Methodenartikel

Tweelaagse membraansandwichmethode voor Laodelphax striatellus Speekselcollectie

DOI:

10.3791/62831

⸱

27 augustus 2021

 ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Plant Genomics, Institute of Microbiology, Chinese Academy of Sciences, 2National Plant Gene Research Center, 3University of the Chinese Academy of Sciences

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het huidige protocol beschrijft een methode om voldoende speeksel van priemzuigende insecten te verzamelen met behulp van een kunstmatig medium. Dit is een handige methode voor het verzamelen van insectenspeeksel en het bestuderen van speekselfunctie op insectenvoedingsgedrag en vectoroverdraagbare virusoverdracht.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rijststreepvirus (RSV), dat een aanzienlijk economisch verlies van landbouw in Oost-Azië veroorzaakt, is volledig afhankelijk van insectenvectoren voor zijn effectieve overdracht onder gastheerrijst. Laodelphax striatellus (kleine bruine planthopper, SBPH) is de primaire insectenvector die RSV horizontaal doorgeeft terwijl sap uit het floëem wordt gezogen. Speeksel speelt een belangrijke rol in het voedingsgedrag van insecten. Een handige methode die nuttig zal zijn voor onderzoek naar het speeksel van insecten met piercing-zuigend voedingsgedrag wordt hier beschreven. Bij deze methode mochten insecten zich voeden met een kunstmatig dieet ingeklemd tussen twee uitgerekte paraffinefilmlagen. Het dieet met het speeksel werd elke dag verzameld, gefilterd en geconcentreerd voor verdere analyse. Ten slotte werd de kwaliteit van het verzamelde speeksel onderzocht door eiwitkleuring en immunoblotting. Deze methode werd geïllustreerd door de aanwezigheid van RSV en een mucine-achtig eiwit in het speeksel van SBPH te detecteren. Deze kunstmatige voedings- en speekselverzamelingsmethode zal een basis leggen voor verder onderzoek naar factoren in insectenspeeksel gerelateerd aan voedingsgedrag en virusoverdracht.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rijststreepvirus (RSV), een negatief gestrand RNA-virus in het geslacht Tenuivirus, veroorzaakt ernstige ziekten in de rijstproductie in Oost-Azië1,2,3. Overdracht van RSV van geïnfecteerde rijstplanten naar gezonde is afhankelijk van insectenvectoren, voornamelijk Laodelphax striatellus, die RSV op een persistent-propagatieve manier overbrengt. SBPH verwerft het virus na het voeden met RSV-geïnfecteerde planten. Eenmaal in het insect infecteert RSV de midgut-epitheelcel een dag na het voeden en gaat vervolgens door de midgutbarrière om de hemolymfe te penetreren. Vervolgens verspreidt RSV zich via de hemolymfe in verschillende weefsels en plant zich vervolgens voort. Na een latente periode van ongeveer 10-14 dagen na de verwerving kan het virus in de speekselklier via het uitgescheiden speeksel worden overgedragen op de gezonde waardplanten, terwijl SBPH sap uit het floëemzuigt 4,5,6,7,8,9,10 . Een efficiënt voedingsproces en verschillende factoren in het speeksel zijn essentieel voor de verspreiding van RSV van het insect naar de waardplant.

Insectenspeeksel dat wordt uitgescheiden door speekselklieren wordt verondersteld insecten, virussen en waardplanten te bemiddelen. Hemipteran insecten produceren meestal twee soorten speeksel: geleer speeksel en waterig speeksel11,12,13. Geleerspeeksel wordt voornamelijk uitgescheiden in het apoplasma om de beweging van de stylet tussen gastheercellen te ondersteunen en is ook gerelateerd aan het overwinnen van plantresistentie en immuunresponsen14,15,16,17. In het tasterige stadium van het voeden scheiden insecten met tussenpozen geleerspeeksel af dat onmiddellijk wordt geoxideerd om een oppervlakteflens te vormen. Vervolgens omhullen enkele of vertakte omhulsels de stylet om een buisvormig kanaal18,19,20te reserveren. De oppervlakteflens op de opperhuid wordt verondersteld de penetratie van de stylet te vergemakkelijken door als ankerpunt te dienen, terwijl de mantels rond de stylet mechanische stabiliteit en smering kunnen bieden16,21,22,23. Nlshp werd geïdentificeerd als een essentieel eiwit voor speekselschedevorming en succesvolle voeding van bruine planthopper(Nilaparvata lugens, BPH). Remming van de expressie van het structurele schede-eiwit (SHP) dat wordt uitgescheiden door de bladluis Acyrthosiphon pisum verminderde de reproductie door het voeden van gastheerzeefbuizen te verstoren24. Bovendien wordt bij sommige insectensoorten verondersteld dat gelspeekselfactoren immuunresponsen van planten veroorzaken door zogenaamde herbivore-geassocieerde moleculaire patronen (HAMPs) te vormen. In N. lugensinduceert NlMLP, een mucine-achtig eiwit gerelateerd aan schedevorming, de afweer van planten tegen voeding, waaronder celdood, de expressie van verdedigingsgerelateerde genen en callose-afzetting 25,26. Ook is bewezen dat sommige gelspeekselfactoren bij bladluizen afweerreacties van planten veroorzaken via gen-naar-gen interacties vergelijkbaar met pathogeen-geassocieerde moleculaire patronen12,15,27.

Voor het bestuderen van de speekselfactoren die essentieel zijn voor insectenvoeding en / of pathogene overdracht, is het noodzakelijk om uitgescheiden speeksel te analyseren. Hier worden kunstmatige voedings- en verzamelmethoden beschreven om voldoende hoeveelheden speeksel te verkrijgen voor verdere analyse. Met behulp van een medium dat slechts één voedingselement bevatte, werden veel speekseleiwitten verzameld en geanalyseerd door zilverkleuring en western blotting. Deze methode zal nuttig zijn bij verder onderzoek naar factoren in speeksel die essentieel zijn voor RSV-overdracht door SBPH.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. SBPH onderhoud

  1. Kweek de virulifere en RSV-vrije SBPH-individuen in een glazen incubator (65 x 200 mm) met 5-6 rijst(Oryza sativa cv. Nipponbare) zaailingen per glazen kamer in het laboratorium. Kweek de rijstplanten bij 25 °C onder een 16 uur licht / 8 uur donkere fotoperiode.
    OPMERKING: De virulifere en RSV-vrije SBPH-individuen werden aanvankelijk gevangen in de provincie Jiangsu, China.
  2. Detecteer RSV in SBPH door dot-enzyme-linked immunosorbent assay (dot-ELISA) met een konijn RSV-specifiek polyklonaal antilichaam (zie Tabel van materialen) verhoogd tegen de RSV ribonucleoproteïnen (RRP's).
    OPMERKING: Om een hoge infectie-efficiëntie van het nageslacht te garanderen, werden virulifere vrouwtjes afzonderlijk onderhouden en 15% van hun nakomelingen werd willekeurig getest op RSV-infectie. De details van dot-ELISA worden beschreven in stappen 1.3-1.7.
  3. Homogeniseer enkele SBPH in 20 μL coatingbuffer (0,05 M Na2CO3-NaHCO3,pH 9,5). Spot 3 μL van elk op nylon membraan (zie Tabel met materialen) en droog het membraan vervolgens bij kamertemperatuur (RT).
  4. Incubeer het membraan met 15 ml blokkerende buffer (PBS + 3% magere melk) gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur.
  5. Incubeer het membraan met verdunde primaire konijnenantistoffen tegen RSV (1:10000) in 15 ml PBS gedurende 1 uur bij RT en was het membraan drie keer met PBS gedurende 5 minuten incubatie telkens.
  6. Incubeer het membraan met 1,5 μL mierikswortelperoxidase-geconjugeerde geitenantistoffen (zie Materialentabel) in 15 ml PBS en was driemaal met PBS gedurende 5 minuten incubatie telkens.
  7. Ontwikkel de immunoblots met Enhanced HRP-DAB Chromogenic Kit (zie Tabel met materialen) volgens de protocollen van de fabrikant.

2. Bereiding van de voedingskamer en kunstmatig dieet

  1. Weeg 2 g sucrosepoeder af en los het op in 40 ml ddH2O om 5% sucrose waterige oplossing te bereiden als het kunstmatige dieet.
  2. Filter de oplossing door een filter van 0,22 μm (zie Materiaaltabel)om bacteriële verontreiniging en onzuiverheden te verwijderen.
  3. Verhonger 2003e-5e SBPH-larven gedurende 3-5 uur voordat ze in de kamer worden geïntroduceerd.
    OPMERKING: 200 SBPH zijn voorbereid voor één kamer; meer SBPH moet worden voorbereid voor verschillende kamers.
  4. Bereid de glazen cilinders voor als voedingskamers (figuur 1A). Bedek een open uiteinde van de kamer met een paraffinemembraan (zie Tabel met materialen) voordat u de experimentele insecten introduceert.
    OPMERKING: Elke cilinder is 15,0 cm lang en 2,5 cm in diameter. Deze glazen cilinders worden op maat gemaakt volgens de experimentele eis.
  5. Breng insecten over in een glazen cilinder.
  6. Bedek het andere uiteinde van de kamer met uitgerekt paraffinemembraan (met name Parafilm M). Voeg er vervolgens 200 μL kunstmatig dieet aan toe. Bedek ten slotte de vloeistof met een andere laag uitgerekt paraffinemembraan.
    OPMERKING: Het paraffinemembraan is uitgerekt tot ongeveer het dubbele van zijn oorspronkelijke oppervlakte.
  7. Bedek de kamer met aluminiumfolie, maar laat het uiteinde met het kunstmatige dieetapparaat blootgesteld aan het licht.

3. Inzameling van SBPH speeksel

  1. Verzamel kunstmatig dieet van RSV-vrije en virulifere SBPH afzonderlijk aan het einde van de periode van 24 uur.
  2. Koel de cilinder op 4 °C om de insecten te immobiliseren.
  3. Ontdek de buitenste film en verzamel de kunstmatige dieetvloeistof met behulp van een steriele pipet in steriele buisjes van 1,5 ml. Houd het verzamelde speeksel op -80 °C tot de analyse.
    OPMERKING: Het verzamelde speeksel kan gedurende 1 jaar bij -80 °C worden bewaard.
  4. Spoel het binnenmembraan driemaal met 50 μL vers kunstmatig dieet door zacht te pipetteren en verzamel het kunstmatige wasdieet zoals beschreven in stap 3.3. Plaats het nieuwe kunstmatige dieet op het binnenmembraan en houd een vers uitgerekt paraffinemembraan bovenop.
  5. Herhaal stap 3.2 en 3.3 gedurende 5 dagen tot 2 weken.
    OPMERKING: Tel de overlevingskans van kunstmatige voeding SBPH en zorg voor voldoende aanvulling van verse SBPH volgens de overlevingskans.
  6. Filter de verzamelde monsters door een filtereenheid van 0,22 μm om microben en andere verontreinigingen te verwijderen.

4. Concentratie van het verzamelde speeksel

  1. Breng de verzamelde speekselmonsters over in een 0,5 ml 10 kD centrifugaalfilter (zie materiaaltabel) en draai gedurende 20 minuten bij 5.500 x g bij 4 °C. Verzamel het supernatant en maak het uiteindelijke volume tot 100 μL.
  2. Meet de concentratie van het verzamelde speeksel met behulp van een geschikte UV-Vis-spectrofotometer volgens stap 4.3-4.6.
  3. Zet de spectrofotometer aan en was de sokkels drie keer met ddH2O.
  4. Selecteer de volgende opties op het scherm in de juiste volgorde: Eiwitten | Eiwit A280 | Selecteer Type | 1 abs = 1 mg/ml. Vink vervolgens het selectievakje Basislijncorrectie 340 nm aan.
  5. Laad 2 μL 5% sucrose waterige oplossing als blanco, raak Leeg aan de onderkant van het scherm aan.
  6. Na het instellen van normen, laad 2 μL van het verzamelde speeksel voor meting. Lees en noteer de eiwitconcentratie.
    OPMERKING: Uiteindelijk werd in totaal minstens 1 mg speekseleiwitten verzameld.

5. Zilverkleuring van speekseleiwitten

  1. Extraheer eiwit uit de speekselmonsters van insecten met behulp van monsterbelastingsbuffer (50 mM Tris-HCl pH 6,8, 10% glycerol, 2% SDS, 0,1% broomfenolblauw en 1% β-mercaptoethanol). Fractioneer het vervolgens met 10% SDS-PAGE (zie Tabel met materialen). Laad de 5% sucrose-waterige oplossing die op dezelfde manier is behandeld als een negatieve controle.
  2. Laad een aliquot van 20 μL van het monster op een SDS-PAGE-gel naast een voorgekleurde marker. Laat de gel 15 min draaien op 90 Volt en daarna 50 min op 140 Volt.
  3. Fixeer de gel in 30% (vol/vol) ethanol, 10% (vol/vol) azijnzuur gedurende ten minste 30 minuten na elektroforese.
  4. Spoel de gel tweemaal af met 20% (vol/vol) ethanol en geef elke keer 10 minuten apart water.
  5. Sensibiliseer de gel in 0,8 mM natriumthiosulfaat gedurende 1 minuut en spoel vervolgens telkens twee keer in water gedurende 1 minuut.
  6. Dompel de gel gedurende ten minste 1 uur onder in 12 mM zilvernitraat en dompel het vervolgens gedurende 10 s in gedeïoniseerd water voordat u het overbrengt naar de ontwikkelaarsoplossing.
  7. Wanneer de achtergrond van de gel donker wordt, dompel de gel dan gedurende ten minste 30 minuten onder in een stopoplossing (5% azijnzuur) om de reactie te stoppen.
  8. Was de gel twee keer met water gedurende 30 minuten elke keer. Ontwikkel het beeld met het detectiesysteem (zie Tabel met materialen).

6. Eiwitdetectie door western blotting

  1. Detecteer het speekselmucine-achtige eiwit van SBPH (LssgMP) en RSV door western blots met behulp van respectievelijk specifieke antilichamen.
  2. Behandel speekselmonsters van insecten na stap 5.1.
  3. Laad een aliquot van 20 μL van het monster op een 10% SDS-PAGE-gel naast een voorgekleurde marker en een 20 μL RSV niet-geïnfecteerd speekselmonster als negatieve controle. Laat de gel 15 min draaien op 90 Volt, en daarna 50 min op 140 Volt.
  4. Meng 100 ml 10x eiwitoverdrachtsbuffer (nat) (zie materiaaltabel) met 900 ml ddH2O in een werkoplossing (1x) en breng vervolgens eiwitten over naar een polyvinylideendifluoridemembraan met behulp van eiwitoverdrachtsbuffer (1x).
  5. Blokkeer het membraan in 5% magere melk met 0,01 M Tris-gebufferde zoutoplossing met 0,05% Tween 20 (TBST) bij kamertemperatuur (RT) gedurende 1 uur.
    OPMERKING: Meng in dit protocol 100 ml 10x TBST (zie materiaaltabel)met 900 ml ddH2O in de werkoplossing.
  6. Incubeer het membraan met primaire konijnenantistoffen tegen RSV of LssgMP (beide 1:10000) verdund in TBST bij RT gedurende ten minste 2 uur.
    OPMERKING: De productie van primaire antilichamen tegen RSV werd hierboven genoemd. Een biotechnologiebedrijf produceerde het konijn anti-LssgMP polyklonaal antilichaam tegen LssgMP peptide GIQFDSYSASDLTRC.
  7. Was het membraan drie keer met TBST gedurende telkens 10 minuten incubatie.
  8. Incubeer het membraan met mierikswortelperoxidase-geconjugeerde geitenantistoffen tegen konijnen verdund in 1:10000 TBST.
  9. Ontwikkel de immunoblots met het verbeterde chemiluminescentie Western Blotting Detection System.

7. Detectie van LssgMP-expressiepatroon in SBPH

  1. Immobiliseer de insecten bij 4 °C gedurende 5 min.
  2. Was de insecten één voor één met 75% ethanol en ddH2O en ontleed de insecten vervolgens in voorgekoelde TBS (0,01 M Tris-gebufferde zoutoplossing).
  3. Ontleed de insecten uit de buik terwijl je de voorpoten van SBPH bij het coxa-trochantergewricht met een tang afsnijdt; was het midgut en de speekselklieren tweemaal in TBS om eventuele verontreiniging van de hemolymfe te verwijderen.
  4. Doe vijf weefsels in een RNase-vrije buis van 1,5 ml om RNA te extraheren. Beschouw elke buis als één monster.
  5. Voer RNA-extractie uit volgens de protocollen van de fabrikant en reverse-transcriptionele PCR (RT-PCR) (zie materiaaltabel).
  6. Voer kwantitatieve real-time PCR (qRT-PCR) uit om de relatieve transcriptexpressieniveaus van LssgMP in extracten van het hele lichaam of verschillende weefsels van L. striatelluste onderzoeken.
    OPMERKING: De primerparen die werden gebruikt voor genversterking waren LssgMP-q-F/LssgMP-q-R, SYBR Green-based qPCR werd uitgevoerd volgens het protocol van de fabrikant. Het transcriptniveau van L. striatellus translatie-elongatiefactor 2 (ef2) werd gekwantificeerd met primerpaar ef2-q-F/ef2-q-R voor de normalisatie van de cDNA-sjablonen. En de primersequenties zijn hieronder bijgevoegd:LssgMP-q-F: TCCGACCTCACCAGAGTTTACAG; LssgMP-q-R: GCTTCGTCCCAGGTACTGATTCC; ef2-q-F: GTCTCCACGGATGGGCTTT; ef2-q-R: ATCTTGAATTTCTCGGCATACATTT.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Schema's van kunstmatige voedingsinstallatie en speekselverzameling
Figuur 1A toont de glazen cilinder (15 cm x 2,5 cm) die wordt gebruikt als voedingskamer om het speeksel op te vangen. Ten eerste werden de SBPH-larven enkele uren uitgehongerd om de verzamelefficiëntie te verbeteren en vervolgens geïmmobiliseerd door gedurende 5 minuten te koelen. Nadat de insecten in de glazen cilinder waren overgebracht, werden beide open uiteinden van de kamer bedekt met uitgerekt par...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Succesvolle kweek van insecten op kunstmatige diëten werd voor het eerst gemeld in 1962 toen Mittler en Dadd de Paraffine-membraantechniek beschreven om een kunstmatig dieet te houden29,30. En deze methode is onderzocht in vele aspecten van insectenbiologie en -gedrag, bijvoorbeeld voedingssupplement, dsRNA-voeding en virusacquisitie. Op basis van de vereisten van speekselanalyse wordt 5% sucrose gebruikt als het algemene kunstmatige dieet om speeksel van SBPH in...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat ze geen belangenconflicten hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door het National Key Research and Development Program of China (nr. 2019YFC1200503), door de National Science Foundation of China (nr. 32072385) en door Youth Innovation Promotion Association CAS (2021084).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
10-KD centrifugale filterMerck MilliporeR5PA83496Voor concentratie
10x Protein Transfer Buffer(nat)macGENEMP008Transfer buffer voor western blotting
10x TBST bufferCoolaberSL1328-500mL×10Was buffer voor western blotting
Azure c600 biosystemsAzure BiosystemsAzure c600Beeldvormingssysteem voor western blotting en zilverkleuring
Color Prestained eiwit ladderGenStarM221-01Eiwit marker voor western blotting
ECL western blotting detectiereagentiaGE HealthcareRPN2209Western blotting detectie
Enchanced HRP-DAB Chromogenic KitTIANGEN#PA110Chromogene reactie
Horseradish peroxidase-geconjugeerd geit anti-konijn antilichamenSigma401393-2MLPolyklonaal secundair antilichaam voor western blotting
Immobilon(R)-P Polyvinylideen difluoride membraanMerck MilliporeIPVH00010Transfer membraan voor western blotting
iTaq Universal SYBR Green SupermixBio-Rad1725125Voor kwantitatieve real-time PCR (qRT-PCR)
KIT,iSCRIPT cDNA SYNTHESBio-Rad1708891Voor Reverse-transcriptionele PCR (RT-PCR)
Millex-GP Filter, 0.22 µmMerck MilliporeSLGP033RBVoor filtratie
Mini-PROTEAB TGX GelsBio-Rad4561043Voor SDS-PAGE
NanoDrop OneThermo ScientificND-ONEC-WDetectie van eiwitconcentratie
Nylon membraanPALLT42754Membraan voor dot-ELISA
Parafilm M MembraanSigmaP7793-1EAMaken van kunstmatige dieet sandwiches
Konijn anti-LssgMP polyklonaal antilichaam tegen LssgMP peptidenGenstriptKonijn primaire anti-LssgMP polyklonaal antilichaam voor western blotting
Konijn anti-RSV polyklonaal antilichaamGenstriptKonijn primaire anti-RSV polyklonaal antilichaam voor western blotting en dot-ELISA
RNAprep pure Micro KitTIANGENDP420Voor RNA Extractie

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cheng, X., Zhu, L., He, G. Towards understanding of molecular interactions between rice and the brown planthopper. Molecular Plant. 6 (3), 621-634 (2013).
  2. Cho, W. K., Lian, S., Kim, S. M., Park, S. H., Kim, K. H. Current insights into research on Rice Stripe Virus. The Plant Pathology Journal. 29 (3), 223-233 (2013).
  3. He, M., Guan, S. Y., He, C. Q. Evolution of rice stripe virus. Molecular Phylogenetics and Evolution. 109, 343-350 (2017).
  4. Wu, W., et al. Nonstructural protein NS4 of Rice Stripe Virus plays a critical role in viral spread in the body of vector insects. PLoS One. 9 (2), 88636(2014).
  5. Huo, Y., et al. Transovarial transmission of a plant virus is mediated by vitellogenin of its insect vector. PLoS Pathogens. 10 (3), 1003949(2014).
  6. Taning, C. N., Andrade, E. C., Hunter, W. B., Christiaens, O., Smagghe, G. Asian citrus psyllid RNAi pathway-RNAi evidence. Scientific Reports. 6, 38082(2016).
  7. Garbutt, J. S., Bellés, X., Richards, E. H., Reynolds, S. E. Persistence of double-stranded RNA in insect hemolymph as a potential determiner of RNA interference success: evidence from Manduca sexta and Blattella germanica. Journal of Insect Physiology. 59 (2), 171-178 (2013).
  8. Huo, Y., et al. Artificial feeding Rice Stripe Virus enables efficient virus infection of Laodelphax striatellus. Journal of Virological Methods. 235, 139-143 (2016).
  9. Huo, Y., et al. Insect tissue-specific vitellogenin facilitates transmission of plant virus. PLoS Pathogens. 14 (2), 1006909(2018).
  10. Huo, Y., et al. Rice Stripe Virus hitchhikes the vector insect vitellogenin ligand-receptor pathway for ovary entry. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 374, 20180312(2019).
  11. Bao, Y. Y., et al. De novo intestine-specific transcriptome of the brown planthopper Nilaparvata lugens revealed potential functions in digestion, detoxification and immune response. Genomics. 99 (4), 256-264 (2012).
  12. Elzinga, D. A., Jander, G. The role of protein effectors in plant-aphid interactions. Current Opinion In Plant Biology. 16 (4), 451-456 (2013).
  13. Chung, S. H., et al. Herbivore exploits orally secreted bacteria to suppress plant defenses. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (39), 15728-15733 (2013).
  14. Bos, J. I., et al. A functional genomics approach identifies candidate effectors from the aphid species Myzus persicae (green peach aphid). PLoS Genetics. 6 (11), 1001216(2010).
  15. Liu, X., Zhou, H., Zhao, J., Hua, H., He, Y. Identification of the secreted watery saliva proteins of the rice brown planthopper, Nilaparvata lugens (Stål) by transcriptome and Shotgun LC-MS/MS approach. Journal of Insect Physiology. 89, 60-69 (2016).
  16. Cao, T. T., Lü, J., Lou, Y. G., Cheng, J. A. Feeding-induced interactions between two rice planthoppers, Nilaparvata lugens and Sogatella furcifera (Hemiptera: Delphacidae): effects on feeding and honeydew excretion. Environmental Entomology. 42 (6), 1281-1291 (2013).
  17. De Vos, M., Jander, G. Myzus persicae (green peach aphid) salivary components induce defence responses in Arabidopsis thaliana. Plant, Cell & Environment. 32 (11), 1548-1560 (2009).
  18. Wang, L., et al. Understanding the immune system architecture and transcriptome responses to southern rice black-streaked dwarf virus in Sogatella furcifera. Scientific Reports. 6, 36254(2016).
  19. Wang, Y., et al. Penetration into rice tissues by brown planthopper and fine structure of the salivary sheaths. Entomologia Experimentalis et Applicata. 129 (3), 295-307 (2008).
  20. Wang, W., et al. Armet is an effector protein mediating aphid-plant interactions. FASEB Journal: Official Publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 29 (5), 2032-2045 (2015).
  21. Chaudhary, R., Atamian, H. S., Shen, Z., Briggs, S. P., Kaloshian, I. GroEL from the endosymbiont Buchnera aphidicola betrays the aphid by triggering plant defense. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (24), 8919-8924 (2014).
  22. Ma, R., Chen, J. L., Cheng, D. F., Sun, J. R. Activation of defense mechanism in wheat by polyphenol oxidase from aphid saliva. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 58 (4), 2410-2418 (2010).
  23. Zheng, L., Seon, Y. J., McHugh, J., Papagerakis, S., Papagerakis, P. Clock genes show circadian rhythms in salivary glands. Journal of Dental Research. 91 (8), 783-788 (2012).
  24. Huang, H. J., Lu, J. B., Li, Q., Bao, Y. Y., Zhang, C. X. Combined transcriptomic/proteomic analysis of salivary gland and secreted saliva in three planthopper species. Journal of Proteomics. 172, 25-35 (2018).
  25. Huang, H. J., Liu, C. W., Xu, H. J., Bao, Y. Y., Zhang, C. X. Mucin-like protein, a saliva component involved in brown planthopper virulence and host adaptation. Journal of Insect Physiology. 98, 223-230 (2017).
  26. Shangguan, X., et al. A mucin-like protein of planthopper is required for feeding and induces immunity response in plants. Plant Physiology. 176 (1), 552-565 (2018).
  27. Petrova, A., Smith, C. M. Immunodetection of a brown planthopper (Nilaparvata lugens Stål) salivary catalase-like protein into tissues of rice, Oryza sativa. Insect Molecular Biology. 23 (1), 13-25 (2014).
  28. Zhu, J., et al. Genome sequence of the small brown planthopper, Laodelphax striatellus. GigaScience. 6 (12), 1-12 (2017).
  29. Van Bel, A. J., Will, T. Functional evaluation of proteins in watery and gel saliva of aphids. Frontiers In Plant Science. 7, 1840(2016).
  30. Perez-Vilar, J., Hill, R. L. The structure and assembly of secreted mucins. The Journal of Biological Chemistry. 274 (45), 31751-31754 (1999).
  31. Pitino, M., Hogenhout, S. A. Aphid protein effectors promote aphid colonization in a plant species-specific manner. Molecular Plant-Microbe Interactions: MPMI. 26 (1), 130-139 (2013).
  32. Zhang, F., Zhu, L., He, G. Differential gene expression in response to brown planthopper feeding in rice. Journal of Plant Physiology. 161 (1), 53-62 (2004).
  33. Hogenhout, S. A., Ammar, E. -D., Whitfield, A. E., Redinbaugh, M. G. Insect vector interactions with persistently transmitted viruses. Annual Review of Phytopathology. 46, 327-359 (2008).
  34. Boissot, N., Schoeny, A., Vanlerberghe-Masutti, F. Vat, an amazing gene conferring resistance to aphids and viruses they carry: from molecular structure to field effects. Frontiers In Plant Science. 7, 1420(2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Kunstmatige voedingRice Stripe Virussteekzuigende insecteneiwitkleuringWestern blotSDS PAGEUV spectrofotometer

Gerelateerde artikelen