Methodenartikel

Het opzetten van een octopus-ecosysteem voor biomedisch en bio-engineeringonderzoek

DOI:

10.3791/62705

⸱

22 september 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Michigan State University, 2Neuroengineering division, The Institute for Quantitative Health Science and Engineering, Michigan State University, 3Biomedical Imaging division, The Institute for Quantitative Health Science and Engineering, Michigan State University, 4Department of Radiology, Michigan State University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het begrijpen van de unieke fysiologische en anatomische structuren van octopussen kan van grote invloed zijn op biomedisch onderzoek. Deze gids laat zien hoe een mariene omgeving kan worden opgezet en onderhouden om deze soort te huisvesten en bevat state-of-the-art beeldvorming en analytische benaderingen om de anatomie en functie van het zenuwstelsel van octopus te visualiseren.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Veel ontwikkelingen in biomedisch onderzoek zijn geïnspireerd door het ontdekken van anatomische en cellulaire mechanismen die specifieke functies in verschillende soorten ondersteunen. De octopus is een van deze uitzonderlijke dieren die wetenschappers nieuwe inzichten heeft gegeven op het gebied van neurowetenschappen, robotica, regeneratieve geneeskunde en prothesen. Onderzoek met deze soort koppotigen vereist het opzetten van complexe faciliteiten en intensieve zorg voor zowel de octopus als zijn ecosysteem dat van cruciaal belang is voor het succes van het project. Dit systeem vereist meerdere mechanische en biologische filtersystemen om een veilige en schone omgeving voor het dier te bieden. Samen met het besturingssysteem zijn gespecialiseerd routineonderhoud en reiniging vereist om de faciliteit op lange termijn effectief operationeel te houden. Het wordt geadviseerd om deze intelligente dieren een verrijkte omgeving te bieden door het landschap van de tank te veranderen, een verscheidenheid aan prooien op te nemen en uitdagende taken voor hen te introduceren om door te werken. Onze resultaten omvatten MRI en een autofluorescentiebeeldvorming van het hele lichaam, evenals gedragsstudies om hun zenuwstelsel beter te begrijpen. Octopussen bezitten een unieke fysiologie die van invloed kan zijn op vele gebieden van biomedisch onderzoek. Hen voorzien van een duurzaam ecosysteem is de eerste cruciale stap in het blootleggen van hun onderscheidende mogelijkheden.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nieuwe concepten in biomedisch onderzoek en biomedische technologie worden vaak geïnspireerd door het identificeren van specifieke strategieën die biologische soorten bezitten om omgevings- en fysiologische omstandigheden en uitdagingen aan te pakken. Het begrijpen van de fluorescentie-eigenschappen in vuurvliegjes heeft bijvoorbeeld geleid tot de ontwikkeling van nieuwe fluorescerende sensoren die cellulaire activiteit in andere modelorganismen kunnen rapporteren1; het identificeren van ionkanalen die door licht in algen worden geactiveerd, heeft geleid tot de ontwikkeling van cellulaire en temporele specifieke op licht gebaseerde neuromodulatie2,3,4,5; het ontdekken van eiwitten in glazen meervallen die navigeren volgens het magnetisch veld van de aarde heeft geleid tot de ontwikkeling van magnetische neuromodulatie6,7,8,9,10,11; het begrijpen van de sifonreflex in Aplysia is instrumenteel geweest voor het begrijpen van de cellulaire basis van gedrag12,13,14.

Onderzoekers blijven de huidige bio-engineering en fylogenetische toolbox uitbreiden door gebruik te maken van de unieke sterke punten en nieuwe perspectieven op fysiologische functies die niet-conventionele laboratoriumsoorten hebben. Federale agentschappen beginnen deze onderzoekslijnen te ondersteunen door nieuw werk te financieren dat op verschillende soorten wordt uitgevoerd.

Een geslacht van dieren met unieke anatomie- en regeneratiemogelijkheden, evenals de adaptieve controle van elk van zijn armen, fascinerende biologen en ingenieurs en een boeiend publiek uit alle delen van de samenleving is de Octopus17. Inderdaad, veel aspecten van de fysiologie en het gedrag van de octopus zijn de afgelopen decennia bestudeerd15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26 . Recente ontwikkelingen in moleculaire en evolutionaire biologie, robotica, bewegingsregistratie, beeldvorming, machine learning en elektrofysiologie versnellen echter ontdekkingen met betrekking tot de fysiologie en het gedrag van octopussen en vertalen ze naar innovatieve bio-engineeringstrategieën27,28,29,30,31,32,33,34,35 ,36,37,38,39.

Hier beschrijven we hoe we de octopushouderij kunnen opzetten en onderhouden, wat van belang en relevant zou zijn voor wetenschappers en ingenieurs met verschillende achtergronden, wetenschappelijke interesses en doelen. Niettemin richten onze resultaten zich op de toepassing van octopussen in neurowetenschappelijk en neuro-engineeringonderzoek. De octopus heeft een hoog ontwikkeld zenuwstelsel met 45 miljoen neuronen in de centrale hersenen, 180 miljoen neuronen in de optische kwabben en nog eens 350 miljoen neuronen in de acht axiale koorden en perifere ganglia; ter vergelijking: een hond heeft een vergelijkbaar aantal neuronen en een kat slechts de helft ervan40. In tegenstelling tot het gewervelde zenuwstelsel zijn er slechts 32K efferente en 140K afferente vezels die de miljoenen neuronen in de hersenen van de octopus verbinden met de miljoenen neuronen in elk van de axiale koorden van hun arm40,41,42. Deze relatief weinig onderling verbonden vezels suggereren dat de meeste details voor de uitvoering van de motorische programma's worden uitgevoerd in het axiale koord zelf, met de nadruk op de uniek verdeelde neuronale controle die de octopussen bezitten. De armen van de octopus hebben een buitengewone fijne motoriek waardoor ze manipulatievaardigheden kunnen gebruiken, zoals het openen van potdeksels, zelfs als ze zich in de container bevinden. Dit sterk ontwikkelde prehensile motorvermogen is uniek voor de klasse van koppotigen (octopus, inktvis en inktvis)43.

Inderdaad, door honderden miljoenen jaren van evolutie heeft de octopus een opmerkelijk en geavanceerd genoom en fysiologisch systeem ontwikkeld43,44 dat nieuwe ontwikkeling en vooruitgang op wetenschappelijk en technisch gebied heeft geïnspireerd. Een waterbestendige kleefpleister op basis van de anatomische structuur van de uitlopers van de octopus kan bijvoorbeeld aan natte en droge oppervlakken blijven plakken45; een synthetisch camouflerend materiaal geïnspireerd op de camouflagehuid van de octopus kan een plat, 2D-oppervlak transformeren in een driedimensionaal oppervlak met hobbels en putten46. Miniatuur zachte en autonome robots (d.w.z. Octobots) die in de toekomst kunnen dienen als chirurgische hulpmiddelen in het lichaam47; en een arm (d.w.z. OctoArm) bevestigd aan een tankachtige robot48 zijn ook ontwikkeld. Veel soorten octopussen worden gebruikt in biomedisch onderzoek, bijvoorbeeld Octopus vulgaris, Octopus sinensis, Octopus variabilis en Octopus bimaculoides (O. bimaculoides); de O. vulgaris en O. bimaculoides zijn de meest voorkomende34,49,50. De recente sequencing van verschillende octopusgenomen maakt dit geslacht van bijzonder belang en opent nieuwe grenzen in octopusonderzoek34,43,51,52.

O. bimaculoides gebruikt in onze opstelling is een middelgrote soort octopus, voor het eerst ontdekt in 1949, die kan worden gevonden in ondiepe wateren voor de noordoostelijke Pacifische kust van centraal Californië tot het zuiden van het schiereiland Baja California17. Het is te herkennen aan de valse oogvlekken op zijn mantel onder zijn ogen. Vergeleken met Giant Pacific Octopus (Enteroctopus dofleini) en Common Octopus (O. vulgaris), is de California Two-Spot Octopus (O. bimaculoides) relatief klein van formaat, beginnend kleiner dan een paar centimeter, groeit snel als een juveniel. Wanneer de volwassen mantel in een laboratorium wordt opgevoed, kan deze uitgroeien tot een gemiddelde grootte van 100 cm en tot 800 g53,54 wegen. Octopussen hebben een snelle groeiperiode binnen hun eerste 200 dagen; tegen die tijd worden ze als volwassenen beschouwd en blijven ze de rest van hun leven groeien55,56,57. Octopussen kunnen kannibalistisch zijn, vooral wanneer beide geslachten samen in een tank zijn gehuisvest; daarom moeten ze afzonderlijk in afzonderlijke tanks worden ondergebracht58.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierstudies werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Michigan State University.

1. Octopus tank apparatuur set-up

  1. Verkrijg eerst alle niet-biologische materialen voor een aquarium die zullen worden opgenomen in het mariene milieusysteem, zoals weergegeven in de tabel met materialen. Maten zijn voorzien in inches.
  2. Was alle onderdelen van slangen, leidingen en filtersystemen met 70% ethanol en gedeïoniseerd (DI) water voorafgaand aan de installatie. Gebruik geen zeep of andere chemicaliën bij het schoonmaken.
  3. Plaats een glasvezel tafel 13 inch x 49 inch x 1/2 inch (deel # 71) met vier tafelpoten gemaakt van koolstofvezel en met de afmetingen van 2 inch x 2 inch x 23 inch (deel # 72). Bevestig de poten direct onder de hoeken van het tafelblad.
  4. Plaats onder het bovenoppervlak, tussen elk van de tafelpoten, 2 inch x 2 inch lange (deel # 72) koolstofvezel stabilisatiebeugels bevestigd aan de onderkant van de tafel en direct tegen de rand van de bovenste plank. Bevestig met schroeven een andere plank met dezelfde afmetingen direct op de grond onder de tafel. Laat de pomp (zie Tabel met materialen) direct op het onderste plankoppervlak zitten, terwijl de tank op het bovenste oppervlak zit. Dit systeem is weergegeven in figuur 1.
    OPMERKING: De waterafgifte van de tank wordt gevoed door de zwaartekracht en alle slangen, behalve die welke in en uit de tank worden gevoerd, moeten lager zijn dan de bodem van de tank om een maximale afvoerkopdruk te garanderen.

figure-protocol-1
Figuur 1: Octopus tank setup. In- en uitlaat van water (a). Drie octopustanks met elk een oppervlakte van 1,22 m x 0,3 m (b). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

  1. Boor een enkel gat van 13/4 inch, 2 inch vanaf een van de zijkanten van de tank, met behulp van glazen snijboren. De onderkant van het waterafvoerzuigscherm bepaalt de hoogte van het uitvoergat zoals weergegeven aan de rechterkant van figuur 2a. Het waterniveau wordt bepaald door het zuigscherm en moet minstens 6 inch van de bovenkant van de tank zijn, waardoor een waterspattenzone mogelijk is.
  2. Gebruik een PVC-primer en cement om de secties permanent met elkaar te verbinden. Om dit te doen, schuift u eerst het uiteinde van de beoogde mannelijke PVC-buis in het uiteinde van de vrouwelijke buis. Plaats een stuk schilderstape aan de buitenkant van het mannelijke deel dat nog zichtbaar is om te voorkomen dat de primer en het cement aan de buitenkant van de pijp verschijnen. Scheid de delen na het tapen en plaats een lichte laag primer aan de buitenkant van de mannelijke buis na het aanbrengen van het cement in hetzelfde gebied.
  3. Pas de mannelijke pijp zo snel mogelijk na het aanbrengen van cement in de vrouwelijke pijp en verwijder de tape. 24 uur na het aanbrengen van de primer en cement, nieuw aangesloten delen uitspoelen met DI-water. Kijk voor de uithardingstijd naar het cementproduct voor verdere aanwijzingen.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat de installatie van alle buizen en apparatuur correct is geplaatst voordat u PVC-primer en cement gebruikt; de vereisten voor de pijplengte kunnen variëren.
  4. Sluit vervolgens het 1 inch buitendiameter (OD) uiteinde van het zuigscherm permanent aan op het 1 inch binnendiameter (ID) uiteinde van het ellebooggewricht. Sluit het uiteinde van het ellebooggewricht aan op rechte PVC-buizen (1 inch OD). Sluit de andere kant van de rechte slang aan en vervolgens op de 1 inch ID van de doorwandige rechte adapter vrouwelijke aansluiting.
    OPMERKING: ID verwijst naar de breedste afstand tussen de binnenwanden van de buis. OD verwijst naar de buitenkant van de buisbreedte.
  5. Sluit de rechte adapter met door de muur permanent aan op een rechte 4 inch lange PVC-buis met een OD van 1 inch (vanaf stap 1.8). Deze pijp zal uit de tank kijken.
  6. Sluit de rechte buis permanent aan op het midden van de PVC-connector (1 inch ID Tee-vormig; vanaf stap 1.9). Verbind vervolgens permanent twee 6 inch lange (deel # 69) pijpen (1 inch OD) met beide tegenovergestelde uiteinden van de tee-connector - een die direct naar boven is gericht voor de luchtafgifte en de andere direct naar beneden voor waterstroom.
  7. Sluit de naar beneden verlengde rechte buis (vanaf stap 1.10) permanent aan op een rechte adapter met vrouwelijke contactdoos (1 inch ID). Bevestig een 36 inch lange rubberen buis (3/4 inch ID) aan de prikkeldraadpijpadapter.
  8. Plaats het koelsysteem tussen de waterafvoerbuizen en het cartersysteem.
  9. Bevestig de 3/4 inch weerhaakfittingen, die bij het systeem worden geleverd, aan de in- en uitgangen van de koelmachine. Plaats de rubberen slang (vanaf stap 1.11) op de inlaat van de koelmachine.
  10. Sluit een nieuw stuk 3/4 inch ID-buis (vanaf stap 1.13) van de uitgang van de koelmachine (van stap 1.12) aan op de inlaat van het cartersysteem zoals weergegeven in figuur 2b.
  11. Plaats vervolgens het 4 inch x 12 inch sokfilter, met een poriegrootte van 200 μm, in het aangewezen gebied zoals weergegeven in figuur 2. Plaats ook, zoals afgebeeld in figuur 2, de eiwitafschuimer en de retourpomp in hun geschikte gebieden. Bevestig samen met de retourpomp de automatische top-off vlotterklep aan de binnenwand van het pompgebied, 2 inch boven de bovenkant van de waterinlaat van de pomp; blokkeer indien nodig niet dat de pomp uit de tank wordt verwijderd.
  12. Sluit permanent een rechte 12-inch lange buis (3/4 inch OD) aan op de uitlaat van de pomp (vanaf stap 1.15). Aan het andere uiteinde van de 3/4 inch OD rechte buis, sluit u de OD van de buis permanent aan op een 3/4 inch ID 45 ° ellebooggewricht. Sluit aan het andere uiteinde van de verbinding permanent een 3/4 inch OD-buis aan.
  13. Bevestig het andere uiteinde van de rechte buis (vanaf stap 1.16) aan de 3/4 inch ID van een rechte reductieadapter. Sluit het grotere adapteruiteinde (2-inch OD) permanent aan op de ingang van het UV-licht.
    OPMERKING: Rechte buislengtes kunnen variëren.
  14. Stem vervolgens de plaatsing van de UV-lichtinlaat af op de uitgangspijp van de pomp (vanaf stap 1.17), zodat de buis niet buigt tussen licht en pomp (vanaf stap 1.15). Boor gaten in de stabilisatiebeugel om overeen te komen met de uv-lichtbevestigingsgaten. Stem de grootte van de schroeven af op de boor en bevestig het UV-licht aan de tafel met behulp van de gegeven schroeven.
  15. Sluit de 2-inch zijde van een andere reductieadapter permanent aan op de output van het UV-licht (vanaf stap 1.18). Bevestig een 1-inch OD van een 5-inch lange rechte buis aan de 1-inch ID van de adapter. Sluit vervolgens een 90 ° hoekstuk met de 1-inch ID aan op de 1-inch OD-buis; het niet-vastgemaakte uiteinde van het hoekstuk naar de zijkant van de tank laten wijzen waar de watertoevoer naartoe moet (dezelfde kant als in stap 1.5).
  16. Sluit het andere uiteinde van de hoek (vanaf stap 1.19) permanent aan op een 6 inch lange buis (deel # 69) met 1-inch OD met de ingang van de stroomregeleenheid (deel # 2). Sluit permanent een andere 1-inch OD-buis (deel # 69) aan op de uitgang van de stroombewakingseenheid; de lengte moet minstens 3 centimeter voorbij de zijkant van de tank reiken.
  17. Gebruik een 13/4 inch glazen snijboor (deel # 1) en snijd een nieuw gat 3 inch boven de beoogde waterlijn en 2 inch verwijderd van de zijkant van de tank (figuur 1a) aan de kant tegenover die met waterafvoergat. Bevestig een andere doorwandige schotfitting met een 1-inch slip (deel # 77) die uit de tank is gericht.
  18. Sluit op de schotslip een rechte buis aan met de 1-inch OD en 4 inch lengte (deel # 69) permanent. Snijd de slang van het laatste deel van stap 1.21 af om overeen te komen met de afstand die deze buis van de tank aflegt. Sluit permanent een 90 ° buis (deel # 65) aan op elk van de open buizen en snijd een laatste 1-inch OD rechte buis (deel # 69) die beide hoekstukken permanent verbindt.
    OPMERKING: Figuur 3 toont een eenvoudige weergave van het aquariumsysteem.
  19. Stel de rest van het besturingssysteem in (deel # 34), monteer eerst de stekkerdoos (deel # 53) op de tafel zelf of aan een nabijgelegen muur. Monteer daarnaast de vloeistofbewakingsmodule (deel # 2).
  20. Sluit de flowsensor, stekkerdoos en de lekdetectiesensoren aan op de module. Stel het groeilicht (deel #26) in dat aan de algenbak is bevestigd (figuur 2).
  21. Sluit de flowsensor, UV-licht, groeilicht, pomp en eiwitafschuimer aan op de energiereep. Stel de programmering van het waterleidingssysteem in volgens de handleiding van de fabrikant.
  22. Bereid zout water door een half kopje in de handel verkrijgbaar zoutmengsel te mengen met 1 gallon omgekeerde osmose (RO) of gedeïoniseerd (DI) water. Maak 45 gallons om één tank en cartersysteem volledig te vullen.
  23. Schakel de pomp in de flowregelaar van het cartersysteem in en blijf zout water toevoegen totdat de automatische top-offklep in de uit-stand staat, zodat er geen extra zoet water nodig is.
  24. Zodra het water vol is, stopt u met vullen en schakelt u de waterkoelingseenheid in om de temperatuur in te stellen tussen 18 °C en 22 °C, aangezien dit het gewenste temperatuurbereik is53. Zet de eiwitafschuimer aan.
  25. Voeg 30 kg gemalen koraal toe aan de bodem van de tank en een laag gemalen koraal aan de bodem van de algenbak. Voeg meerdere levende rotsen en andere toevoegingen aan de octopusomgeving toe. Plaats een bovenkant om de opening van de tank te bedekken.
    OPMERKING: Levende rotsen zijn dood koraal dat wordt bewoond door macroscopisch zeeleven zoals bacteriën en algen.
  26. Voeg nitrificerende bacteriën toe die worden gebruikt in de zoutwateraquaria zoals aangegeven op de verpakking. Blijf dit toevoegen zoals voorgeschreven, controleer dagelijks temperatuur, zoutgehalte, pH, ammoniak, nitriet en nitraat met watertestkits, pH-sensor en temperatuursensor. Veilige waarden voor ammoniak-, nitriet- en nitraatniveaus liggen lager dan respectievelijk 0,5 ppm, 0,25 ppm en 10 ppm58.
  27. Zorg ervoor dat UV-licht wordt uitgeschakeld voor de dagen dat nitrificerende bacteriën worden toegevoegd om de zoutwatermicro-organismen te laten groeien. Nadat de parameters binnen een veilig bereik liggen, kan het UV-licht opnieuw worden geactiveerd.
  28. Nadat het systeem is ingesteld, controleert u ook of de pH en oxygenatie respectievelijk 8,0-8,4 en figure-protocol-259 zijn. Voordat u dieren aan het aquarium toevoegt, controleert u op de aanwezigheid van koper- en zuurstofniveaus in het systeem met behulp van een koperen watertestkit.
    OPMERKING: Koper veroorzaakt schade aan ongewervelde dieren en het interfereert met osmoregulatie in viskieuwen60,61.
  29. Als er koper in het water wordt gevonden, test dan de DI/RO-waterbron. Nadat u hebt vastgesteld dat de waterbron geen koper bevat, voert u een waterverversing van 30% uit en plaatst u het actieve koolblok (deel # 46) in water. Als het probleem aanhoudt, voert u een volledige waterverversing uit en reinigt u alle onderdelen.
  30. Nadat alle waterparameters zijn vastgesteld dat ze binnen veilige niveaus zijn, voegt u ten minste een week voordat u de octopussen toevoegt 10 spookgarnalen toe aan het systeem. Dit zal helpen bij het introduceren van biomassa voor bacteriën en het aangeven van de algehele waterkwaliteit.
  31. Voeg extra aquariumecosysteembewoners toe aan de algenbak. Dit omvat Chaetomorpha spp. (spaghettialg), Trochus Sp. (gestreepte trochusslak), en Mercenaria mercenaria (kersensteenschelpen).

figure-protocol-3
Figuur 2: Cartersysteem. Zijaanzicht van het cartersysteem (a). Bovenaanzicht van het cartersysteem (b). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-4
Figuur 3: Aquarium met carterfiltersysteem onder de tank en omgevingscontrole-eenheden. Groene pijlen geven de richting aan van de waterstroom door het systeem. Water dat van sectie één naar twee stroomt voor koeling en op drie om zware biologische materie van lichter materiaal te scheiden. Zwaar afval drijft naar de bodem en naar sectie vijf, terwijl de kleinere biologische materie in het sokfilter binnen sectie vier stroomt. Water stroomt van vier onder sectie vijf in de eiwitafschuimer in zes om resterende afvalstoffen in het water te verwijderen. De algenbak bevat micro-organismen om afval, ammoniak en nitraten af te breken en het water van zuurstof te voorzien. In het laatste deel van het systeem wordt meer water toegevoegd om rekening te houden met verdamping voordat het terug in de tank wordt gepompt. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Opslagtanks

  1. Zet twee hoge wateropslagtanks van 60 gallon op, een voor het zoute water en de andere voor RO-water. Zorg ervoor dat de maximale vullijn van de zoetwatertank hoger is dan de tafel. Bevestig een 1/4 inch slang aan de automatische bovenkant van de vlotterklep in het cartersysteem en bevestig het andere uiteinde van de buis aan de onderkant van de zoetwatertank.
    OPMERKING: Dit is om bij te vullen als water verdampt. Zout blijft in het water.
  2. Vul de zoutwatertank met water en voeg de proportionele hoeveelheid zout toe aan de tank. Belucht continu de zoutwateropslagtank voor mengen en een goede oxygenatie. Wacht een uur voor gebruik om ervoor te zorgen dat het zout volledig wordt gemengd.
    OPMERKING: De zoutwatertank is handig voor het bijvullen van de tanks na het reinigen.

3. Voedseltank instellen

  1. Om garnalen langer dan een week in leven te houden, bewaar ze in een aparte tank van de octopus met een zoutgehalte van minder dan 30 ppt en de temperatuur dicht bij 25 °C.
  2. Om dit te doen, een week nadat de octopustanks zijn gerijpt, breng je 8 liter gerijpt zout water over naar de garnalentank. Voeg 15 kg gemalen koraal toe aan de bodem van de tank. Voeg een paar levende stenen toe aan de tank voor schuilplaatsen voor rui (figuur 4).
    OPMERKING: Gerijpt zeewater verwijst naar het proces waarbij mariene bacteriën in het zoute water kunnen groeien, zoals weergegeven in stap 1.30.
  3. Bevestig een busfilter aan de rand van de tank. Stel het busfilter in zoals aangegeven door de fabrikant. Voeg een luchtpomp toe naast de tank die is aangesloten op een buis met een bijgevoegde luchtsteen in de tank.
  4. Reinig het filter en vervang de filterpads elke week. Ook zal 25% van het water tegelijkertijd ververst moeten worden. Controleer de stikstof-, pH- en temperatuurparameters dagelijks in de voedseltanks met watertestkits zoals beschreven in stap 1.30. Als de waterstikstofparameters hoog blijven, voer dan extra waterverversingen uit en voeg een stikstofabsorberende zak toe aan het water; of als de problemen langer dan een maand aanhouden, moet de garnaal naar een grotere tank worden verplaatst.
  5. Voeg garnalen toe zodra het geplette koraalsediment is verdwenen. Om garnalen eerst toe te voegen, verplaats je bij aankomst de garnalen zonder water naar de kleine zoutwatertank gedurende 5 minuten om bioafval te verwijderen. Vervolgens kunnen de garnalen direct aan de tank worden toegevoegd. Muggenvissen kunnen bij aankomst direct aan de garnalentank worden toegevoegd.
    OPMERKING: Garnalen en muggenvissen kunnen worden gekocht bij elke commerciële leverancier van levende dieren die op het materiaalblad of andere voedselleveranciers staat vermeld. Het is ook mogelijk om octopussen ontdooide garnalen aan te bieden.
  6. Voer garnalen en vissen met visvlokken, dode vegetatie of algen62, zoals aangegeven op voedselinstructies.
  7. Voeg voor de krabtank 1 liter zout water en 10 kg kiezels toe. Stapel de kiezels aan de ene kant en laat droog land aan de ene kant en 2 cm zout water aan de andere kant (zoals aangegeven in figuur 4). De optimale omgevingswaterparameters voor deze ongewervelde dieren moeten respectievelijk 30-35 ppt en 22-25 °C zijn voor zoutgehalte en temperatuur11,63.
  8. Voeg fiddler krabben direct toe aan de tank (figuur 4). Krabben zullen het grootste deel van hun leven op het land doorbrengen, maar kunnen een paar dagen per keer onder water zijn, waardoor de tank die gedeeltelijk onder water is cruciaal is voor hun overleving op lange termijn.
  9. Voer fiddler krabben eenmaal per dag door visvlokken toe te voegen aan het gerecht op het droge deel van de tank. Reinig wekelijks door krabben te verwijderen en 100% van het zoute water te verversen. Maak de steentjes schoon.
  10. Bewaar mariene tweekleppige weekdieren (kokkels en mosselen) in de zoutwatertanks zodat de octopussen zichzelf kunnen openen en een ander waterfiltermechanisme kunnen bieden64.
  11. Plaats mosselen de eerste week in een aparte onbezette tank om te voorkomen dat er onnodige afvalbelasting op het filtersysteem van de octopustank wordt geplaatst.
    OPMERKING: Hoewel de mosselen het favoriete voedsel van de octopus zijn geweest, hebben ze meer kans om snel na aankomst te sterven en zullen ze het biologische afval in de tank aanzienlijk verhogen als ze in grote hoeveelheden aanwezig zijn.

4. Introductie van octopus in de tank

  1. Zorg ervoor dat ammoniak-, nitriet- en nitraatniveaus lager zijn dan respectievelijk 0,5 ppm, 0,25 ppm en 10 ppm. Houd een waterhandpomp beschikbaar om octopusinkt uit de tank te verwijderen. Het wordt ook aanbevolen om twee personen te hebben voor deze procedure.
  2. Plaats bij aankomst de zak op de weegschaal en trek het gewicht van de zak af nadat de octopus is verwijderd. Voeg een luchtsteen toe aan de zak om de wateroxygenatie te verhogen terwijl u het dier naar zijn tank overbrengt. Meet de temperatuur en het zoutgehalte van het verzendwater. Registreer gevallen van langdurige ziekte na verzending.
    1. Zonder water van de zak naar de tank over te brengen, hangt u de transportzak over de hoek van de tank met de zak gedeeltelijk ondergedompeld in het tankwater om te beginnen met het veranderen van de temperatuur van de transportzak. Haal 10% van het water uit de zak en stort in de gootsteen. Voeg dezelfde hoeveelheid water uit de tank toe aan de zak. Herhaal dit elke 10 minuten totdat de watertemperatuur in de zak niet meer dan 1° anders is dan de watertemperatuur in de tank.
    2. Zodra het temperatuurverschil van de zak en de tank binnen 1° zijn, moet u ervoor zorgen dat handschoenen worden gedragen om de octopussen naar hun individuele tank te verplaatsen. Om te bewegen, plaats beide handen onder de octopus om ondersteuning te bieden tijdens de overdracht; de tweede persoon moet de aangezogen armen voorzichtig van de zijkant van de zak trekken.
    3. Zodra de octopus uit de zak is, verplaats je hem snel in het water van zijn nieuwe habitat en breng je zo min mogelijk water uit de verzendzak over. Gebruik de handpomp om alle inkt te verwijderen die de octopus vrijgeeft wanneer deze in de tank zit. Weeg nu de zak met water om het geschatte gewicht van het dier te verkrijgen.
  3. Controleer de eerste 2 weken na aankomst de dagelijkse consumptie van de octopus die ongeveer 4% tot 8% van zijn gewicht moet zijn58,65,66. De octopus moet vier keer per dag worden gecontroleerd; dit kan na 2 weken worden verlaagd tot twee keer per dag. Weeg elke twee weken om hun voedselconsumptie indien nodig aan te passen.
    OPMERKING: Van sommige soorten octopussen is bekend dat ze uit hun tank ontsnappen, dus het is raadzaam om een gewicht van 2,5 kg op het deksel van hun tank te plaatsen.

5. Dagelijkse verzorging

  1. Gebruik een in de handel verkrijgbare zoutwatertestkit voor pH, ammoniak, nitriet en nitraat om de kitgerichte hoeveelheid tankwater toe te voegen aan de vier reageerbuizen die bij de kit worden geleverd. Zoals aangegeven in de testkit, voegt u de hoeveelheid colorimetrische reactant toe aan de overeenkomstige buis.
  2. Als het ammoniak-, nitriet- en nitraatgehalte hoger zijn dan respectievelijk 0,5 ppm, 0,25 ppm en 10 ppm, wast u de biomassa uit het sokfilter of schakelt u over op een nieuw sokfilter. Reinig bovendien biomassa van de bovenkant van de skimmer met een borstel en voeg extra denitrificerende bacteriën toe aan de tank. Als de problemen aanhouden, vervang dan 25% zoet zout water.
    OPMERKING: De bovenstaande stappen verminderen stikstofverbindingen binnen het ecosysteem.
  3. Verwijder alle dode krab- en garnalenkarkassen uit de tank, evenals alle octopus-uitwerpselen met behulp van een handpomp. Verwijder alle resterende levende krabben uit de tank en verplaats ze terug naar de opslagtank. Herschik vervolgens grote objecten in de tank.
  4. Introduceer de helft van het aantal krabben dat de octopus dagelijks zou eten in de tank met een gewicht van 1,25 +/- 0,25 g. Voer ontdooide garnalen of kleine mannelijke fiddler-krabben aan jonge octopussen. Afhankelijk van het experiment kunnen krabben en garnalen overal in de tank of rechtstreeks in de octopus worden geïntroduceerd.
    OPMERKING: De dagelijkse voedselconsumptie van de octopussen is 4% -8% van hun gewicht67. Bevroren garnalen kunnen ook worden geleverd als voedselbron op basis van het gewicht van de octopus.
  5. Bied dagelijks vijf spookgarnalen aan. Gemiddeld werden er drie geconsumeerd in dit experiment. Om de octopus een verscheidenheid aan voedsel te bieden, geeft u één keer per week een levende mossel of mossel en houdt u altijd drie muggenvissen in de tank.
    OPMERKING: Het is niet nodig om de dieren een verscheidenheid aan voedsel te geven en kan voorkomen dat dieren tijdens experimenten door voedsel worden verleid. Het voedingsschema dat hier wordt gebruikt om het voeden en gedrag van octopussen het beste te volgen, is om de helft van het aantal krabben te introduceren op basis van gewicht en het aantal garnalen te verhogen tot vijf in de ochtend. Introduceer 's avonds de tweede helft van de krabben aan de tank.

6. Wekelijkse sanitaire voorzieningen

  1. Schakel de skimmer-, pomp- en algenbakverlichting uit voordat u het cartersysteem reinigt. Schakel vervolgens de automatische klep van het systeem uit voordat u water verwijdert. Verwijder ten slotte de skimmer en al het water alleen uit het cartersysteem.
  2. Schrob de algenbak licht om het grootste deel van de biomassa van de wanden te verwijderen. Reinig de rest van het cartergebied met een borstel. Verwijder het sokfilter, maak het schoon met azijn en laat het drogen; draai elke week met een ander sokfilter en vervang het om de drie maanden door nieuwe. Verwijder en reinig wekelijks biomassa van de bovenkant van de skimmer.
    OPMERKING: Vermijd het gebruik van metaal om het plastic schoon te maken, omdat dit krassen zal veroorzaken die gevoelig kunnen zijn voor microbiële groei.
  3. Plaats de skimmer terug in het systeem en begin met bijvullen met zout water. Wanneer het pompgebied begint te vullen, kunnen alle systemen weer worden ingeschakeld. Stop met het toevoegen van water wanneer de automatische bovenkant van de vlotterklep in de uitstand staat.

figure-protocol-5
Figuur 4: Tank voor fiddler krabben (Minuca pugnax). De bodem van de tank is half bestemd voor droog bed en de andere helft voor 2 cm ondiep zout water. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-6
Figuur 5: Tank voor spookgarnalen (Palaemonetes paludosus). Rotsen in de garnalentank bieden plaatsen voor de garnalen om zich te verbergen en te vervellen, evenals voor de groei van micro-organismen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

7. Verzorging van onwel geworden dieren

  1. Volg de gids referentie66 om octopus wellness te beoordelen.
    OPMERKING: Voor vrouwelijke octopussen begint het einde van de levenscyclus normaal gesproken na het leggen van eieren. Het dier zal de voedselconsumptie beginnen te verminderen en zal helemaal stoppen met eten en zal lethargischer worden. De levensduur na het end-of-life proces varieert. Er kan geen verdere actie worden ondernomen, behalve het voeren en monitoren van het dier. Senescente mannetjes zullen de voedselconsumptie verminderen en lethargisch worden68.

8. Octopus anesthesie

  1. Voer octopus-anesthesie uit zoals beschreven in Butler-Struben et al.69.
  2. Koop een 6 L container met deksel die minstens 15 cm hoog is. Plaats 4 L water rechtstreeks uit de tank van de octopus in de container en zorg voor beluchting voor 4 L zout water met behulp van een kleine luchtpomp met luchtsteen om zuurstof naar de wateromgeving te verspreiden58.
  3. Voeg voorafgaand aan de octopus introductie 1% EtOH toe aan de container. Voordat u de octopus hanteert, registreert u het aantal ademhalingen per minuut door de uitademing van water uit de sifon te tellen.
    OPMERKING: Voor octopussen in het laboratorium van de onderzoeker is de basisademhaling 16 - 24 ademhalingen per minuut.
  4. Voordat u de octopus verplaatst, registreert u de huidpigmentatie en de basisademhalingssnelheid van de octopus. Verwijder de octopus uit de tank met behulp van een schone 4 L open mond container door het op te scheppen met het omringende water.
    OPMERKING: Tijdens anesthesie duiden ademhalingsfrequenties niet noodzakelijkerwijs op volledige anesthesie.
  5. Weeg de octopus terwijl je in de container bent en beweeg hem vervolgens door beide handen rond het lichaam van de octopus te plaatsen en op te tillen. Een tweede persoon kan nodig zijn om de opgezogen ledematen van de containerwanden te verwijderen.
  6. Verplaats de octopus snel in de voorbereide container met 1% EtOH. Sluit het deksel om een mogelijke ontsnapping te voorkomen.
  7. Registreer de ademhaling van de octopus per minuut door de uitademing van water uit sifon aan het einde van de eerste 5 minuten te tellen. Als de ademhaling boven de basislijn blijft en het dier blijft reageren op een lichte knijp, voeg dan een extra 0,25% EtOH toe aan water. De toevoeging van ethanol aan water kan doorgaan tot maximaal 3% EtOH.
    OPMERKING: Een aanwijzing dat de octopus bewusteloos is, is het verlies van controle over zijn chromatoforen. In dit geval lijkt de huid bleker dan normaal. Een andere indicatie is om lichtjes in de armen te knijpen en te testen of er een motorische respons is. Als er op dit moment nog steeds geen reactie is, is de octopus bewusteloos en kunnen experimenten worden uitgevoerd.
  8. Controleer onder narcose de ademhaling en kleur van de octopus om ervoor te zorgen dat deze bewusteloos blijft voor de duur van de procedure. Als de octopus tijdens de procedure begint te ontwaken, voeg dan een extra 0,25% EtOH toe.
  9. Om de effecten van ethanolanesthesie om te keren, brengt u de octopus over naar een nieuwe tank van 4 L of meer met zuurstofrijk water uit de permanente opslagtank. Zodra de ademhaling weer normaal wordt, wordt de octopus actief en keert de huid terug naar normale pigmenten; het kan terug naar zijn tank worden verplaatst.

9. Octopus euthanasie

  1. Volg de internationale normen voor octopus euthanasie zoals beschreven in Fiorito et al., Moltschaniwskyj et al., en Butler-Struben et al57,58,69.
  2. Bereid een nieuwe 6 L-container voor met 4 L water uit de vuilwatertank van de octopus. Meng MgCl2 tot een concentratie van 4% in de euthanasietank. Voer stappen uit van 8,1 tot 8,9 om de octopus te verdoven.
  3. Verplaats de octopus na stap 8.8 naar de euthanasietank. Nadat de ademhaling stopt, wacht je 5 minuten en voer je een decerebratie van de octopus uit of houd je deze nog 5 minuten in de euthanasietank.

10. Gedrag van O. bimaculoides

  1. Voer de octopus niet op de ochtenden dat ze worden getraind om een schroefdopcontainer te gebruiken. Stel een camera-opnameapparaat in dat gericht is op het gebied dat bedoeld is om te worden gevoerd.
  2. Verkrijg een schroefdopbuis van 50 ml met gaten met een diameter van 1 mm over het hele oppervlak en de dop voor waterstroom door de container. Plaats een fiddler krab in de container. Plaats een gewicht in de container of aan de buitenkant zodat het op de bodem van de tank blijft.
  3. Plaats de container op de bodem van de tank in het open gebied en in het zicht van de octopus en de camera. Als de krab na 4 uur niet is gegeten, verwijder hem dan uit de sonde en hervat het voedingsschema voor de dag. Blijf deze oefening dagelijks uitvoeren.
    OPMERKING: Dit wordt weergegeven in figuur 6 en besproken in de sectie representatieve resultaten.

11. Octopus MRI

OPMERKING: Eerder werden opgeroepen functionele MRI-reacties in het netvlies van de octopus gemeten bij verdoofde dieren70. Hier verkregen we een MRI met ultrahoge ruimtelijke resolutie van het zenuwstelsel van de octopus die urenlang scannen vereiste. Dit werd dus uitgevoerd in een geëuthanaseerde O. bimaculoides.

  1. Verkrijg MRI-beelden met behulp van een 7T-systeem. Wikkel de octopus in een plasticfolie van keukenkwaliteit polyvinylchloride om de hydratatie van weefsel te behouden. Leg de octopus op de wrap, stop de uiteinden erin en rol vervolgens om af te sluiten.
  2. Gebruik een volume zend/ontvang spoel met een diameter van 4 cm om beelden van de hersenen en meerdere armen te verkrijgen. Gebruik T1-gewogen RARE-sequentie met de volgende parameters: herhalingstijd (TR) van 1500 ms, echotijd (TE) van 20 ms, resolutie van 117 x 117 x 500 μm, 100 gemiddelden, ZELDZAME factor 8. Dit zijn typische MRI-parameters voor het in beeld brengen van knaagdierhersenen. Het gebruik van een RARE-factor maakt de beeldvorming sneller, terwijl 100 beelden samen worden gemiddeld om de signaal-ruisverhouding te verhogen71.
  3. Stel je de octopusarm voor met behulp van een 86 mm volume zendspoel en een 4 x 4 cm 4-kanaals array ontvangstspoel. Knip een arm af met een chirurgische schaar en plaats deze in een conische buis van 15 ml gevuld met fosfaat-gebufferde zoutoplossing.
    OPMERKING: De sequentie was een T1_weighted inversieherstelsequentie (MP-RAGE) met parameters: TR/TE = 4000/2,17 ms, inversievertraging 1050 ms, 100 x 100 x 500 μm resolutie, 9 gemiddelden, scantijd 1,5 uur (figuur 7). Een inversie-herstelsequentie vernietigt het signaal van water en verhoogt het contrast in het beeld; deze volgorde is gekozen omdat het visualisatie van de interne anatomie van de arm mogelijk maakt72.

12. Cryo-fluorescentie tomografie (CFT) beeldvorming

  1. Flash-freeze de octopus: Werk in een zuurkast. Bedek de bodem van een Dewar met droogijs en vul vervolgens met zestanen. Laat de octopus langzaam in de hexanen zakken gedurende ongeveer 10 minuten en voeg verse hexanen en droogijs toe als dat nodig is om de octopus volledig te bedekken met koude zestanen. Houd de octopus bevroren bij -20 °C totdat deze is ingebed.
  2. Sluit de octopus in en deel deze: maak een rechthoekige mal van de juiste grootte om de octopus vast te houden met behulp van de gereedschappen die door de CFT-fabrikant worden geleverd. Bedek de bodem van de mal met OCT (optimale snijtemperatuur) media (standaardmateriaal dat wordt gebruikt in histologielaboratoria) en laat het bevriezen tot een halfvaste gel.
  3. Plaats de bevroren octopus in de gellaag van de OCT en bedek vervolgens langzaam met OCT in 2-3 lagen. Vries tussen de gietstappen door de blokstappen in totdat de OCT zich in het gelstadium bevindt. Nadat de octopus volledig is afgedekt, vriest u het blok minstens 12 uur in bij -20 °C.
  4. Laad het monster in het cryofluorescentietomografiesysteem73.
  5. Sectie en afbeelding van de volledige geëuthanaseerde O. bimaculoides met mesoscopische resolutie met behulp van 3 emissie / excitatiefilters waardoor verschillende 3D-isotrope datasets worden geproduceerd.
  6. Wanneer de sectie de arm en het spijsverteringsstelsel bereikt, brengt u de secties over naar de dia's voor verdere histologie.
  7. Laad de onbewerkte dataset in de reconstructiesoftware van de CFT-leverancier die speciaal is ontworpen om snelle verwerking mogelijk te maken.
  8. Reconstrueer een 3-dimensionale stapel met behulp van oriëntatiepuntuitlijning, histogrambalancering en fluorescentiecorrecties en normalisatie, inclusief het verwijderen van ondergrondse fluorescentie-effecten voor elke golflengte.
  9. Zodra de uiteindelijke 3D-stack is geproduceerd door de reconstructietool, visualiseer je de gegevens met de imaging softwaretool en maak je fly-throughs met wit licht en fluorescentie-overlays samen met 3D Maximum Intensity Projections (3D-MIPS), bijvoorbeeld Figuur 873.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dieren in onze studies werden uit het wild verkregen, en dus kon hun exacte leeftijd niet worden bepaald en hun verblijf in het laboratorium was variabel. Octopus conditie werd dagelijks waargenomen. We zagen geen parasieten, bacteriën, huidbeschadiging of abnormaal gedrag. Het gemiddelde gewicht van de dieren was 170,38 +/- 77,25 g. Elk dier bewoonde zijn eigen tank van 40 gallon. De gemiddelde ± standaardafwijking voor de parameters die gedurende een week voor een tank werden geregistreerd, waren: pH 8,4 ± 0,0, zo...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Systeem instellen:
Het aquariumecosysteem is zo ontwikkeld dat zowel mechanische als biologische methoden voor het filteren en oxygeneren van het water worden gebruikt. De filterelementen van het systeem maken gebruik van sokfilters, eiwitafschuimers en regelmatige reiniging om het stikstof- en zuurstofgehalte te handhaven. Wat nog belangrijker is, we vertrouwen ook op mariene micro-organismen om de gevaarlijke stikstofverbindingen en ander biologisch afval te consumeren en het water te beluchten door...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle auteurs verklaren geen belangenconflicten te hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door NIH UF1NS115817 (G.P.). G.P. wordt gedeeltelijk ondersteund door NIH-subsidies R01NS072171 en R01NS098231. We willen Patrick Zakrzewki en Mohammed Farhoud van Emit Imaging bedanken voor de hulp en ondersteuning bij het verzamelen en visualiseren van de gegevens op het Xerra Imaging Platform. MSU heeft een onderzoeksovereenkomst met Bruker Biospin.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1-3/4 in. Drill BitHome Depot204074205Glas snijgereedschap
Onderdeelnummer:1
1" flow sensorsNeptune SystemsLocal DealerPijp met sensor om waterstroming te meten
Onderdeelnummer:2
1" Slip Bulkhead StrainerBulk Reef Supply207113Strainer voor water dat de tank verlaat
Onderdeelnummer:3
10 gallon tankPreuss PetsLocal DealerFiddler krab houdtank
Onderdeelnummer:4
4 inch X 12 inch 200 Micron Nylon Monofiliment Mesh Filter Sock w/ Plastic RingAQUAMAXXUJ41171Filter voor grote organische stoffen in de sump
Onderdeelnummer:5
40 gallon aquariumPreuss PetsLocal Dealer4 Voedselaquarium tanks
Onderdeelnummer:6
60g poly tanks - rechthoekigPreuss PetsLocal Dealer2 Water opslag (zout en zoet water)
Onderdeelnummer:7
Active Aqua 1/10th HP Hydroponic or Aquarium Chiller 2018 ModelWayWe719574198463Voor continu koelen van water
Onderdeelnummer:8
ALAZCO 2 Soft-Grip Handle Heavy-Duty Tile Grout BrushALAZCOB06W2FT5V5Tank schoonmaken
Onderdeelnummer:9
Ammonia Testing KitAquarium Pharmaceuticals33DVoor watertesten
Onderdeelnummer:10
Apex system WiFiNeptune SystemsLocal DealerSysteemverbinding voor off-site monitoring
Onderdeelnummer:11
API Aquarium Test KitAmazonB001EUE808Voor watertesten
Onderdeelnummer:12
API Copper Test KitAmazonB0006JDWH8Voor watertesten
Onderdeelnummer:13
Aqua Ultraviolet Classic UV 25 Watt Series UnitsAqua UltravioletA00028Voor het verwijderen van bacteriën die het sumpsysteem verlaten
Onderdeelnummer:14
AquaClear 50 Foam Filter Inserts, 3 packAquaclearA1394Voedseltank koolstoffilter inzetstukken
Onderdeelnummer:15
Aqueon QuietFlow LED PRO Aquarium Power Filter 30Aqueon100106082Voedseltank filtereenheden
Onderdeelnummer:16
Auto Top Off Kit (ATK) (Elk omvat 1 FMM module, 2 optische sensoren en 1 vlotter)Neptune SystemsLocal DealerVoor zoetwatertank
Onderdeelnummer:17
Automatic top off from RODI (LLC)Neptune SystemsLocal DealerVan wateropslag naar octopus tanks
Onderdeelnummer:18
Banded Trochus SnailLiveAquariaCN-112080Voor algenbak
Onderdeelnummer:19
Chaetomorpha Algae, AquaculturedLiveAquariaBVJ-76354Voor algenbak
Onderdeelnummer:20
Clams - Live, Hard Shell, Cherrystone, Wild, USA DozenFulton Fish MarketN/ALevend voedsel
Onderdeelnummer:21
Classic Sea Salt Mix - Tropic MarinBulk Reef Supply211813Zout voor tankwater
Onderdeelnummer:22
Clear Masterkleer Soft PVC Plastic Tubing, for Air and Water, 3/4" ID, 1" ODMcMaster5233K71Reinigingsgereedschap
Onderdeelnummer:23
Continuum Aquablade-P Acrylic Safe Algae Scraper W/ Plastic Blade - 15 InchMarine Depot4C31001Reinigingsgereedschap
Onderdeelnummer:24
Copper Testing KitAquarium Pharmaceuticals65LVoor watertesten
Onderdeelnummer:25
Curve Refugium CREE LED Aquarium LightEshopps6500KAlgenbak licht
Onderdeelnummer:26
Eheim 1262 return pumpsEHEIM1250219Pomp voor opslagtanks
Onderdeelnummer:27
Eshopps R-100 Refugium Sump GEN 3Eshopps15000Sump systeem
Onderdeelnummer:28
Ethyl Alcohol, 200 ProofSigma-Aldrich64-17-5Anesthesie
Onderdeelnummer:29
Extech DO600 ExStik II Dissolved Oxygen MeterExtechDO600Zuurstofmeting
Onderdeelnummer:30
Fiddler Crabs; live; dozenNORTHEAST BRINE SHRIMPN/ALevend voedsel
Onderdeelnummer:31
Filter CartridgesAqueon100106087Voedseltank filters
Onderdeelnummer:32
Florida Crushed Coral Dry Sand - CaribSeaBulk Reef Supply212959Sediment voor de bodem van de tank
Onderdeelnummer:33
FMM moduleNeptune SystemsLocal DealerController voor apex systeem
Onderdeelnummer:34
Fritz-Zyme TurboStart 900 - FritzBulk Reef Supply213036Bacterie start
Onderdeelnummer:35
Hand Operated Drum Pump, Siphon, Basic Pump with Spout, For Container Type Bucket, PailGrainger38Y789Water handpomp
Onderdeelnummer:36
High pH Testing KitAquarium Pharmaceuticals27Voor watertesten
Onderdeelnummer:37
Imagitarium Fine Mesh Net for ShrimpPetco2580993Shrimp en vis overdrachtsnet
Onderdeelnummer:38
Leak Detection Kit (LDK) - Includes FMM module plus 2 ALD sensorsNeptune SystemsLocal DealerGeplaatst op de vloer om water te detecteren
Onderdeelnummer:39
Lee`S Algae Scrubber Pad Jumbo - GlassMarine DepotLE12007Reinigingsgereedschap
Onderdeelnummer:40
Live rocksPreuss PetsLocal DealerHabitat voor octopus
Onderdeelnummer:41
Long Bottle Cleaning Brush 17

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wet, J. R., Wood, K. V., DeLuca, M., Helinski, D. R., Subramani, S. Firefly luciferase gene: structure and expression in mammalian cells. Molecular and Cellular Biology. 7 (2), 725-737 (1987).
  2. Han, X., Boyden, E. S. Multiple-color optical activation, silencing, and desynchronization of neural activity, with single-spike temporal resolution. PLoS One. 2 (3), 299(2007).
  3. Zhang, F., et al. Multimodal fast optical interrogation of neural circuitry. Nature. 446 (7136), 633-639 (2007).
  4. Li, N., et al. Optogenetic-guided cortical plasticity after nerve injury. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (21), 8838-8843 (2011).
  5. Airan, R. D., Li, N., Gilad, A. A., Pelled, G. Genetic tools to manipulate MRI contrast. NMR Biomedicine. 26 (7), 803-809 (2013).
  6. Cywiak, C., et al. Non-invasive neuromodulation using rTMS and the electromagnetic-perceptive gene (EPG) facilitates plasticity after nerve injury. Brain Stimulation. 13 (6), 1774-1783 (2020).
  7. Hwang, J., et al. Regulation of Electromagnetic Perceptive Gene Using Ferromagnetic Particles for the External Control of Calcium Ion Transport. Biomolecules. 10 (2), (2020).
  8. Lu, H., et al. Transcranial magnetic stimulation facilitates neurorehabilitation after pediatric traumatic brain injury. Scientific Reports. 5, 14769(2015).
  9. Krishnan, V., et al. Wireless control of cellular function by activation of a novel protein responsive to electromagnetic fields. Bioscience Reports. 8 (1), 8764(2018).
  10. Mitra, S., Barnaba, C., Schmidt, J., Pelled, G., Gilad, A. A. Functional characterization of an electromagnetic perceptive protein. bioRxiv. , 329946(2020).
  11. Hunt, R. D., et al. Swimming direction of the glass catfish is responsive to magnetic stimulation. PLoS One. 16 (3), 0248141(2021).
  12. Kandel, E. R., Krasne, F. B., Strumwasser, F., Truman, J. W. Cellular mechanisms in the selection and modulation of behavior. Neurosciences Research Program bulletin. 17, 521(1979).
  13. Carew, T. J., Castellucci, V. F., Kandel, E. R. An analysis of dishabituation and sensitization of the gill-withdrawal reflex in Aplysia. International Journal of Neuroscience. 2 (2), 79-98 (1971).
  14. Kandel, E. R. The molecular biology of memory storage: a dialog between genes and synapses. Bioscience Reports. 21 (5), 565-611 (2001).
  15. Forsythe, J. W., Hanlon, R. T. Effect of temperature on laboratory growth, reproduction and life-span of octopus-bimaculoides. Marine Biology. 98 (3), 369-379 (1988).
  16. Forsythe, J. W., Hanlon, R. T. Behavior, body patterning and reproductive-biology of octopus-bimaculoides from California. Malacologia. 29 (1), 41-55 (1988).
  17. Pickford, B. M. The Octopus bimaculatus problem: A study in sibling species. Bulletin of the Bingham Oceanographic Collection. 12, 1-66 (1949).
  18. Sumbre, Y., Fiorito, G., Flash, T. Control of octopus arm extension by a peripheral motor program. Science. 293 (5536), 1845-1848 (2001).
  19. Gutfreund, Y., et al. Organization of octopus arm movements: a model system for studying the control of flexible arms. Journal of Neuroscience. 16 (22), 7297-7307 (1996).
  20. Gutfreund, Y., Matzner, H., Flash, T., Hochner, B. Patterns of motor activity in the isolated nerve cord of the octopus arm. The Biological Bulletin. 211 (3), 212-222 (2006).
  21. Hague, T., Florini, M., Andrews, P. L. R. Preliminary in vitro functional evidence for reflex responses to noxious stimuli in the arms of Octopus vulgaris. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 447, 100-105 (2013).
  22. Hochner, B., Brown, E. R., Langella, M., Shomrat, T., Fiorito, G. A learning and memory area in the octopus brain manifests a vertebrate-like long-term potentiation. Journal of Neurophysiology. 90 (5), 3547-3554 (2003).
  23. Hochner, B., Glanzman, D. L. Evolution of highly diverse forms of behavior in molluscs. Current Biology. 26 (20), 965-971 (2016).
  24. Hvorecny, L. M., et al. Octopuses (Octopus bimaculoides) and cuttlefishes (Sepia pharaonis, S. officinalis) can conditionally discriminate. Animal Cognition. 10 (4), 449-459 (2007).
  25. Kier, W. M., Stella, M. P. The arrangement and function of octopus arm musculature and connective tissue. Journal of Morphology. 268 (10), 831-843 (2007).
  26. Levy, G., Hochner, B. Embodied organization of octopus vulgaris morphology, vision, and locomotion. Frontiers in Physiology. 8, 164(2017).
  27. Giorgio-Serchi, F., Arienti, A., Laschi, C. Underwater soft-bodied pulsed-jet thrusters: Actuator modeling and performance profiling. The International Journal of Robotics Research. 35 (11), 1308-1329 (2016).
  28. Han, S., Kim, T., Kim, D., Park, Y., Jo, S. Use of deep learning for characterization of microfluidic soft sensors. IEEE Robotics and Automation Letters. 3 (2), 873-880 (2018).
  29. Hanassy, S., Botvinnik, A., Flash, T., Hochner, B. Stereotypical reaching movements of the octopus involve both bend propagation and arm elongation. Bioinspiration and Biomimetics. 10 (3), 035001(2015).
  30. Hochner, B., Shomrat, T., Fiorito, G. The octopus: a model for a comparative analysis of the evolution of learning and memory mechanisms. The Biological Bulletin. 210 (3), 308-317 (2006).
  31. Imperadore, P., Fiorito, G. Cephalopod tissue regeneration: consolidating over a century of knowledge. Frontiers in Physiology. 9, 593(2018).
  32. Imperadore, P., et al. Nerve regeneration in the cephalopod mollusc Octopus vulgaris: label-free multiphoton microscopy as a tool for investigation. Journal of the Royal Society, Interface. 15 (141), 20170889(2018).
  33. Levy, G., Flash, T., Hochner, B. Arm coordination in octopus crawling involves unique motor control strategies. Current Biology. 25 (9), 1195-1200 (2015).
  34. Li, F., et al. Chromosome-level genome assembly of the East Asian common octopus (Octopus sinensis) using PacBio sequencing and Hi-C technology. Molecular Ecology Resources. 20 (6), 1572-1582 (2020).
  35. Lopes, V. M., Rosa, R., Costa, P. R. Presence and persistence of the amnesic shellfish poisoning toxin, domoic acid, in octopus and cuttlefish brains. Marine Environmental Research. 133, 45-48 (2018).
  36. Mazzolai, B., Margheri, L., Dario, P., Laschi, C. Measurements of octopus arm elongation: Evidence of differences by body size and gender. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 447, 160-164 (2013).
  37. McMahan, W., et al. Proceedings 2006 IEEE International Conference on Robotics and Automation, 2006. , 2336-2341 (2006).
  38. Meisel, D. V., Kuba, M., Byrne, R. A., Mather, J. The effect of predatory presence on the temporal organization of activity in Octopus vulgaris. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 447, 75-79 (2013).
  39. Nesher, N., Levy, G., Grasso, F. W., Hochner, B. Self-recognition mechanism between skin and suckers prevents octopus arms from interfering with each other. Current Biology. 24 (11), 1271-1275 (2014).
  40. Wells, M. J. Octopus : Physiology and behaviour of an advanced invertebrate. , Chapman and Hall. Halsted Press. (1978).
  41. Young, J. Z. The anatomy of the nervous system of Octopus vulgaris. , Clarendon Press. (1971).
  42. Zullo, L., Sumbre, G., Agnisola, C., Flash, T., Hochner, B. Nonsomatotopic organization of the higher motor centers in octopus. Current Biology. 19 (19), 1632-1636 (2009).
  43. Albertin, C. B., et al. The octopus genome and the evolution of cephalopod neural and morphological novelties. Nature. 524 (7564), 220-224 (2015).
  44. Albertin, C. B., Simakov, O. Cephalopod Biology: At the intersection between genomic and organismal novelties. Annual Review if Animal Biosciences. 8, 71-90 (2020).
  45. Baik, S., et al. A wet-tolerant adhesive patch inspired by protuberances in suction cups of octopi. Nature. 546 (7658), 396-400 (2017).
  46. Pikul, J. H., et al. Stretchable surfaces with programmable 3D texture morphing for synthetic camouflaging skins. Science. 358 (6360), 210(2017).
  47. Wehner, M., et al. An integrated design and fabrication strategy for entirely soft, autonomous robots. Nature. 536 (7617), 451-455 (2016).
  48. McMahan, W., et al. Field trials and testing of the OctArm continuum manipulator. Proceedings 2006 IEEE International Conference on Robotics and Automation, 2006. ICRA. , 2336-2341 (2006).
  49. Hochner, B., Brown, E. R., Langella, M., Shomrat, T., Fiorito, G. A learning and memory area in the octopus brain manifests a vertebrate-like long-term potentiation. Journal of Neurophysiology. 90 (5), 3547-3554 (2003).
  50. Tapia-Vasquez, A. E., et al. Proteomic identification and physicochemical characterisation of paramyosin and collagen from octopus (Octopus vulgaris) and jumbo squid (Dosidicus gigas). International Journal of Food Science & Technology. 55 (10), 3246-3253 (2020).
  51. Kim, B. -M., et al. The genome of common long-arm octopus Octopus minor. GigaScience. 7 (11), (2018).
  52. Zarrella, I., et al. The survey and reference assisted assembly of the Octopus vulgaris genome. Scientific data. 6 (1), 13(2019).
  53. Forsythe, J. W., Hanlon, R. T. Effect of temperature on laboratory growth, reproduction and life span of Octopus bimaculoides. Marine Biology. 98 (3), 369-379 (1988).
  54. Stoskopf, M. K., Oppenheim, B. S. Anatomic features of Octopus bimaculoides and Octopus digueti. Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 27 (1), 1-18 (1996).
  55. Ramos, J. E., et al. Body size, growth and life span: implications for the polewards range shift of Octopus tetricus in south-eastern Australia. PLoS One. 9 (8), 103480(2014).
  56. Hanlon, R. T., Forsythe, J. W. Advances in the laboratory culture of octopuses for biomedical research. Lab Animal Science. 35 (1), 33-40 (1985).
  57. Moltschaniwskyj, N. A., Carter, C. G. Protein synthesis, degradation, and retention: mechanisms of indeterminate growth in cephalopods. Physiological and Biochemical Zoology. 83 (6), 997-1008 (2010).
  58. Fiorito, G., et al. Guidelines for the care and welfare of Cephalopods in Research -A consensus based on an initiative by CephRes, FELASA and the Boyd Group. Lab Animal. 49, 2 Suppl 1-90 (2015).
  59. Valverde, J. C., Garcia, B. G. Suitable dissolved oxygen levels for common octopus (Octopus vulgaris cuvier, 1797) at different weights and temperatures: analysis of respiratory behaviour. Aquaculture. 244 (1-4), 303-314 (2005).
  60. Cardeilhac, P. T., Whitaker, B. R. Copper Treatments: Uses and Precautions. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice. 18 (2), 435-448 (1988).
  61. Hodson, P. V., Borgman, U., Shear, H. Toxicity of copper to aquatic biota. Copper in the Environment. (2), John Wiley. 307-372 (1979).
  62. Poole, B. M. Techniques for the culture of ghost shrimp (palaemonetes pugio). Environmental Toxicology and Chemistry. 7 (12), 989-995 (1988).
  63. Burggren, W. W. Respiration and circulation in land crabs: novel variations on the marine design. American Zoologist. 32 (3), 417-427 (1992).
  64. Reitsma, J., Murphy, D. C., Archer, A. F., York, R. H. Nitrogen extraction potential of wild and cultured bivalves harvested from nearshore waters of Cape Cod, USA. Marine Pollution Bulletin. 116 (1), 175-181 (2017).
  65. Messenger, J. B. Cephalopod chromatophores: neurobiology and natural history. Biological Reviews. 76 (4), 473-528 (2001).
  66. Morgan Holst, M. M., Miller-Morgan, T. The Use of a species-specific health and welfare assessment tool for the giant pacific octopus, enteroctopus dofleini. Journal of Applied Animal Welfare Science. 24 (3), 272-291 (2021).
  67. Rosas, C., et al. Energy balance of Octopus maya fed crab or an artificial diet. Marine Biology. 152 (2), 371-381 (2007).
  68. Anderson, R. C., Wood, J. B., Byrne, R. A. Octopus Senescence: The Beginning of the end. Journal of Applied Animal Welfare Science. 5 (4), 275-283 (2002).
  69. Butler-Struben, H. M., Brophy, S. M., Johnson, N. A., Crook, R. J. In vivo recording of neural and behavioral correlates of anesthesia induction, reversal, and euthanasia in cephalopod molluscs. Frontiers in Physiology. 9, 109(2018).
  70. Jiang, X., et al. Octopus visual system: A functional MRI model for detecting neuronal electric currents without a blood-oxygen-level-dependent confound. Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1311-1319 (2014).
  71. Hennig, J., Nauerth, A., Friedburg, H. RARE imaging: a fast imaging method for clinical MR. Magnetic Resonance in Medicine. 3 (6), 823-833 (1986).
  72. Brant-Zawadzki, M., Gillan, G. D., Nitz, W. R. MP RAGE: a three-dimensional, T1-weighted, gradient-echo sequence--initial experience in the brain. Radiology. 182 (3), 769-775 (1992).
  73. emit-Xerra. , Available from: http://emit-imaging.com/xerra/ (2021).
  74. Bertapelle, C., Polese, G., Di Cosmo, A. Enriched environment increases PCNA and PARP1 Levels in Octopus vulgaris central nervous system: first evidence of adult neurogenesis in Lophotrochozoa. Journal of Experimental Zoology Part B: Molecular and Developmental Evolution. 328 (4), 347-359 (2017).
  75. Maselli, V., Polese, G., Soudy, A. -S. A., Buglione, M., Cosmo, A. D. Cognitive stimulation induces differential gene expression in Octopus vulgaris: The key role of protocadherins. Biology. 9, Basel. (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Biomedisch onderzoekAquariumopstellingVerzorging van cephalopodenMonitoring van waterkwaliteitGedragsstudiesMRI beeldvormingCryo fluorescentietomografieAnalyse van het zenuwstelselTracking via machine learning

Gerelateerde artikelen