro, G. Establishment of a continuous tumor-cell line (panc-1) from a human carcinoma of the exocrine pancreas. International Journal of Cancer. 15 (5), 741-747 (1975).
  26. National Institutes of Health. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. The National Academies Collection: Reports funded by National Institutes of Health. , (2011).
  27. Windelov, J. A., Pedersen, J., Holst, J. J. Use of anesthesia dramatically alters the oral glucose tolerance and insulin secretion in C57Bl/6 mice. Physiological Reports. 4 (11), 12824(2016).
  28. Kim, M. P., et al. Generation of orthotopic and heterotopic human pancreatic cancer xenografts in immunodeficient mice. Nature Protocols. 4 (11), 1670-1680 (2009).
  29. Cichocki, F., et al. GSK3 inhibition drives maturation of NK cells and enhances their antitumor activity. Cancer Research. 77 (20), 5664-5675 (2017).
  30. Zhu, S., et al. Monitoring C-peptide storage and secretion in islet beta-cells in vitro and in vivo. Diabetes. 65 (3), 699-709 (2016).
  31. Reissaus, C. A., et al. A versatile, portable intravital microscopy platform for studying beta-cell biology in vivo. Science Reports. 9 (1), 8449(2019).
  32. Kong, K., Guo, M., Liu, Y., Zheng, J. Progress in animal models of pancreatic ductal adenocarcinoma. Journal of Cancer. 11 (6), 1555-1567 (2020).
  33. Bisht, S., Feldmann, G. Animal models for modeling pancreatic cancer and novel drug discovery. Expert Opinion in Drug Discovery. 14 (2), 127-142 (2019).
  34. Herreros-Villanueva, M., Hijona, E., Cosme, A., Bujanda, L. Mouse models of pancreatic cancer. World Journal of Gastroenterology. 18 (12), 1286-1294 (2012).
  35. Feig, C., et al. The pancreas cancer microenvironment. Clinical Cancer Research. 18 (16), 4266-4276 (2012).
  36. Garcia, P. L., Miller, A. L., Yoon, K. J. Patient-derived xenograft models of pancreatic cancer: overview and comparison with other types of models. Cancers (Basel). 12 (5), 1327(2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Pancreasbeeldvensterbeeldvorming op cellulair niveaulongitudinale in vivo beeldvormingmuizenpancreasdriedimensionale beeldvormingtracking van eilandjespancreaskankermodelfluorescerende probesmoza ekbeeldvorming

Gerelateerde artikelen