Methodenartikel

Geïsoleerd longperfusiesysteem in het konijnenmodel

DOI:

10.3791/62734

⸱

15 juli 2021

 ,  ,  , 
1Departamento de Investigación en Hiperreactividad Bronquial, Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias, 2Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het geïsoleerde konijnenlongpreparaat is een gouden standaardinstrument in longonderzoek. Deze publicatie heeft tot doel de techniek te beschrijven zoals ontwikkeld voor de studie van fysiologische en pathologische mechanismen die betrokken zijn bij luchtwegreactiviteit, longbehoud en preklinisch onderzoek bij longtransplantatie en longoedeem.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het geïsoleerde longperfusiesysteem is veel gebruikt in longonderzoek en draagt bij aan het ophelderen van de innerlijke werking van de longen, zowel micro- als macroscopisch. Deze techniek is nuttig bij de karakterisering van longfysiologie en pathologie door metabole activiteiten en ademhalingsfuncties te meten, inclusief interacties tussen circulerende stoffen en de effecten van geïnhaleerde of doordrenkte stoffen, zoals bij het testen van geneesmiddelen. Terwijl in vitro methoden het snijden en kweken van weefsels omvatten, maakt het geïsoleerde ex vivo longperfusiesysteem het mogelijk om te werken met een volledig functioneel orgaan dat de studie van een continue fysiologische functie mogelijk maakt terwijl ventilatie en perfusie worden gerecreëerd. Er moet echter worden opgemerkt dat de effecten van de afwezigheid van centrale innervatie en lymfedrainage nog steeds volledig moeten worden beoordeeld. Dit protocol heeft tot doel de assemblage van het geïsoleerde longapparaat te beschrijven, gevolgd door de chirurgische extractie en cannulatie van longen en hart van proefdieren, evenals om de perfusietechniek en signaalverwerking van gegevens weer te geven. De gemiddelde levensvatbaarheid van de geïsoleerde long varieert tussen 5-8 uur; tijdens deze periode neemt de pulmonale capillaire permeabiliteit toe, waardoor oedeem en longletsel ontstaan. De functionaliteit van geconserveerd longweefsel wordt gemeten aan de hand van de capillaire filtratiecoëfficiënt (Kfc), die wordt gebruikt om de mate van longoedeem door de tijd heen te bepalen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Brodie en Dixon beschreven het ex-vivo longperfusiesysteem voor het eerst in 1903 1. Sindsdien is het een gouden standaardinstrument geworden voor het bestuderen van de fysiologie, farmacologie, toxicologie en biochemie van de longen2,3. De techniek biedt een consistente en reproduceerbare manier om de levensvatbaarheid van longtransplantaties te evalueren en om het effect van ontstekingsmediatoren zoals histamine, arachidonzuurmetabolieten en stof P te bepalen, evenals hun interacties tijdens longverschijnselen zoals bronchoconstrictie, atelectase en longoedeem. Het geïsoleerde longsysteem is een belangrijke techniek geweest bij het onthullen van de belangrijke rol van de longen bij de eliminatie van biogene amines uit de algemene circulatie4,5. Daarnaast is het systeem gebruikt om de biochemie van pulmonale surfactant6 te evalueren. In de afgelopen decennia is het ex-vivo longperfusiesysteem uitgegroeid tot een ideaal platform voor longtransplantatieonderzoek7. In 2001 beschreef een team onder leiding van Stig Steen de eerste klinische toepassing van het ex-vivo longperfusiesysteem door het te gebruiken om de longen van een 19-jarige donor te reconditioneren, die aanvankelijk werd afgewezen door transplantatiecentra vanwege zijn verwondingen. De linkerlong werd geoogst en gedurende 65 minuten doordrenkt; daarna werd het met succes getransplanteerd in een 70-jarige man met COPD8. Verder onderzoek naar longreconditionering met behulp van de ex-vivo perfusie leidde tot de ontwikkeling van de Toronto-techniek voor verlengde longperfusie om gewonde donorlongen te beoordelen en te behandelen9,10. Klinisch gezien is gebleken dat het ex-vivo longperfusiesysteem een veilige strategie is om donorpools te vergroten door substandaard donorlongen te behandelen en te reconditioneren, zonder significant verschil in risico's of uitkomsten ten opzichte van standaardcriteriadonoren10.

Het belangrijkste voordeel van het geïsoleerde longperfusiesysteem is dat de experimentele parameters kunnen worden geëvalueerd in een volledig functioneel orgaan dat zijn fysiologische functie behoudt onder een kunstmatige laboratoriumopstelling. Bovendien maakt het de meting en manipulatie van pulmonale mechanische ventilatie mogelijk om de componenten van de longfysiologie te analyseren, zoals luchtwegweerstand, totale vasculaire weerstand, gasuitwisseling en oedeemvorming, die tot op heden niet precies in vivo op proefdieren kunnen worden gemeten2. Met name de samenstelling van de oplossing waarmee de long wordt geperfuseerd, kan volledig worden gecontroleerd, waardoor de toevoeging van stoffen in realtime hun effecten kan evalueren en monsterverzameling uit perfusie voor verder onderzoek11. Onderzoekers die met het geïsoleerde longsysteem werken, moeten in gedachten houden dat mechanische ventilatie verval van het longweefsel veroorzaakt, waardoor de nuttige tijd wordt verkort. Deze progressieve daling van de mechanische parameters kan aanzienlijk worden vertraagd door de longen af en toe te hyperinflateren tijdens de tijd van het experiment4. Toch kan de voorbereiding meestal niet langer dan acht uur duren. Een andere overweging voor het ex-vivo longperfusiesysteem is de afwezigheid van regulatie van het centrale zenuwstelsel en lymfedrainage. De effecten van hun afwezigheid zijn nog niet volledig begrepen en kunnen mogelijk een bron van vooringenomenheid zijn in bepaalde experimenten.

De geïsoleerde longperfusiesysteemtechniek kan in het konijnenmodel worden uitgevoerd met een hoge mate van consistentie en reproduceerbaarheid. Dit werk beschrijft de technische en chirurgische procedures voor de implementatie van de ex-vivo geïsoleerde longperfusietechniek zoals ontwikkeld voor het konijnenmodel aan het Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias in Mexico-Stad, met de bedoeling de inzichten te delen en een duidelijke gids te bieden voor de belangrijkste stappen in de toepassing van dit experimentele model.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het geïsoleerde perfusiesysteem in het konijnenmodel is veel gebruikt in het Bronchiale Hyperresponsiviteitslaboratorium van het Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias. Het protocol omvat Nieuw-Zeelandse konijnen met een geschat gewicht van 2,5-3 kg. Alle dieren werden gehouden in standaard vivariumomstandigheden en ad libitum voeding in overeenstemming met de officiële Mexicaanse richtlijnen voor proefdieren (NOM 062-ZOO-1999) en onder de Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (8e editie, 2011). Alle dierprocedures en dierverzorgingsmethoden die in dit protocol worden gepresenteerd, zijn eerder goedgekeurd door de ethische commissie van het Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias.

OPMERKING: De voorbereiding van het geïsoleerde longperfusiesysteem omvat de opzettelijke dood van een dier onder anesthesie en via euthanasie.

1. Uitrusting en voorbereiding van apparatuur.

  1. Uitrusting:
    1. Stel een operatietafel in met grootte op basis van het gewicht van het konijn.
    2. Monteer het deksel van de kunstmatige thorax op de stalen kolom met de glazen kamer eronder en de ventilator met een rolpomp aan de zijkanten.
    3. Zorg ervoor dat de hoes gemakkelijk kan worden gebruikt om de tracheale canule in lijn met de luchtpijp te hebben om een snellere verbinding mogelijk te maken.
  2. Kunstmatige thorax:
    OPMERKING: Het is een essentieel onderdeel van het systeem. Het bestaat uit een glazen kamer met wateromhulsel die is afgedicht door een speciale hoes. De hoes werkt als de orgaanhouder met de verbindingen om de luchtpijp en de daarin ingebedde vaten te cannuleren.
    1. Stel een venturijet in die wordt bediend door perslucht om de onderdruk in de kunstmatige thorax te genereren.
      OPMERKING: De ventilatieregelmodule (VCM) maakt afzonderlijke aanpassingen van inspiratoire en eind-expiratoire drukken mogelijk, evenals de ademhalingsfrequentie en de verhouding tussen de inspiratoire duur en de totale cyclusduur.
  3. Apparaat:
    1. Zorg ervoor dat een normaal werkend apparaat bestaat uit een stalen hoofdkolom die is gemonteerd op een bodemplaat waarop de kunstmatige thorax is vastgehouden, met de pneumotachometer en de gewichtsopnemer erboven en achter de voorverwarmingsspiraal met een bellenvanger.
    2. Sluit een verschildrukomvormer aan op de pneumotachometer en een andere op de kamerdruk. Stel een ander paar drukomvormers achter de thorax in om perfusie en veneuze druk te meten.
    3. Sluit de wisselvoorraad onder de oxygenator aan op een niveau-elektrode en het ventilatiesysteem naast het apparaat.

2. Chirurgische extractie van het cardiopulmonale blok.

  1. Anesthesie:
    1. Gebruik een combinatie van een kalmerend middel (xylazine) en een barbituraat (pentobarbital).
      OPMERKING: Verschillende anesthetische cocktails kunnen worden gebruikt zonder effect op experimentele resultaten.
    2. Verdoof eerst de gezonde Nieuw-Zeelandse konijnen met een enkele intramusculaire injectie van xylazinehydrochloride (3-5 mg / kg). Zorg ervoor dat de konijnen kalm en ontspannen blijven om verdere manipulatie na een paar minuten van de injectie mogelijk te maken.
    3. Gebruik na sedatie de marginale (laterale) ooraders als toegang om de konijnen te verdoven met een intraveneuze injectie van pentobarbital natrium (28 mg/kg).
  2. Monitoring:
    1. Om onvoldoende anesthesie of overmatige depressie van hart- en ademhalingsfuncties te voorkomen, controleert u de volgende parameters. Om de diepte van de anesthesie te beoordelen, voert u een teenknijptest uit.
    2. Zorg ervoor dat het slijmvlies roze is. Blauwe of grijze tinten duiden op hypoxie.
    3. Zorg ervoor dat de hartslag tussen de 120-135 slagen/min ligt en dat de lichaamstemperatuur niet onder de 36,5 °C daalt.
  3. Plaatsing van dieren:
    1. Scheer de romp van het konijn en leg het dier in rugligging op de operatietafel. Plaats het ventilatiesysteem in de buurt van de tafel, achter het hoofd van het konijn, om de canule snel na tracheotomie aan te sluiten om tissulaire schade te voorkomen.
  4. Incisie en tracheotomie:
    1. Ontleed de huid met een ventrale mediane lijnincisie van 3-5 cm van het middenrif tot aan de nek.
    2. Knip met de operatieschaar de voorste 2/3 van de luchtpijp tussen twee kraakbeenringen om de tracheale canule door het tracheale vezelige membraan te steken.
    3. Plaats een 5 mm (buitendiameter; OD) tracheale canule door het tracheale vezelige membraan en gebruik een 4-0 zijden hechtdraad om het zorgvuldig te fixeren.
    4. Plaats een tang of pincet onder de luchtpijp om ervoor te zorgen dat de canule niet tegen de luchtpijp buigt.
  5. Overdrukventilatie:
    1. Zolang de longen buiten de kunstmatige thorax blijven, gebruikt u een kleine soort ademhalingspomp om een positieve druk te ventileren om longinstorting tijdens de operatie te voorkomen.
    2. Start de beademing via de tracheale canule die is aangesloten op de ademhalingspomp snel na tracheotomie en voordat de thorax wordt geopend.
    3. Stel het getijdenvolume in op 10 ml/kg.
      OPMERKING: Afhankelijk van de experimentopstelling en het kunstmatige thoraxmodel, moet u positieve drukventilatie bieden door dezelfde ventilatiepomp die wordt gebruikt om negatieve druk te leveren of een andere, waardoor een snelle herkansing mogelijk is.
  6. Thoracotomie en exsanguinatie:
    1. Om toegang te krijgen tot de thoracale holte, gebruikt u een scalpel of schaar om de thoraxwand te openen en voert u een mediale sternotomie uit tot aan het bovenste derde deel van de thorax.
    2. Houd de thoraxhelften open met twee retractors. Verschillende longflappen omringen meestal het hart.
    3. Lokaliseer de superieure en inferieure vena cava en verwijs ze door met draden.
    4. Voorafgaand aan de exsanguinatie van het dier, identificeert u de juiste ventrikel en injecteert u 1000 UI / kg heparine.
    5. Onmiddellijk na de injectie ligaat u de superieure en inferieure vena cava met de voorgelussen draad en voert u exsanguinatie uit.
  7. Hart-long oogst:
    1. Oogst het cardiopulmonale blok voorzichtig en snel. Gebruik directe digitale dissectie of veerschaar om het bindweefsel te scheiden om de longen van de thorax te verwijderen.
    2. Ontleed de vasculatuur in het gebied, evenals de slokdarm.
    3. Snijd door het manubrium sterni om de mediale sternotomie uit te breiden naar de tracheale canule, waardoor de luchtpijp aan beide zijden vrijkomt van verbindingsweefsel.
    4. Reseceer nu de luchtpijp boven de tracheale canule. Trek de canule voorzichtig omhoog in een craniocradale as terwijl de dorsale fixatie van de luchtpijp en longen wordt gereseceerd.
  8. Cannulatie:
    1. Til de geïsoleerde longen uit de thorax en plaats ze voorzichtig over een steriel gaasje op een petrischaaltje.
    2. Om atelectase te voorkomen, ventileer de longen met behulp van positieve drukventilatie met positieve eind-expiratoire druk (PEEP) ingesteld op 2 cmH2O.
    3. Verwijder de ventrikels door ze van het hart af te snijden ter hoogte van de atrioventriculaire groef.
    4. Na het openen van de twee ventrikels, introduceert u de OD 4,6 mm longslagadercanule voor het konijn met een mand door de longslagader en introduceert u de OD 5,9 mm linker atriumcanule voor het konijn met de mand door de mitralisklep in het linker atrium.
    5. Gebruik een 4-0 zijden hechtdraad in de longslagader en het linkeratrium om de canules te fixeren. Neem de omliggende weefsels op in de ligaturen van de longslagader en het linkeratrium om het optrekken van deze structuren te voorkomen.
    6. Injecteer 250 ml zoutoplossing isotone oplossing door de arteriële canule om het resterende bloed uit het vaatbed te spoelen.

3. Perfusietechniek.

  1. Setup:
    1. Plaats de geïsoleerde longen voorzichtig in de longkamer.
    2. Bevestig de luchtpijp aan de transductor op het deksel van de kamer.
    3. Sluit de cannulated vaten aan op het perfusiesysteem.
    4. Sluit de kamer en zet deze vast met het roterende slot.
      OPMERKING: Het recirculerende perfusiecircuit bestaat uit een open veneus reservoir, een peristaltische pomp, een warmtewisselaar en een bellenvanger.
    5. Bevestig op dit punt het kamerdeksel en schakel een stopkraan om over te schakelen van positieve naar negatieve drukventilatie. Om de onderdrukventilatie van de longen en de luchtdichte sluiting van de kamer te controleren, inspecteert u de ademhalingsexcursie van de long- en kamerdruk op de manometer.
    6. Perfundeer de longen met 200 ml kunstmatig bloedvrij perfusaat (een Krebs-Ringer bicarbonaatbuffer met 2,5% runderalbumine).
    7. Start de perfusaatstroom bij 3 ml/min/kg en voer de stroom vervolgens langzaam op over een periode van 5 minuten tot 5 ml/min/kg. Bereik een debiet van 8 ml/min/kg in de komende 5 minuten en bereik dan na nog een periode van 5 minuten een maximale flux van 10 ml/min/kg. Zorg ervoor dat er geen lucht in het circuit komt.
      OPMERKING: Houd de pH en de temperatuur van het perfusaat binnen fysiologische bereiken (pH 7,4-7,5; temperatuur, 37 °C-38 °C). Om de pH aan te passen, voegt u NaHCO3 (1N) toe of verhoogt u de stroom koolstofdioxide. U kunt ook HCl (0,1N) gebruiken om te verzuren.
  2. Parameters:
    1. Controleer of de vooraf bepaalde perfusie- en ventilatieparameters naar wens zijn ingesteld.
    2. Ventileer de longen met bevochtigde lucht met een frequentie van 30 bpm, een getijdenvolume van 10 ml / kg en een eind-expiratoire druk (Pe) van 2 cmH2O.
      OPMERKING: De pulmonale arteriële druk (0-20 mmHg) komt overeen met de hoogte van het vloeistofniveau in de oxygenator of het reservoir in centimeters boven de pulmonale romp, terwijl de pulmonale veneuze druk overeenkomt met de hoogte van de drukevenwichtkamer boven het linkeratrium. Beide waarden kunnen worden gewijzigd. Merk op dat de druk van het linkeratrium ook 0-20 mmHg is.
  3. Het bereiken van zone 3 voorwaarden:
    1. Gebruik de twee katheters die zijn aangesloten op zijpoorten van de canule die zijn vastgezet in de longslagader, het linkeratrium en drukomvormers om de arteriële (Pa) en veneuze (Pv) druk te meten.
    2. Stel de basislijndruk in op het niveau van het long hilum (nulreferentie).
    3. Voer de experimenten uit onder zone 3 ventilatieomstandigheden. Om dit te bereiken, wacht u 10-15 minuten om een evenwicht te verkrijgen dat wordt gekenmerkt door een isogravimetrische toestand.
    4. Zorg ervoor dat de veneuze druk hoger is dan de alveolaire druk (Palv) en dat de arteriële druk hoger blijft dan beide (Pa > Pv > Palv) voor zone 3-omstandigheden.
    5. Zorg ervoor dat het gewicht van de longen constant blijft en dat de arteriële en linker atriale druk stabiel is om zone 3-omstandigheden te bereiken om een maximaal aantal longvaten te openen en de microvasculaire bedinhoud tijdens het experiment te behouden.
      OPMERKING: De meting van Kfc als indicator van longoedeem heeft geen variatie tussen een handmatig en een automatisch perfusiesysteem.
  4. Elektronische besturing en signaalverwerking: Zorg ervoor dat onder andere de ademhalingsstroom, gewichtsveranderingen, microvasculaire druk, getijdenvolume, vasculaire weerstand worden geregistreerd op een meervoudige centrale elektronica-eenheid die signalen van de transducers integreert en weergeeft op het evaluatiesysteem.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het geïsoleerde longperfusiesysteem maakt orgaanmanipulatie mogelijk voor biopsie, monsterverzameling van perfusie en real-time gegevensverzameling van fysiologische parameters. Het geïsoleerde systeem kan worden gebruikt om veel hypothesen te testen met betrekking tot verschillende functies en longverschijnselen, van metabole en enzymatische activiteit tot oedeemvorming en conserveringsperioden voor longtransplantaties.

Figuur 1 toont een diagram van het volledig...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk geeft een algemeen beeld van het geïsoleerde longperfusiesysteem, een essentiële techniek in longfysiologisch onderzoek. Het geïsoleerde longperfusiesysteem biedt een grote mate van veelzijdigheid in zijn toepassingen en maakt de evaluatie mogelijk van verschillende parameters die relevant zijn voor het testen van een breed scala aan hypothesen15. Een geïsoleerd longsysteem is een hulpmiddel met wereldwijde aanwezigheid dat in het afgelopen decennium zijn relevantie voor orgaanspecifieke ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren geen belangenconflicten te hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs willen Ph.D. Bettina Sommer Cervantes bedanken voor haar steun bij het schrijven van dit manuscript, en Kitzia Elena Lara Safont voor haar steun bij de illustraties.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2-Stop Tygon E-Lab Tubing, 3.17 mm ID, 12/pack, Black/WhiteHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1864
Adapter for Positive Pressure Ventilation on IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4312
Adapter for Positive Pressure Ventilation on IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4312
Alternative Pressure-Free Gas Supply for IPL-4: To supply the trachea with gas mixture different from room air during negative ventilationHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4309
Base Unit for the Rabbit to Fetal Pig Isolated Perfused LungHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4138
Bovine serum A2:D41albumin lyophilized powdersigma3912500 g
Calcium chloride, CaCl2·2H2O.JT Baker10035-04-8
Cryogenic vialsCorning4306592 mL
D-glucosa, C6H12O6.sigmaG5767
Differential Low Pressure Transducer DLP2.5, Range +- 2.5 cmH2O, HSE ConnectorHugo Sachs Elektronik (HSE)73-3882
Differential Pressure Transducer MPX, Range +- 100 cmH2O, HSE ConnectorHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0064
Eppendorf tubes
Ethanol absolute HPLC gradeCaledon
Falcon tubes14 mL
Harvard Peristaltic Pump P-230 (Complete with Control Box and P-230 Motor Drive)Hugo Sachs Elektronik (HSE)70-7001
Heated Linear Pneumotachometer 0 to 10 L/min flow rangeHugo Sachs Elektronik (HSE)59-9349
Heater Controller for Single Pneumotachometer 230 VAC, 50 HzHugo Sachs Elektronik (HSE)59-9703
HeparinPISA5000 UI
HPLC Column (C18 100A 5U)Alltech98121213150 mm x 4.6 mm
Hydrophilic Syringe FilterMillexSLLGR04NL4 mm
IPL-4 Core System for Isolated Rabbit to Fetal Pig Lung, 230Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4296
IPL-4 Core System for Isolated Rabbit to Fetal Pig Lung, 230 VHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4296
Jacketed Glass Reservoir for Buffer Solution, with Frit and Tubing, 6.0 LHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0322
Lauda Thermostatic Circulator, Type E-103, 230 V/50 Hz, 3 L Bath Volume, Temperature Range 20 to 150°CHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0125
Left Atrium Cannula for Rabbit with Basket, OD 5.9 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4162
Low Range Blood Pressure Transducer P75 for PLUGSYS ModuleHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0020
Magnesium sulfate heptahydrate, MgSO4·7H2OJT Baker10034-99-8
Microcentrifuge TubeCorning430909
Negative Pressure Ventilation Control Option with Pressure Regulator for IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4298
New Zeland rabbits
PISABENTAL (Pentobarbital sodium)PISAQ-7833-215
PLUGSYS Case, Type 603* 7Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-0045
PLUGSYS TCM Time Counter ModuleHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1750
PLUGSYS Transducer Amplifier Module (TAM-A)Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-0065
PLUGSYS Transducer Amplifier Module (TAM-D)Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-1793
PLUGSYS VCM-4R Ventilation Control Module with Pressure RegulatorHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1755
Potassium chloride, KCl.JT Baker3040-01
Potassium dihydrogen phosphate, KH2PO4JT Baker7778-77-0
PROCIN (Xylacine clorhydrate)PISAQ-7833-099
Pulmonary Artery Cannula for Rabbit with Basket, OD 4.6 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4161
Scalpel knife
Serotonin 5-HT
Servo Controller for Perfusion (SCPHugo Sachs Elektronik (HSE)73-2806
Snap Cap Microcentrifuge TubeCostar36201.7 mL
Sodium bicarbonate, NaHCO3sigmaS6014
Sodium chloride, NaCl.sigmaS9888
Surgical gloves No. 7 1/2
Surgical gloves No. 8
Taygon tubesMasterflex
Tracheal Cannula for Rabbit, OD 5.0 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4163
```

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dixon, W. E. Contributions to the physiology of the lungs: Part I. The bronchial muscles, their innervation, and the action of drugs upon them. The Journal of Physiology. 29 (2), 97-173 (1903).
  2. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
  3. Roman, M. A., Nair, S., Tsui, S., Dunning, J., Parmar, J. S. Ex vivo lung perfusion: a comprehensive review of the development and exploration of future trends. Transplantation. 96 (6), 509-518 (2013).
  4. Delaunois, A., Gustin, P., Ansay, M. Multiple muscarinic receptor subtypes mediating pulmonary oedema in the rabbit. Pulmonary Pharmacology. 7 (3), 185-193 (1994).
  5. Delaunois, A., Gustin, P., Vargas, M., Ansay, M. Protective effect of various antagonists of inflammatory mediators against paraoxon-induced pulmonary edema in the rabbit. Toxicology and Applied Pharmacology. 132 (2), 343-345 (1995).
  6. Barr, H. A., Nicholas, T. E., Power, J. H. Control of alveolar surfactant in rats at rest and during prolonged hyperpnoea: pharmacological evidence for two tissue pools of surfactant. British Journal of Pharmacology. 93 (3), 473-482 (1988).
  7. Machuca, T. N., Cypel, M. Ex vivo lung perfusion. Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1054-1062 (2014).
  8. Steen, S., et al. First human transplantation of a nonacceptable donor lung after reconditioning ex vivo. The Annals of Thoracic Surgery. 83 (6), 2191-2194 (2007).
  9. Cypel, M., et al. Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart and Lung Transplantation. 27 (12), 1319-1325 (2008).
  10. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  11. Kao, C. C., Parulekar, A. D. Is perfusate exchange during. Annals of Translational Medicine. 8 (3), 43(2020).
  12. Alquicira-Mireles, J. Participación de la serotonina en los cambios de permeabilidad vascular en la preservación pulmonar en conejo. , Universidad Nacional Autónoma de México. Biología thesis (2013).
  13. Arreola-Ramírez, J. L. Papel de la liberación de acetilcolina y sustancia P en el deterioro de la función pulmonar en un modelo experimental de preservación pulmonar en conejo. , Universidad Nacional Autónoma de México. Doctorado en Ciencias Biomédicas thesis (2009).
  14. Isolated lung perfusion systems for small to large animal models. Harvard Apparatus. Hugo Sachs Elektronik (HSE). , Available from: https://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Isolated%20Lung%20Perfusion%20Systems%20Brochure.pdf (2021).
  15. Jiao, G. Evolving trend of EVLP: Advancements and emerging pathways. SN Comprehensive Clinical Medicine. 1 (4), 287-303 (2019).
  16. Mordant, P., et al. Mesenchymal stem cell treatment is associated with decreased perfusate concentration of interleukin-8 during ex vivo perfusion of donor lungs after 18-hour preservation. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart and Lung Transplantation. 35 (10), 1245-1254 (2016).
  17. Cowan, P. J., Hawthorne, W. J., Nottle, M. B. Xenogeneic transplantation and tolerance in the era of CRISPR-Cas9. Current Opinion in Organ Transplantation. 24 (1), 5-11 (2019).
  18. Collaborators, G. C. R. D. Prevalence and attributable health burden of chronic respiratory diseases, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. The Lancet Respiratory Medicine. 8 (6), 585-596 (2020).
  19. Bravo-Reyna, C. C., Torres-Villalobos, G., Aguilar-Blas, N., Frías-Guillén, J., Guerra-Mora, J. R. Comparative study of capillary filtration coefficient (Kfc) determination by a manual and automatic perfusion system. Step by step technique review. Physiological Research. 68 (6), 901-908 (2019).
  20. Pereira, M. R., et al. COVID-19 in solid organ transplant recipients: Initial report from the US epicenter. American Journal of Transplantation. 20 (7), 1800-1808 (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Konijnenlongmodelpulmonale fysiologiecapillaire filtratieco ffici ntlongoedeemventilatie perfusievasculaire permeabiliteitex vivo longlongletsel

Gerelateerde artikelen