Een protocol voor Roux-en-Y gastric bypass bij ratten met behulp van lineaire nietmachines

Samenvatting

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) wordt uitgevoerd om obesitas en diabetes te behandelen. De mechanismen die ten grondslag liggen aan de werkzaamheid van RYGB zijn echter niet volledig begrepen en studies worden beperkt door technische problemen die leiden tot een hoge mortaliteit in diermodellen. Dit artikel bevat instructies voor het uitvoeren van RYGB bij ratten met hoge slagingspercentages.

Samenvatting

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) wordt vaak uitgevoerd voor de behandeling van ernstige obesitas en type 2 diabetes. Het mechanisme van gewichtsverlies en metabole veranderingen worden echter niet goed begrepen. Er wordt gedacht dat meerdere factoren een rol spelen, waaronder verminderde calorie-inname, verminderde opname van voedingsstoffen, verhoogde verzadiging, de afgifte van verzadigingsbevorderende hormonen, verschuivingen in het galzuurmetabolisme en veranderingen in de darmmicrobiota.

Het rat RYGB-model biedt een ideaal kader om deze mechanismen te bestuderen. Eerder werk aan muismodellen had hoge sterftecijfers, variërend van 17 tot 52%, waardoor de acceptatie ervan werd beperkt. Rattenmodellen tonen meer fysiologische reserve aan chirurgische stimulus en zijn technisch gemakkelijker te gebruiken omdat ze het gebruik van chirurgische nietmachines mogelijk maken. Een uitdaging met chirurgische nietmachines is echter dat ze vaak een groot maagzakje achterlaten dat niet representatief is voor RYGB bij mensen.

In dit protocol presenteren we een RYGB-protocol bij ratten dat resulteert in een klein maagzakje met behulp van chirurgische nietmachines. Met behulp van twee nietmachinebranden die de forestomach van de rat verwijderen, verkrijgen we een kleinere maagzak vergelijkbaar met die na een typische menselijke RYGB. Chirurgisch nieten resulteert ook in een betere hemostase dan een scherpe deling. Bovendien bevat de forestomach van de rat geen klieren en mag de verwijdering ervan de fysiologie van RYGB niet veranderen.

Gewichtsverlies en metabolische veranderingen in het RYGB-cohort waren significant in vergelijking met het schijncohort, met een aanzienlijk lagere glucosetolerantie na 14 weken. Bovendien heeft dit protocol een uitstekende overleving van 88,9% na RYGB. De vaardigheden die in dit protocol worden beschreven, kunnen worden verworven zonder eerdere microchirurgische ervaring. Eenmaal onder de knie, zal deze procedure een reproduceerbaar hulpmiddel bieden voor het bestuderen van de mechanismen en effecten van RYGB.

Inleiding

Obesitas en diabetes type 2 zijn wereldwijde epidemieën geworden¹. Hoewel medisch gewichtsverlies diabetes bij patiënten kan verbeteren, profiteren mensen met ernstige diabetes het meest van bariatrische chirurgie. Bariatrische chirurgie heeft bewezen veilig en effectief te zijn bij gewichtsverlies en het verbeteren of genezen van diabetes type^{2 2,3}, zelfs bij mensen met een langdurige ziekte⁴. Metabole bariatrische procedures, zoals de huidige gouden standaard Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) chirurgie, induceren snelle en aanhoudende verbeteringen in glucosehomeostase, terwijl ook het verminderen van de behoefte aan diabetische medicijnen^5,6,7.

Na RYGB treedt de verbetering van de glucosehomeostase snel op en is onafhankelijk van het gewichtsverlies⁸. Twee belangrijke theorieën zijn voorgesteld om de metabole veranderingen in verband met diabetes remissie die optreden na metabole chirurgie te verklaren. Ten eerste postuleert de hindguthypothese dat, na bypass, hogere concentraties onverteerd voedingsstoffen de distale darm bereiken, waardoor de afgifte van hormonen zoals GLP-1 wordt verbeterd. Aan de andere kant suggereert de foreguthypothese dat het omzeilen van de proximale darm de afscheiding van anti-incretinehormonen vermindert. Beide effecten kunnen leiden tot een vroege verbetering van het glucosemetabolisme⁹.

Diermodellen hebben het potentieel om een krachtig hulpmiddel te zijn om deze mechanismen te bestuderen. Een belangrijke barrière bij het gebruik van muis- of rattenmodellen is echter de technische moeilijkheid bij het uitvoeren van deze procedures. De meeste studies zijn gebaseerd op muis - of rattenmodellen^10,11,12. Muismodellen zijn moeilijk geweest omdat de muismaag te klein is om nietmachineapparaten te gebruiken¹¹, en de sterftecijfers zijn onaanvaardbaar hoog, variërend van 17 tot 52%¹³. Bij ratten blijven sommige protocollen technisch moeilijk uit te voeren vanwege complexe ligatie van maagvaten voordat de maag wordt verdeeld^12,14. Andere modellen verdelen de maag met behulp van een nietmachine, maar laten een groot zakje niet consistent met de post RYGB menselijke anatomie¹¹. In dit model geven we gedetailleerde instructies over hoe RYGB uit te voeren met behulp van lineaire nietmachines in een rattenmodel, wat resulteert in een maagzakje dat meer aansluit bij dat van de menselijke anatomie. Over het algemeen werd deze procedure geassocieerd met uitstekende overlevingspercentages en metabolische resultaten.

Protocol

Protocollen voor diergebruik zijn goedgekeurd door de Health Science Animal Care and Use Committee van de Universiteit van Alberta (AUP00003000). Zie figuur 1 voor een diagram dat de anatomie van RYGB aantoont.

1. Roux-en-Y gastric bypass

1. Voorbereiding van dieren en operationele opstelling
   1. Een week voorafgaand aan de operatie, geef de ratten orale rehydratatietherapie en vloeibaar dieet naast hun vaste dieet en water om ze aan dit nieuwe dieet te wennen.
   2. Snelle ratten met alleen toegang tot water gedurende 12-18 uur voorafgaand aan de operatie.
      1. Zorg ervoor dat ratten op een verhoogd draadplatform worden vast, zodat ze geen strooiselmateriaal kunnen consumeren.
   3. Injecteer ratten met subcutane lange buprenorfine aanhoudende afgifte (SR) in een dosis van 1 mg/kg vlak voor de operatie.
   4. Autoclaaf alle chirurgische instrumenten, handdoeken en gordijnen.
   5. Reinig het bedieningsoppervlak, het verwarmingskussen en de verdovingsneuskegel met 70% ethanol.
   6. Stel het operatieoppervlak in met een operatiemicroscoop, verdovingsmachine en benodigdheden op een manier die ergonomisch is voor de operatiechirurg.
   7. Gebruik een temperatuurgeregeld verwarmingskussen en stel in op 37 °C.
   8. Leg een steriel laken of handdoek over het verwarmingskussen.
   9. Vul een steriele conische buis van 50 ml met 0,9% zoutoplossing.
2. Verdovingsinductie en voorbereiding
   1. Anesthesie induceren met 4% isofluraan volgens eerder vastgestelde protocollen¹⁵.
   2. Oefen druk uit op de achtervoet van alle vier de ledematen om ervoor te zorgen dat er geen pijnreactie is.
   3. Controleer na elke 5 minuten op adequate anesthesie en ademhalingsfrequentie.
   4. Breng glijmiddel aan op beide ogen om uitdroging te voorkomen.
   5. Scheer haar uit de buik.
   6. Reinig de buik met een povidone-jodiumoplossing. Laat de oplossing drogen en verander in steriele handschoenen.
   7. Drapeer de rat met een opening in het laken om de buik bloot te leggen.
   8. Plaats instrumenten, hechtingen, wattenstaafjes en een spuit van 10 ml op een locatie die gemakkelijke toegang tijdens de procedure mogelijk maakt.
3. Mediane laparotomie
   1. Maak een incisie van 3 cm in de bovenste middellijn van de buik met behulp van een scalpel, net onder het xyphoid-proces als oriëntatiepunt.
   2. Verdeel met behulp van een schaar de fascia en het peritoneum, met zorg om de middellijn op de linea alba te blijven om bloedingen uit de rectus abdominus te verminderen. Als er bloedingen zijn, controleer het dan met thermische of elektrocauterie.
4. Het mobiliseren van de maag
   1. Gebruik twee natte wattenstaafjes en ontleed de maagaanhechtingen botweg.
   2. Wanneer u dichte verklevingen tegenkomt, gebruik dan thermische cauterie om maagaanhechtingen met zorg te verdelen om te voorkomen dat de maag cauteriseert. Verdeel het ligament scherp tussen de maag en de accessoire leverkwab om het risico op leverscheuren met maagmobilisatie te verminderen.
   3. Voor grotere bloedvaten, vooral bij de korte maagslagaders, ligate met behulp van 6-0 polypropyleen hechtdraad.
   4. Maak een venster aan de rechter distale kant van de slokdarm, maar proximaal aan de linker maagslagader. Zorg ervoor dat een wattenstaafje achterste tijd in dit gebied kan reiken. De maag wordt voldoende gemobiliseerd wanneer deze buiten de buik kan worden buitengekanteerd.
5. Identificeer en verdeel het jejunum
   1. Identificeer het ligament van Treitz door het jejunum proximally te volgen totdat u het observeert is gehechtheid aan de transversale mesocolon.
   2. Meet 7 cm distaal, identificeer een locatie tussen mesenterische vaten en verdeel de darm met een microschaar. Vermijd Peyer's pleisters bij het verdelen van de darm. Zorg ervoor dat je alleen de darm verdeelt en niet de mesenterie.
   3. Plaats een schone, zoute geweekte spons voordat u de darm verdeelt om besmetting te minimaliseren.
   4. Controleer op de aanwezigheid van een klein overstekend vat in de mesenterie aan de rand van de dunne darm en verdeel dit met cauterie om bloedingen te voorkomen.
   5. Blijf de mesenterie 1 cm naar de mesenterische basis verdelen.
   6. Identificeer het proximale en distale jejunum. Plaats het proximale jejunum onder een nat gaas aan de rechterkant van de rat en het distale jejunum aan de linkerkant van de rat.
6. Het nieten van de maag
   1. Plaats een lineaire snijnietmachine van 45 mm met een niethoogte van 3,5 mm over de witte lijn van de forestomach om een kleiner zakje te maken. Wacht 10 s voordat u de nietmachine afvuurt.
   2. Plaats de druk met gaas gedurende 1 minuut op de nietlijnen om hemostase te garanderen. Als hemostase niet alleen met druk wordt bereikt, wordt het bloeden langs de nietlijn oversewn met behulp van 6-0 polypropyleen figuur van acht hechtingen.
   3. Voer een tweede nietvuur uit over de maag in het raam dat eerder is gemaakt. Wacht 10 s voordat u de nietmachine afvuurt. Druk wordt gehouden langs de nietlijn om hemostase te garanderen en oversewing kan nodig zijn.
7. Gastrojejunostomie
   1. Maak een gastrotomie onmiddellijk na het nieten van de maag. Vertragingen hierin kunnen leiden tot maaguitzetting en aspiratie omdat de maag discontinu is na het tweede maag nietje.
   2. Maak met behulp van een scalpel met 11 messen een gastrotomie in het distale zakje. Druk maaginhoud uit via de gastrotomie. Dit is belangrijk om maaguitzetting en aspiratie te voorkomen. Verleng deze gastrotomie met behulp van een microschaar tot ongeveer 5 mm. De gastrotomie is groot genoeg gemaakt voor de wattenstaafje tip gewoon om door te passen.
   3. Mobiliseer het distale uiteinde van het jejunum naast de gastrotomie en plaats zodanig dat de mesenterie niet gedraaid is.
   4. Tijdens het hechten van de anastomose, zorg ervoor dat de darm vochtig wordt gehouden door deze te bedekken met zout gaas en regelmatig zoutoplossing opnieuw aan te brengen.
   5. Plaats met behulp van 6-0 polydioxanone of polypropyleen hechtdraad een verblijfs hechtdraad op de inferieure rand van de anastomose en trek deze voorzichtig in met een klik. Knoop met drie knopen.
   6. Plaats een verblijfs hechtdraad op de superieure rand van de anastomose en trek voorzichtig terug met een klik. Knoop met zes knopen.
   7. Hecht de voorste kant van de anastomose op een continue manier, waarbij beten van 1 mm breed en 1 mm uit elkaar worden genomen om te voorkomen dat de achterkant wordt genomen.
   8. Zodra de hechting de inferieure verblijfs hechtdraad heeft bereikt, bindt u deze samen met nog eens zes knopen.
   9. Zodra de voorste kant is voltooid, draai de darm en maag om en passeer de inferieure verblijf hechting door de mesenterische defect. De snap opnieuw aanbrengen en inferieur intrekken.
   10. Voor de achterste kant van de anastomose, plaats de volledige dikte onderbroken 6-0 hechtingen, 1 mm breed en 1 mm uit elkaar, met zorg ervoor dat u de achterkant niet neemt. Deze zijn gebonden met elk zes knopen.
       OPMERKING: De voorste kant van de anastomose wordt continu gehecht terwijl de achterste zijde op een onderbroken manier wordt gedaan. Dit voorkomt mogelijke strictuur of stenose geassocieerd met een continue omtreksluiting.
   11. Controleer op de lekkage door de luminale inhoud voorzichtig over de anastomose te duwen. Als er gebieden met lekkage zijn, versterk ze dan voorzichtig met onderbroken hechtingen. Zorg ervoor dat u de achterwand niet inneemt bij het versterken met extra hechtingen.
8. Jejunojejunostomie
   1. Meet van de gastrojejunostomie distaal 20 cm.
   2. Maak een jejunotomie aan de antimemoderische kant met behulp van de 11-blade scalpel. Vermijd het maken van de jejunotomie over Peyer's patches.
   3. Breid deze jejunotomie uit met behulp van een microschaar, zodat deze even groot is als de biliopancreatische ledemaat. Zorg ervoor dat er gewoon een wattenstaafje in past.
   4. Plaats de biliopancreatische ledemaat zo dat er geen draaiing van de mesenterie is.
   5. Voer de anastomose op dezelfde manier uit als de gastrojejunostomie met 6-0 verblijfs hechtingen aan de superieure en inferieure zijden. De voorste zijde wordt uitgevoerd met continue hechtingen terwijl de achterste zijde wordt uitgevoerd met onderbroken hechtingen.
   6. Zorg ervoor dat de darm vochtig wordt gehouden met zoutoplossing tijdens deze anastomose.
   7. Controleer op lekkage door de luminale inhoud voorzichtig door de anastomose te duwen. Als er gebieden met lekkage zijn, versterk ze dan met onderbroken hechtingen.
9. Herpositioneer de darm en maag
   1. Zorg ervoor dat er geen verdraaiing van het zakje, de resterende maag of de lever is. Zorg ervoor dat de linkerkwab van de lever vooraan in de maag zit en niet achter het zakje zit, omdat dit samendrukkende leverischemie kan veroorzaken.
   2. Plaats de darm in de buik in zijn natuurlijke positie zodat er geen verdraaiing is.
10. Buiksluiting
    1. Sluit de fascia met 3-0 polyglactine op een continue manier. 3-0 polydioxanone kan ook worden gebruikt.
    2. Sluit de huid met 2-0 zijde op een continue manier.
11. Anesthetische opkomst
    1. Verminder isofluraan tot nul, maar blijf aanvullende zuurstof.
    2. Dien een lokaal verdovingsmiddel toe als een spatblok voor de incisie.
    3. Dien 10 ml subcutane 5% dextrose toe in normale zoutoplossing (D5NS) in het onderhuidse weefsel achter de nek.
    4. Plaats een Elizabethaanse rattenhalsband voordat de rat volledig wakker is. Zorg ervoor dat je het goed past, maar niet te strak om ongemak te veroorzaken.
       OPMERKING: De halsband wordt tot dag 5 aangehouden om wonddehiscentie te voorkomen.

2. Schijnchirurgie

OPMERKING: Schijnchirurgie wordt uitgevoerd vergelijkbaar met RYGB, maar er worden geen anastomosen uitgevoerd.

1. Een gastrotomie wordt gecreëerd en vervolgens gesloten met 6-0 polydioxanone of polypropyleen hechtingen.
2. Een jejunotomie wordt gemaakt 7 cm distaal aan het ligament van Treitz en vervolgens gesloten met 6-0 polydioxanone of polypropyleen hechtingen.

3. Postoperatieve zorg

1. Postoperatieve zorg
   1. Huisratten individueel en houd ze op verhoogde draadplatforms totdat vast voedsel opnieuw wordt geïntroduceerd om consumptie van beddengoed en luminale obstructie te voorkomen.
      OPMERKING: Het postoperatieve dieet wordt geleidelijk hervat, omdat oedeem bij de gastrojejunostomie obstructie kan veroorzaken bij de vroege hervatting van een vast dieet.
   2. Inspecteer de voeten dagelijks terwijl ratten zich op verhoogde draadplatforms bevinden voor eventuele huidveranderingen.
   3. Houd ratten de eerste 72 uur op water en orale rehydratatietherapie.
   4. Dien de eerste 72 uur elke 12 uur 10 ml D5NS toe.
   5. Subcutane kortwerkende buprenorfine toedienen bij 0,01 mg/kg als ratten pijn lijken te hebben. De Rat Grimace Scale wordt gebruikt om te beoordelen op pijn¹⁶.
   6. Voeg op postoperatieve dag 3 een vloeibaar dieet voor knaagdieren toe. Blijf water en orale rehydratatietherapie bieden.
   7. Start op postoperatieve dag 5 het vetrijke dieet opnieuw. Blijf water en vloeibaar dieet verstrekken. Verwijder de Elizabethaanse kraag.
   8. Stop op postoperatieve dag 7 met het vloeibare dieet.
   9. Verwijder huid hechtingen op postoperatieve dag 10-14.

Resultaten

Dieren en huisvesting
36 mannelijke Wistar ratten werden gehuisvest in paren en kregen 60% steriel knaagdier vetrijk dieet vanaf de leeftijd van zes weken (Figuur 2). Op 16-jarige leeftijd ondergingen ze een RYGB- of schijnoperatie. Na de eerste postoperatieve week werden ratten hervat op een vetrijk dieet. De helft van de ratten werd geëuthanaseerd na 2 weken postoperatief en de andere helft werd geëuthanaseerd na 14 weken postoperatief.

Discussie

RYGB omvat de creatie van een klein maagzakje (minder dan 30 ml) en de creatie van een biliopancreatische ledemaat en een Roux-ledemaat (figuur 1). Bij mensen is de biliopancreatische ledemaat meestal 30 tot 50 cm en transporteert afscheidingen van het maagresten, de lever en de alvleesklier. De Roux ledemaat is meestal 75 tot 150 cm lang en is het primaire kanaal voor ingenomen voedsel. Het gemeenschappelijke kanaal is de resterende dunne darm distaal naar waar de twee ledematen samengaan e...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
2-0 Silk Sutures	Ethicon	K533
3-0 Vicryl Sutures	Ethicon	J219H
4% Isoflurane	N/A	N/A
5% Dextrose en 0,9% natriumchloride-oplossing - 1000 mL	Baxter	2B1064
50 mL conische centrifugeerbuizen	Fisher Scientific	14-432-22
6-0 Prolene Sutures	Ethicon	8805H
Anesthesieapparaat	N/A	N/A
Haarscheerder voor dieren	N/A	N/A
Betadine-oplossing	N/A	N/A
Castrojievo-naaldhouder met vergrendeling 14 cm (glad gebogen)	World Precision Instruments	503258
ECHELON FLEX Articulerende endoscopische lineaire cutter	Ethicon	EC45A
Economy Pincetten #4	World Precision Instruments	501978
ENDOPATH ETS Articulerende lineaire cutter 45mm herlaadbare cartridges	Ethicon	6R45B
Controller voor infrarood verwarmingspad met verwarmingspad (15,2 cm B x 20,3 cm L), temperatuurvoeler voor pad en 10 wegwerp, niet-steriele manchetbeschermers	Kent Scientific	RT-0515
Elizabethaans Halsband voor grote ratten	Kent Scientific	EC404VL-10
Vloeibare voedingssonde (150 mL)	Bio-Serv	9007
Houder voor vloeibare voedingssonde (kort verstelbaar)	Bio-Serv	9015
Micro Mosquito Forceps	World Precision Instruments	500452
Micro Schaartjes	World Precision Instruments	503365
Muizenvoer, hoog vetgehalte (60%), zachte pellets	Bio-Serv	S3282
Mesje nr. 11 en scalpelhandvat	N/A	N/A
OPMI Vario chirurgische microscoop	ZEISS	S88
Verhoogd vloerrooster	Tecniplast	GM500150 Verhoogd vloerrooster
Vloeibaar dieet voor knaagdieren, Lieber-DeCarli '82, Control, 4 Liters/Zak	Bio-Serv	F1259
Natriumchloride-irrigatie 0,9%-oplossing - 500 mL	Baxter	JF7633
Steriele wattenstaafjes	N/A	N/A
Steriele dekdoek	N/A	N/A
Steriele handdoek	N/A	N/A
Thermische cauterisatie-eenheid	World Precision Instruments	501293