Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Groei, zuivering en titratie van oncolytisch herpes simplexvirus

7.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62677

⸱

13 mei 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Immunotherapeutics and Biotechnology, Jerry H. Hodge School of Pharmacy, Texas Tech University Health Sciences Center, 2Molecular Neurosurgery Laboratory and the Brain Tumor Research Center, Department of Neurosurgery, Massachusetts General Hospital and Harvard Medical School

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

In dit manuscript beschrijven we een eenvoudige methode van groei, zuivering en titratie van het oncolytische herpes simplex-virus voor preklinisch gebruik.

Samenvatting

Oncolytische virussen (OV's), zoals het oncolytische herpes simplex-virus (oHSV), zijn een snel groeiende behandelingsstrategie op het gebied van kankerimmunotherapie. OP's, waaronder oHSV, repliceren selectief in en doden kankercellen (sparen gezonde/normale cellen) terwijl ze antitumorimmuniteit induceren. Vanwege deze unieke eigenschappen worden oHSV-gebaseerde behandelingsstrategieën steeds vaker gebruikt voor de behandeling van kanker, preklinisch en klinisch, waaronder fda-goedgekeurde talimogene laherparevec (T-Vec). Groei, zuivering en titratie zijn drie essentiële laboratoriumtechnieken voor alle OVs, inclusief oHSV's, voordat ze kunnen worden gebruikt voor experimentele studies. Dit artikel beschrijft een eenvoudige stapsgewijze methode om oHSV in Vero-cellen te versterken. Naarmate oHSV's zich vermenigvuldigen, produceren ze een cytopathisch effect (CPE) in Vero-cellen. Zodra 90-100% van de geïnfecteerde cellen een CPE vertonen, worden ze voorzichtig geoogst, behandeld met benzonase en magnesiumchloride (MgCl2),gefilterd en onderworpen aan zuivering met behulp van de sucrose-gradiëntmethode. Na zuivering wordt het aantal infectieuze oHSV (aangeduid als plaquevormende eenheden of PFUs) bepaald door een "plaquetest" in Vero-cellen. Het hierin beschreven protocol kan worden gebruikt om hoog-titer oHSV-voorraad voor te bereiden op in vitro studies in celkweek en in vivo dierproeven.

Inleiding

Oncolytische virussen (OV's) zijn een opkomende en unieke vorm van kankerimmunotherapie. OP's repliceren selectief tumorcellen in en lyse (sparende normale/gezonde cellen)1 terwijl ze antitumorimmuniteit induceren2. Oncolytisch herpes simplex-virus (oHSV) is een van de meest uitgebreid bestudeerde virussen onder alle OV's. Het is het verst in de kliniek, met Talimogene laherparepvec (T-VEC) als eerste en enige OV die FDA-goedkeuring in de VS heeft ontvangen voor de behandeling van gevorderd melanoom3. Naast T-VEC worden veel andere genetisch gemanipuleerde oHSV's preklinisch en klinisch getest bij verschillende kankertypen3,4,5,6,7,8. De huidige geavanceerde recombinante DNA-biotechnologie heeft de haalbaarheid van de engineering van nieuwe oHSV's voor therapeutische transgene(n)3,5verder vergroot . Een efficiënt systeem van oHSV propagatie, zuivering en titer bepaling is van cruciaal belang voordat een (nieuw ontwikkelde) oHSV kan worden getest voor in vitro en in vivo studies. Dit artikel beschrijft een eenvoudige stapsgewijze methode van oHSV-groei (in Vero-cellen), zuivering (volgens de sucrose-gradiëntmethode) en titratie (door een oHSV-plaquetest in Vero-cellen) (Figuur 1). Het kan gemakkelijk worden aangenomen in elke bioveiligheid niveau 2 (BSL2) laboratoriuminstelling om een hoogwaardige virale voorraad voor preklinische studies te bereiken.

Vero, een Afrikaanse groene apenniercellijn, is de meest gebruikte cellijn voor oHSV-propagatie9,10,11,12,13 omdat Vero-cellen een defecte antivirale interferonsignaleringsroute hebben14. Andere cellijnen met inactivated stimulator of interferon genes (STING) signalering kunnen ook worden gebruikt voor oHSV-groei12,13. Dit protocol maakt gebruik van Vero-cellen voor oHSV-groei en plaquetest. Na vermeerdering worden met oHSV geïnfecteerde cellen geoogst, gelyseerd en onderworpen aan zuivering, waarbij gelyseerde cellen eerst worden behandeld met benzonasenuclease om gastheercel-DNA af te doen, nucleïnezuur-eiwitaggregatie te voorkomen en de viscositeit van het cellysaat te verminderen. Aangezien een goede activering van benzonase vaak Mg2+vereist , wordt in dit protocol mgCl2 1-2 mM MgCl2gebruikt . Het gastheercelresten van het met benzonase behandelde cellysaat worden verder geëlimineerd door seriële filtratie vóór snelle sucrose-gradiëntcentrifugatie. Een stroperig 25% sucrose-oplossingskussen helpt om een langzamere virusmigratie door de sacharoselaag te garanderen, waardoor gastheercelgerelateerde componenten in het supernatant achterblijven, waardoor de zuivering wordt verbeterd en virusverlies in de pellet wordt beperkt16. De gezuiverde oHSV wordt vervolgens getitreerd op Vero-cellen en virale plaques worden gevisualiseerd door Giemsa-kleuring17 of X-gal-kleuring (voor LacZ-codering van oHSV's)18.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1) oHSV groei

OPMERKING: Zorg voor goedkeuring door het instellingscomité voor bioveiligheid voordat u met oHSV werkt. Deze studie werd uitgevoerd onder goedgekeurd IBC Protocol nr. 18007. Houd BSL2-voorzorgsmaatregelen in stand: bleek alle pipetten, tips, buizen en andere materialen die in contact komen met het virus. Spuithandschoenen met 70% isopropylalcohol voordat de handen de BSL2 celkweekkap verlaten. Was altijd grondig de handen met zeepwater na het werken met een virus.

  1. Op dag -1, zaad low-passage Vero cellen in 20 T-150 cm2 kolven met een dichtheid van 7-8 × 106 cellen/kolf in gewone Vero cel medium.
    OPMERKING: Vero medium wordt bereid door Dulbecco's gemodificeerde adelaarsmedium (DMEM) aan te vullen met 10% warmte-inactief foetale kalfsserum (IFCS).
  2. Voeg op dag 0 (cellen zijn 80-90% samenvloeiend) oHSV-entmateriaal toe aan de Vero-cellen.
    1. Bereiding van virus entmateriaal
      1. Gebruik een multipliciteit van infectie (MOI) van 0,01 (MOI kan variëren van 0,01 tot 0,1, afhankelijk van de replicatiecapaciteit van het virus) voor virusversterking. Gebruik formule (1) om de hoeveelheid virus (ml) voor 20 kolven te berekenen.
        Hoeveelheid virus (ml) voor 20 kolven = hoeveelheid virus die nodig is (pfu)/titer van het virusbestand (pfu/ml)(1)
      2. Gebruik de fosfaatgebufferde zoutoplossing (DPBS) van Dulbecco met hoge glucose, aangevuld met 1% IFCS om het virusentculum te bereiden (7 ml per T-150 cm2 kolf, d.w.z. ~ 140 ml voor 20 kolven). Voeg de vereiste hoeveelheid oHSV toe aan 140 ml dpbs/1% IFCS-oplossing met hoge glucose, vortex gedurende 1 min en houd het mengsel klaar voor toevoeging aan Vero-cellen.
    2. Was de T-150 cm2 kolven 2x met hoge glucose DPBS aangevuld met 1% IFCS (10 ml/was). Aspireer de DPBS/1% IFCS en voeg 7 ml virus inentculum/T-150 cm2 kolf toe.
    3. Schommel de kolven voorzichtig gedurende 5 minuten met behulp van een kolfrots voor een goede verdeling van het entmateriaal over de Vero monolayer en incubeer de kolven vervolgens gedurende 1,5-2 uur op 37 °C. Zorg ervoor dat de incubatorplank waterpas staat.
    4. Verwijder het entmateriaal en voeg DMEM toe aangevuld met 1% IFCS (25 ml/kolf). Incubeer de kolven gedurende 2-4 dagen.
  3. Controleer de kolven dagelijks op 90-100% CPE (zie figuur 2).
  4. Oogst de met oHSV geïnfecteerde Vero-cellen.
    1. Verzamel het kweeksupernatant (~20 ml) uit elke kolf (laat ~5 ml in elke kolf) in 50 ml conische centrifugebuizen of mediacontainers.
    2. Gebruik een celschraper om de cellen voorzichtig van de bodem van de kolven te schrapen.
      OPMERKING: De cellen moeten snel uit de kolven komen.
    3. Voeg ~15 ml van het kweeksupernatans (verzameld in stap 1.4.1) toe aan elke kolf (wat het volume van ~20 ml in elke kolf brengt, d.w.z. 400 ml voor 20 kolven) en was de bodem van de kolven een paar keer voorzichtig met een steriele serologische pipet van 10 ml.
      OPMERKING: Niet krachtig pipetten. Probeer alle cellen intact te houden.
    4. Verzamel de cellen (+ medium) in 50 ml conische centrifugebuizen op ijs (gebruik 8 buizen om 400 ml geoogste cellen uit 20 kolven te bevatten).
    5. Draai de cellen op 300 g gedurende 10 min bij 4 °C en aspireer het supernatant.
    6. Voeg 1,25 ml (50%) toe virusbuffer (VB) en 1,25 ml (50%) van kweeksupernatant (verzameld in stap 1.4.1) aan elke centrifugebuis en hang elke pellet grondig opnieuw op. Breng de resuspenseerde cellen over van acht centrifugebuizen van 50 ml naar één conische centrifugebuis van 50 ml.
      OPMERKING: Raadpleeg de bereiding van de VB-oplossing in tabel 1. Filter-steriliseer de VB-oplossing met behulp van een mediasterilisatiefilter. Gebruik 0,5 ml VB + 0,5 ml supernatans per T-150 cm2 kolf voor hersuspensie, d.w.z. voor 20 kolven (20 ml), gebruik 10 ml VB en 10 ml kweeksupernatant.
    7. Vries de opnieuw gesuspendeerde cellen in met droogijs/100% ethanol en bewaar bij -80 °C.

2) oHSV zuivering

  1. Snap-freeze (in droog ijs en 100% ethanol)/dooi (in een warmwaterbad van 37 °C) de cellen gevolgd door waterbad-sonicatie gedurende in totaal 3 cycli om een goede lysis van de cellen te garanderen om het virus in het supernatant vrij te geven.
    OPMERKING: Voer sonicatie uit gedurende 1 min met 40 kHz, 120 V voeding. Als er geen afstembare sonicator beschikbaar is, gebruik dan een ultrasone waterbad sonicator. Neem een aliquot van 50 μL voor titratie in rubriek 3, die zal helpen om te bepalen welke van de volgende stappen verantwoordelijk is voor mogelijk virusverlies tijdens de zuiveringsprocedure.
  2. Behandel het cellysaat met Benzonase Nuclease (175 eenheden/ml) + 2 mM MgCl2 (1 M bouillon = 2 μL/ml), vortex en incubeer gedurende 30 minuten bij 37 °C. Plaats de buis op ijs en voer de volgende stappen uit bij 4 °C.
  3. Pellet het celresten door centrifugeren met lage snelheid.
    1. Draai de cellysaat op 300 g gedurende 10 minuten.
    2. Verzamel het supernatant in een nieuwe conische centrifugebuis van 50 ml (hang de celkorrel opnieuw op in 0,5 ml VB, wijs het aan als pellet-1 en bewaar het bij 4 °C voor gebruik in stap 2.3.5; zie figuur 1).
    3. Draai het supernatant (verkregen in stap 2.3.2) opnieuw op 500 g gedurende 10 min.
    4. Verzamel het supernatant in een nieuwe conische centrifugebuis van 50 ml (hang de celkorrel opnieuw op in 0,5 ml VB, wijs het aan als pellet-2 en bewaar het bij 4 °C voor gebruik in stap 2.3.5; zie figuur 1).
    5. Combineer de opnieuw gesuspendeerde pellet-1 (vanaf 2.3.2) en pellet-2 (vanaf 2.3.4) tot een nieuwe 1,7 ml centrifugebuis, vortex/sonicaat (waterbad) 2x en draai gedurende 10 minuten op 400 g. Verzamel het supernatant en combineer het met het supernatant verkregen in stap 2.3.4; zie figuur 1).
      OPMERKING: Voer sonicatie gedurende 1 min uit met 40 kHz, 120 V vermogen om virale aggregatie te voorkomen vóór de filtratieprocedure in stap 2.4. Neem een 50 μL aliquot van het gecombineerde supernatant voor titratie in rubriek 3.
  4. Filter het gecombineerde supernatant (~ 21 ml, d.w.z. 20 ml van 1.4.6, 0,5 ml van 2.3.2 en 0,5 ml van 2.3.4) met behulp van de volgende 3-staps filtratiemethode.
    1. Trek 21 ml van het supernatant met behulp van een spuit van 10 ml (telkens 5-7 ml voor een gemakkelijke doorgang door het filter) en voer het door een steriel 5 μm polyvinylideendifluoride (PVDF) membraanfilter dat op een nieuwe conische centrifugebuis van 50 ml is geplaatst (gelabeld als TUBE 1).
      1. Voeg 1 ml VB toe aan een conische centrifugebuis van 50 ml die in 2.4.1 is geleegd (om de resterende hoeveelheid virussupernatant), vortex te verzamelen en door hetzelfde 5 μm PVDF-filter te gaan dat op BUIS 1 is geplaatst (waardoor het totaal op 22 ml filtraat komt). Ga verder met stap 2.4.2.
    2. Trek 22 ml filtraat uit BUIS 1 (zoals in 2.4.1) en passeer het door een steriel 0,8 μm gemengd celluloseester (MCE) membraanfilter dat op een nieuwe conische centrifugebuis van 50 ml (aangeduid als TUBE 2) is geplaatst.
      1. Voeg 1 ml VB toe aan TUBE 1 geleegd in stap 2.4.2, vortex, en passeer het door hetzelfde 0,8 μm MCE-filter dat op TUBE 2 is geplaatst (waardoor het totaal op 23 ml filtraat komt). Ga verder met stap 2.4.3.
    3. Trek 23 ml filtraat uit TUBE 2 (zoals in 2.4.1) en passeer het door een steriel 0,45 μm PVDF-filter dat op een nieuwe conische centrifugebuis van 50 ml is geplaatst (gelabeld als TUBE 3).
      1. Voeg 1 ml VB toe aan TUBE 2 geleegd in stap 2.4.3, vortex, en passeer het door hetzelfde 0,45 μm PVDF-filter dat op TUBE 3 is geplaatst (waardoor het totaal op 24 ml filtraat komt).
        OPMERKING: Neem een aliquot van 50 μL van het filtraat voor titratie in rubriek 3.
  5. Centrifugeren met hoge snelheid met behulp van de sucrose-gradiëntmethode
    OPMERKING: In dit protocol werd een rotor met vaste hoek F13-14x50cy gebruikt. Zowel de rotor als de centrifuge moeten op 4 °C staan voordat de volgende stappen worden uitgevoerd.
    1. Voeg 10 ml van een ijskoude, steriel gefilterde 25% sacharoseoplossing (bereid door 25 g sacharosepoeder op te lossen in 100 ml Hank's Balanced Salt Solution) toe in een nieuwe conische centrifugebuis van 50 ml.
    2. Voeg langzaam (3 ml/min) 24 ml van het virus filtraat (verkregen uit stap 2.4.3.1) toe bovenop de sacharoselaag. Zorg ervoor dat u afzonderlijke lagen van het virus filtraat en de sacharose-oplossing onderhoudt.
      OPMERKING: Tot 30 ml van de viruslaag kan worden toegevoegd over 10 ml van de sacharose-oplossing.
    3. Centrifugeer de buis gedurende 90 min bij 22.620 g bij 4 °C.
    4. Verwijder het supernatant en de sacharoselaag uit de 50 ml conische centrifugebuis.
      OPMERKING: De viruskorrel moet witachtig zijn. Neem een 50 μL aliquot van het supernatant en een 50 μL aliquot van de sacharoselaag voor titratie in rubriek 3.
  6. Schors de pellet opnieuw in 10% glycerol/PBS-oplossing.
    1. Voeg 1 ml steriele 10% glycerol (verdund in PBS) toe aan de conische centrifugebuis van 50 ml om de pellet te bedekken.
      OPMERKING: De hoeveelheid van het opnieuw gesuspendeerde mengsel kan variëren (zoals 0,8-1,2 ml) afhankelijk van de korrelgrootte. Een kleiner volume zou een hogere concentratie van het virus geven.
    2. Plaats de conische centrifugebuis van 50 ml 2-4 uur op ijs. Tijdens deze periode soniceert/vortex de pellet elke 15 minuten gedurende 30 s om de pellet te helpen losmaken / opnieuw op te schorten.
    3. Verzamel de opnieuw gesuspendeerde pellet (1 ml 10% glycerol/PBS + de pelletgrootte brengt het totale volume op ~ 1,3 ml) in een microcentrifugebuis van 2 ml. [Optioneel: Voeg nog eens 0,3 ml glycerol/PBS toe aan dezelfde 50 ml conische centrifugebuis om de resterende sporenhoeveelheid van de pellet te verzamelen, op en neer te gaan en combineer met de opnieuw gesuspendeerde pellet in stap 2.6.3 om het totale volume op ~ 1,6 ml te brengen.]
      1. Als de suspensie in stap 2.6.3 troebel of troebel is (als gevolg van celresten), centrifugeer de buis gedurende 10 minuten op 500 g, breng het supernatant over naar een nieuwe microcentrifugebuis van 2 ml en ga verder met stap 2.6.4.
    4. Neem een 50 μL aliquot voor oHSV titratie in rubriek 3. Aliquot de rest van de oplossing (250 μL/aliquot) in steriele microcentrifugebuizen met schroefdoppen (goed afgedicht voor langdurige opslag), snap-freeze, en bewaar bij -80 °C tot gebruik (klaar voor experimentele studies zodra de oHSV-titer is bepaald).
      OPMERKING: Alle materialen die in contact komen met het virus moeten worden gebleekt of behandeld met ultraviolette straling voordat ze uit de kap worden verwijderd of worden verwijderd.

3. oHSV titratie en plaque assay

  1. Zaad 1,7-1,8 x 105 Vero cellen/put in een 6-put celkweekplaat in Vero celmedium (DMEM met 10% IFCS; zie stap 1.1).
    OPMERKING: Zorg ervoor dat de cellen homogeen over de put zijn verdeeld; draai de plaat niet, wat ophoping van cellen in het midden van de putten kan veroorzaken. Om werveling te voorkomen, schommelt u de plaat langzaam met de hand verticaal, vervolgens horizontaal en plaatst u de plaat vervolgens voorzichtig in de incubator.
  2. De volgende dag (wanneer de cellen 70-80% samenvloeiing bereiken), aspireren het kweekmedium en voegen 1 ml / put hoge glucose PBS toe aangevuld met 1% IFCS. Laat de plaat in de celkweekkap staan totdat stap 3.3 is voltooid.
  3. Verdun het virus serieel in polypropyleen buizen van 5 ml met PBS/1% IFCS (figuur 3).
    OPMERKING: Gebruik de 50 μL aliquot die in stap 2.6.4 is verzameld voor seriële verdunning. Voeg in de1e buis (10-3 verdunning) 2 μL van het virus toe in 1998 μL PBS/1%IFCS, vortex. In de2e buis (10-5 verdunning) 10 μL uit de1e buis nemen in 990 μL PBS/1% IFCS, vortex. Neem in de3e buis (10-6 verdunning) 100 μL uit de 2e buis in 900 μL PBS/1% IFCS, vortex; ga door met deze 10-voudige seriële verdunning tot 10-9 verdunning. Zie de details in figuur 3.
  4. Aspireer PBS/1% IFCS en voeg 0,7 ml/put van het serieel verdunde virus (vanaf 10-5 tot 10-9) toe aan Vero-cellen.
    OPMERKING: Laat de cellen niet drogen.
  5. Schommel de plaat voorzichtig 5 minuten op een schommel bij kamertemperatuur (om een homogene verdeling van het virusenoculum te garanderen).
  6. Incubeer de plaat gedurende 1,5 uur bij 37 °C.
    OPMERKING: Bereid tijdens deze incubatieperiode 1:1000 verdunning van humaan immunoglobuline G (IgG) in DMEM, aangevuld met 1% IFCS. Voor een 6-put plaat, bereid 12,5 ml zodat 2 ml / put kan worden gebruikt in stap 3.7. Pas de verdunning aan om rekening te houden met partijvariaties in de menselijke IgG.
  7. Verwijder het virusinoculum uit de putten en voeg 2 ml/put van 0,1% menselijke IgG toe (om de oHSV in het cultuurmedium te neutraliseren en de vorming van secundaire plaques te voorkomen) in DMEM aangevuld met 1% IFCS. Incubeer de plaat gedurende 3-4 dagen bij 37 °C.
    OPMERKING: Duidelijke plaques vormen zich meestal binnen 3 dagen.
  8. Bevestigings- en kleurplaten
    1. Verwijder het supernatant en fixeer de cellen gedurende 5 minuten in pure methanol (1 ml/put). Verwijder de methanol en laat de platen aan de lucht drogen.
    2. Verdun Giemsa-vlek (1:5) met gedeioneerd water en voeg 1 ml van de verdunde Giemsa-vlek per put toe. Incubeer de plaat op kamertemperatuur gedurende 10-15 minuten.
    3. Verwijder de vlek, spoel af met kraanwater en laat de platen aan de lucht drogen.
    4. Tel de plaquettes met behulp van een ontleedmicroscoop.
    5. Optioneel voor oHSV's met lacZ-expressie:
      1. Verwijder het supernatant en fixeer de cellen met koud 0,2% glutaraldehyde/2% paraformaldehyde gedurende 5-10 minuten bij kamertemperatuur.
      2. Verwijder de fixatieve oplossing en was de cellen 3x met PBS.
      3. Voeg X-gal-oplossing toe aan de cellen (1 ml/put) en incubeer de plaat gedurende 2 uur bij 37 °C.
        OPMERKING: De X-gal-vlek moet vers worden bereid op de dag van de kleuring; langdurige opslag kan leiden tot vervaging van de kleur. Zie de bereiding van X-gal-oplossing in tabel 1.
      4. Verwijder de X-gal vlek en was de plaat 1 minuut met kraanwater.
      5. Tegenvlek met Neutral Red oplossing (1 ml/put) gedurende 2 min bij kamertemperatuur.
        OPMERKING: Zie de bereiding van neutral red-oplossing in tabel 1.
      6. Was de plaat 1 minuut met kraanwater; laat de platen aan de lucht drogen.
      7. Tel blauwe plaques met behulp van een ontleedmicroscoop (Figuur 4).
  9. Bereken de titer met behulp van formule (2)
    Titer in pfu/ml (plaquevormende eenheden) = Aantal plaques/0,7 ml × verdunningsfactor (2)
    OPMERKING: Als er bijvoorbeeld 25 plaques worden gevonden in de verdunningsput van 10-9, is de titer 25/0,7 × 109 = 35,7 × 109 = 3,57 × 1010 pfu/ml. Dit is de laatste oHSV-titer van aliquots bereid in stap 2.6.4.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Een kort overzicht van het hele protocol is weergegeven in figuur 1, die de kritieke stappen vertegenwoordigt die betrokken zijn bij de groei, zuivering en titratie van oHSV. CPE in Vero-cellen kan al na 4 uur post-HSV-infectie worden gedetecteerd19. Figuur 2 toont CPE in Vero-cellen op drie verschillende tijdstippen na oHSV-infectie. Het niveau van de CPE wordt in de loop van de tijd verhoogd. In dit protocol wordt 90-100% CPE meestal wa...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het protocol begint met de groei van oHSV in low-passage Vero cellen. De samenvloeiing van de Vero-celmonolaag moet ~ 80% zijn op het moment van virusinenting, omdat overwoekerde cellen strakke vezelige structuren kunnen ontwikkelen die de oHSV-invoer in Vero-cellen kunnen verminderen20. Zodra 90-100% CPE is waargenomen, wordt het kweeksupernatant verwijderd, cellen geoogst, geresuspendeerd in VB/supernatant (zie stap 1.4.6), snap-frozen en opgeslagen bij -80 °C voor latere zuivering. Blaho en col...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

SDR is een mede-uitvinder van octrooien met betrekking tot oncolytische herpes simplex-virussen, eigendom van en beheerd door Georgetown University en Massachusetts General Hospital, die royalty's hebben ontvangen van Amgen en ActiVec Inc. en deel uitmaakt van de Wetenschappelijke Adviesraad van EG 427. De andere auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Het onderzoek in het Saha lab werd mede ondersteund door fondsen van de DOD (W81XWH-20-1-0702) en Dodge Jones Foundation-Abilene. Samuel D. Rabkin en Melissa R.M. Humphrey werden gedeeltelijk ondersteund door NIH (R01 CA160762).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1.7 mL centrifuge tubesSigmaCLS3620
15 mL polypropyleen centrifuge tubesFalcon352097
5 mL polypropyleen tubesFalcon352063
50 mL polypropyleen centrifuge tubesFalcon352098
6-well celkweekplatenFalcon353046
Benzonase NucleaseSigmaE8263-25KU
CelkrabberFisher Scientific179693
Dimethyl sulfaatSigmaD2650-100ML
Dulbecco’s Gemodificeerd Eagle MediumCorningMT-10-013-CV
Dulbecco’s Fosfaat Gebufferde SalineCorningMT-21-031-CV
Fetaal RundserumHycloneSH3007003
Giemsa KleurstofSigmaG3032
GlutaraldehydeFisher Scientific50-262-23
GlycerolSigmaG5516
Hank's Balanced Salt Solution (HBSS)CorningMT-21-021-CV
Hoge-glucose Dulbecco’s Fosfaat-gebufferde SalineSigmaD4031
Menselijke immuunglobulineGamastanNDC 13533-335-12
MagnesiumchlorideFisher ChemicalM33-500
Media Sterilisatiefilter, 250 mLNalgene, Fisher Scientific09-740-25E
Media Sterilisatiefilter, 500 mLNalgene, Fisher Scientific09-740-25C
Neutrale Rode oplossingSigmaN4638
ParaformaldehydeFisher scientific 15710S
Plate rockerFisher88861043
KaliumferricyanideSigmaP8131
KaliumferrocyanideSigmaP9387
NatriumchlorideFisher ChemicalS271-3
Sorvall ST 16R CentrifugeThermoFisher Scientific75004381
Sorvall ST 21R CentrifugeThermoFisher Scientific75002446
Steriele Microcentrifuge Tubes met SchroefdoppenFisher Scientific02-681-371
SucroseFisher ScientificBP220-1
Spuitfilter, 0.45 PVDFMilliporeSigmaSLHV033RS
Spuitfilter, 0.8 MCEMilliporeSigmaSLAA033SS
Spuitfilter, 5 µm PVDFMilliporeSigmaSLSV025LS
T150 kweekflaconFalcon355001
Tris-HClMP Biomedicals LLC816116
Ultrasoon waterbadBransonCPX-952-116R
X-galCorning46-101-RF

Referenties

  1. Harrington, K., Freeman, D. J., Kelly, B., Harper, J., Soria, J. -C. Optimizing oncolytic virotherapy in cancer treatment. Nature Reviews Drug Discovery. 18 (9), 689-706 (2019).
  2. Zhang, S., Rabkin, S. D. The discovery and development of oncolytic viruses: are they the future of cancer immunotherapy. Expert Opinion on Drug Discovery. 16 (4), 391-410 (2021).
  3. Bommareddy, P. K., Peters, C., Saha, D., Rabkin, S. D., Kaufman, H. L. Oncolytic herpes simplex viruses as a paradigm for the treatment of cancer. Annual Review of Cancer Biology. 2 (1), 155-173 (2018).
  4. Peters, C., Rabkin, S. D. Designing herpes viruses as oncolytics. Molecular Therapy-Oncolytics. 2, 15010(2015).
  5. Nguyen, H. -M., Saha, D. The current state of oncolytic herpes simplex virus for glioblastoma treatment. Oncolytic Virotherapy. 10, 1-27 (2021).
  6. Koch, M. S., Lawler, S. E., Chiocca, E. A. HSV-1 oncolytic viruses from bench to bedside: an overview of current clinical trials. Cancers. 12 (12), 3514(2020).
  7. Menotti, L., Avitabile, E. Herpes simplex virus oncolytic immunovirotherapy: the blossoming branch of multimodal therapy. International Journal of Molecular Sciences. 21 (21), 8310(2020).
  8. Nguyen, H. M., Guz-Montgomery, K., Saha, D. Oncolytic virus encoding a master pro-inflammatory cytokine interleukin 12 in cancer immunotherapy. Cells. 9 (2), 400(2020).
  9. Agarwalla, P. K., Aghi, M. K. Oncolytic herpes simplex virus engineering and preparation. Methods in Molecular Biology. 797, 1-19 (2012).
  10. Grosche, L., et al. Herpes simplex virus type 1 propagation, titration and single-step growth curves. Bio-protocol. 9 (23), 3441(2019).
  11. Sutter, S. O., Marconi, P., Meier, A. F. Herpes simplex virus growth, preparation, and assay. Methods in Molecular Biology. 2060, 57-72 (2020).
  12. Froechlich, G., et al. Integrity of the antiviral STING-mediated DNA sensing in tumor cells is required to sustain the immunotherapeutic efficacy of herpes simplex oncolytic virus. Cancers. 12 (11), 3407(2020).
  13. Froechlich, G., et al. Generation of a novel mesothelin-targeted oncolytic herpes virus and implemented strategies for manufacturing. International Journal of Molecular Sciences. 22 (2), 477(2021).
  14. Mosca, J. D., Pitha, P. M. Transcriptional and posttranscriptional regulation of exogenous human beta interferon gene in simian cells defective in interferon synthesis. Molecular and Cellular Biology. 6 (6), 2279-2283 (1986).
  15. Gousseinoz, E., Kools, W., Pattnaik, P. Nucleic acid impurity reduction in viral vaccine manufacturing. BioProcess International. 12 (2), 59-68 (2014).
  16. Herpes simplex virus: methods and protocols. Methods in Molecular Biology. Diefenbach, R. J., Fraefel, C. , Humana Press. New York, USA. (2014).
  17. Hadi, A. M., et al. An experimental trial to prepared γ1 34.5 herpes simplex virus 1 immunogene by cloning technique. Systematic Review Pharmacy. 11 (5), 140-149 (2020).
  18. Kuroda, T., Martuza, R. L., Todo, T., Rabkin, S. D. Flip-Flop HSV-BAC: bacterial artificial chromosome based system for rapid generation of recombinant herpes simplex virus vectors using two independent site-specific recombinases. BMC Biotechnology. 6, 40(2006).
  19. Motamedifar, M., Noorafshan, A. Cytopathic effect of the herpes simplex virus type 1 appears stereologically as early as 4 h after infection of Vero cells. Micron. 39 (8), 1331-1334 (2008).
  20. Blaho, J. A., Morton, E. R., Yedowitz, J. C. Herpes simplex virus: propagation, quantification, and storage. Current Protocols in Microbiology. , Chapter 14, Unit 14E 1(2005).
  21. Malenovska, H. The influence of stabilizers and rates of freezing on preserving of structurally different animal viruses during lyophilization and subsequent storage. Journal of Applied Microbiology. 117 (6), 1810-1819 (2014).
  22. Vahlne, A. G., Blomberg, J. Purification of herpes simplex virus. Journal of General Virology. 22 (2), 297-302 (1974).
  23. Sathananthan, B., Rodahl, E., Flatmark, T., Langeland, N., Haarr, L. Purification of herpes simplex virus type 1 by density gradient centrifugation and estimation of the sedimentation coefficient of the virion. APMIS: Acta Pathologica, Microbiologica, et Immunologica Scandinavica. 105 (3), 238-246 (1997).
  24. Mundle, S. T., et al. High-purity preparation of HSV-2 vaccine candidate ACAM529 is immunogenic and efficacious in vivo. PLoS One. 8 (2), 57224(2013).
  25. Jiang, C., et al. Immobilized cobalt affinity chromatography provides a novel, efficient method for herpes simplex virus type 1 gene vector purification. Journal of Virology. 78 (17), 8994-9006 (2004).
  26. Grosche, L., et al. Herpes simplex virus type 1 propagation, titration and single-step growth curves. Bio-protocol. 9 (23), 3441(2019).
  27. Svennerholm, B., et al. Separation of herpes simplex virus virions and nucleocapsids on Percoll gradients. Journal of Virological Methods. 1 (6), 303-309 (1980).
  28. Baer, A., Kehn-Hall, K. Viral concentration determination through plaque assays: using traditional and novel overlay systems. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (93), e52065(2014).
  29. Miyatake, S., Iyer, A., Martuza, R. L., Rabkin, S. D. Transcriptional targeting of herpes simplex virus for cell-specific replication. Journal of Virology. 71 (7), 5124-5132 (1997).
  30. Fabiani, M., Limongi, D., Palamara, A. T., De Chiara, G., Marcocci, M. E. A novel method to titrate herpes simplex virus-1 (HSV-1) using laser-based scanning of near-infrared fluorophores conjugated antibodies. Frontiers in Microbiology. 8, 1085(2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Oncolytisch herpesvirusviruszuiveringplaque-assaycytopathisch effectVero-cellensucrosegradiëntkankerimmunotherapievirustitratieBenzonase-behandelingbereiding van virusstock
Groei, zuivering en titratie van oncolytisch herpes simplexvirus
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.