Methodenartikel

Isolatie en karakterisering van primaire leverbijholteelcellen van muizen

DOI:

10.3791/63062

⸱

16 december 2021

 ,  ,  , 
1Division of Gastroenterology & Hepatology, Mayo Clinic, 2Division of Pediatric Gastroenterology, Mayo Clinic

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier schetsen en demonstreren we een protocol voor primaire muis lever sinusoïdale endotheelcel (LSEC) isolatie. Het protocol is gebaseerd op levercollageaseperfusie, niet-parenchymale celzuivering door centrifugeren met lage snelheid en CD146 magnetische kraalselectie. We fenotyperen en karakteriseren deze geïsoleerde LSEC's ook met behulp van flowcytometrie en scanning elektronenmicroscopie.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lever sinusoïdale endotheelcellen (LSEC's) zijn gespecialiseerde endotheelcellen op het grensvlak tussen de circulatie en het leverparenchym. LSEC's hebben een duidelijke morfologie die wordt gekenmerkt door de aanwezigheid van fenestrae en de afwezigheid van keldermembraan. LSEC's spelen een essentiële rol bij veel pathologische aandoeningen in de lever, waaronder metabole ontregeling, ontsteking, fibrose, angiogenese en carcinogenese. Er is echter weinig gepubliceerd over de isolatie en karakterisering van de LSEC's. Hier bespreekt dit protocol de isolatie van LSEC van zowel gezonde als niet-alcoholische leververvetting (NAFLD) muizen. Het protocol is gebaseerd op collagenaseperfusie van de lever van de muis en magnetische kralen positieve selectie van niet-parenchymale cellen om LSEC's te zuiveren. Deze studie karakteriseert LSEC's met behulp van specifieke markers door flowcytometrie en identificeert de karakteristieke fenotypische kenmerken door scanning elektronenmicroscopie. LSEC's die volgens dit protocol zijn geïsoleerd, kunnen worden gebruikt voor functionele studies, waaronder adhesie- en permeabiliteitstests, evenals downstreamstudies voor een bepaald interessetraject. Bovendien kunnen deze LSEC's worden samengevoegd of afzonderlijk worden gebruikt, waardoor multi-omics gegevens kunnen worden gegenereerd, waaronder RNA-seq bulk of eencellig, proteomisch of fosfo-proteomics en assay voor Transposase-Toegankelijk Chromatine met behulp van sequencing (ATAC-seq), onder anderen. Dit protocol zal nuttig zijn voor onderzoekers die de communicatie van LSEC's met andere levercellen in gezondheid en ziekte bestuderen en een diepgaand begrip mogelijk maken van de rol van LSEC's in de pathogene mechanismen van acute en chronische leverbeschadiging.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lever sinusoïdale endotheelcellen (LSEC's) langs de hepatische sinusoïde wanden en zijn de meest voorkomende niet-parenchymale cellen in de lever1. LSEC's onderscheiden zich van andere capillaire endotheelcellen elders in het lichaam door de aanwezigheid van fenestrae en het ontbreken van een klassiek keldermembraan of een diafragma 2,3. Vandaar dat de LSEC's onderscheidende fenotypische en structurele kenmerken bezitten die hun permeabiliteit en endocytische capaciteit verbeteren om een verscheidenheid aan circulerende macromoleculen, waaronder lipiden en lipoproteïnen, te elimineren. LSEC's spelen een cruciale rol in de kruisverwijzing tussen parenchymale en niet-parenchymale cellen, zoals stellaatcellen en immuuncellen. LSEC's zijn de sleutel tot het handhaven van leverhomeostase door de stellaatcellen en Kupffer-cellen in een rustige statuste houden 4. LSEC's moduleren de samenstelling van hepatische immuuncellenpopulaties door adhesie en trans-endotheelmigratie van circulerende leukocyten te bemiddelen 5,6. Tijdens acute en chronische leverbeschadiging7, waaronder ischemie-reperfusieletsel (IRI)8, niet-alcoholische steatohepatitis (NASH)9 en hepatocellulair carcinoom (HCC), ondergaan LSEC's fenotypische veranderingen die bekend staan als capillarisatie gekenmerkt door defenestratie en vorming van keldermembraan10. Deze fenotypische veranderingen in LSEC's zijn geassocieerd met LSEC-disfunctie en de verwerving van protrombotische, pro-inflammatoire en profibrogene eigenschappen.

Er zijn verschillende methoden ontwikkeld voor de isolatie van LSEC's van muizenlever11. Sommige technieken zijn afhankelijk van het scheiden van niet-parenchymale en parenchymale cellen gevolgd door dichtheidsgradiëntcentrifugatie om de LSEC's te zuiveren van niet-parenchymale fracties. De beperking van deze methode is de aanwezigheid van contaminerende macrofagen in de laatste stappen van LSEC-isolatie, wat de zuiverheid van de geïsoleerde LSEC's zou kunnen beïnvloeden12. Dit protocol is gebaseerd op collagenaseperfusie van de muizenlever en CD146 + magnetische kralen positieve selectie van niet-parenchymale cellen om LSEC's te zuiveren. LSEC's die met deze methode zijn geïsoleerd, vertonen een hoge zuiverheid en behouden morfologie en levensvatbaarheid. Deze LSEC's zijn optimaal voor functionele studies, waaronder permeabiliteit en adhesietest, evenals downstream studies voor routes van belang. Bovendien, met de groeiende interesse in het genereren van grote datasets in zowel klinisch onderzoek als ontdekkingswetenschap, kunnen deze hoogwaardige LSEC's geïsoleerd uit zowel gezonde als zieke levers met niet-alcoholische steatohepatitis (NASH) of andere aandoeningen worden samengevoegd of afzonderlijk worden gebruikt, waardoor multi-omics gegevens kunnen worden gegenereerd en vergelijking tussen gezondheid en ziekte13,14 . Bovendien kunnen de geïsoleerde LSEC's worden gebruikt om zowel tweedimensionale als driedimensionale in vitro modellen zoals organoïden te ontwikkelen om de geactiveerde signaalroute in LSEC's en hun intercellulaire communicatie met andere levercellen te ontcijferen onder verschillende schadelijke stimuli en als reactie op verschillende therapeutische interventies.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dierprotocollen werden uitgevoerd zoals goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van Mayo Clinic. Acht weken oude C57BL / 6J mannelijke muizen werden gekocht bij Jackson Laboratory. Muizen werden gehuisvest in een temperatuurgecontroleerde 12:12-uur licht-donkercyclusfaciliteit met gratis toegang tot dieet.

1. Bereiding van met collageen beklede kweekschaal of -plaat

  1. Om 50 ml 0,02 mol / l azijnzuur te maken, voegt u 0,6 ml ijsazijn toe aan 49,4 ml H2O.
  2. Maak 50 μg/ml collageen type I in 0,02 mol/l azijnzuur. Verdunning is afhankelijk van de concentratie van de partij.
  3. Bestrijk 10 cm kweekschalen met 3 ml collageenoplossing. Incubeer bij kamertemperatuur (RT) gedurende 1 uur.
    OPMERKING: Bij gebruik van een andere schaal of plaat voor cultuur, moet het volume van de coatingoplossing worden aangepast op basis van het kweekgebied, gebruik over het algemeen 6-10 μg / cm2.
  4. Verwijder overtollig vocht van het gecoate oppervlak en was 3 keer met fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS). Laat de gerechten aan de lucht drogen.
  5. Als de collageenoplossing niet steriel is, steriliseer dan de met collageen beklede schotels door blootstelling aan ultraviolet (UV) licht gedurende 10 minuten in een steriele weefselkweekkap.

2. Apparatuur instellen

  1. Stel het verwarmde en bevochtigde recirculatieperfusieapparaat in zoals aangegeven in figuur 1B.
  2. Spoel het perfusiesysteem gedurende 5 minuten met 10% bleekmiddel, gevolgd door steriel water gedurende nog eens 10 minuten.
  3. Giet de spoelvloeistof zoveel mogelijk af voordat u de collagenase-oplossing doorlaat.
  4. Injecteer collagenaseoplossing via het perfusiesysteem (zoals weergegeven in figuur 1B) om het voor te verwarmen bij 37 °C. Stel de pompsnelheid in op snelheid 1 zoals aangegeven op de draaiknop van de snelheidsregeling (gelijk aan 40 ml/min).
  5. Houd deze snelheid gedurende de hele procedure gelijk. Hergebruik de collagenase-oplossing in een gesloten circuit gedurende de dag van de LSEC-isolatie.
    OPMERKING: De pompsnelheid is vastgesteld op 1 om mechanische druk te voorkomen die de biologische toestand van LSEC's zou kunnen verstoren.

3. Chirurgische ingreep

  1. Weeg de muis.
  2. Injecteer 90 mg/kg lichaamsgewicht ketamine en 10 mg/kg lichaamsgewicht xylazine intraperitoneaal (IP).
  3. Zodra de muis niet reageert op pijnlijke stimuli, zet u de muis vast aan het chirurgische oppervlak, zoals weergegeven in figuur 1B.
  4. Spuit de muizenbuik in met 70% ethanol. Maak met behulp van een chirurgische schaar een incisie van ~ 5 cm lang vanaf het onderste deel van de buik tot aan het xiphoid-proces.
  5. Maak vervolgens twee zijwaartse sneden met behulp van een kleine irisschaar aan elke kant van de buik om de buikorganen volledig bloot te leggen.
  6. Plaats de schede van de intraveneuze (IV) katheter onder de rug van het dier om de buik op te tillen en waterpas te zetten.
  7. Trek met behulp van een gewone gebogen verbandtang voorzichtig de darmen en de maag links van het dier af.
  8. Plaats een 5-0 chirurgische hechting onder de inferieure vena cava (IVC) net onder de blootgestelde linker nier. Bind een losse trekhaak in de hechtdraad.
  9. Plaats nog een 5-0 chirurgische hechting rond de hepatische poortader (PV) net boven het vertakkingspunt van de miltader van de lever-PV. Bind een losse trekhaak in de hechtdraad.
  10. Gebruik de PV-hechting als spanning en plaats de 20 G IV-katheter in de lever-PV 1 cm lager, waar deze zich vertakt naar de rechter en linker lever-PV.
  11. Schuif de katheter omhoog in de ader, maar houd deze onder het vertakkingsgebied. Laat het bloed door de katheter stromen totdat het begint uit te druipen.
  12. Gebruik een deel van de buffer A (tabel 1) in een intraveneuze (IV) fles boven het operatiegebied een infuuslijn en bevestig deze aan de katheter. Spoel de lever met deze oplossing terwijl u vermijdt dat er lucht in het systeem komt.
  13. Bind de hechting rond de inferieure vena cava onder de nier af. Hierdoor kan de lever retro perfuseren.
  14. Snijd de IVC onder de hechting om het dier te laten bloeden.
    OPMERKING: Deze stap moet snel worden uitgevoerd om congestie van de lever te voorkomen.
  15. Zet de IV-katheter vast met de PV-hechting.
  16. Eenmaal doordrenkt, snijdt u de maag, darmen, milt en andere ingewanden weg die aan de lever zijn bevestigd.
  17. Snijd het diafragma en de grote vaten weg uit de thoracale holte. Verwijder de lever van het dier en plaats deze op de perfusiebak.
  18. Verwijder voorzichtig de infuuslijn en sluit de collagenase-oplossing aan in de recirculatiekamer.
    OPMERKING: Stap 3.16-3.18 moet binnen 5 minuten worden uitgevoerd, zodat de lever niet te lang wordt doordrenkt met Buffer A. Pas op dat u geen luchtbellen in de lever toelaat.
  19. Laat de lever perfuseren totdat de capsule gevlekt wordt en papperig lijkt (10-15 min of meer, periode varieert afhankelijk van de verschillende partijen collagenase).
  20. Terwijl de lever in perfusie is, moet u ervoor zorgen dat het dier is overleden voordat u het in een obductiezak gooit.
  21. Eenmaal verteerd, verwijder de lever uit de kamer en plaats het in een petrischaaltje van 10 cm met ongeveer 20 ml serumvrije Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM).
  22. Haal de lever voorzichtig uit elkaar met een paar pipetpunten en gooi de galboom weg.
  23. Filtreer de leversuspensie door een celzeef van 70 μm in een conische buis van 50 ml.
  24. Centrifugeer de celsuspensie bij 50 x g gedurende 2 minuten bij RT. Verzamel het supernatant dat niet-parenchymale levercellen bevat.
    OPMERKING: Hepatocyten worden neergeslagen in de pellet, die verder kan worden gezuiverd met behulp van gradiëntcentrifugatie zoals eerder beschreven15.

4. Scheiding van niet-parenchymale levercellen en LSEC-zuivering

OPMERKING: Zuiver de CD146+ LSECs met behulp van de immunomagnetische kralen, volgens de instructies van de fabrikant.

  1. Centrifugeer het supernatant bij 300 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C.
  2. Verzamel de celkorrel en resuspend in 1 ml isolatiebuffer (tabel 1), bepaal het celnummer met behulp van een automatische celteller volgens de instructies van de fabrikant.
  3. Centrifugeer de celsuspensie gedurende 10 minuten bij 4 °C bij 300 x g en zuig het supernatant volledig op.
  4. Resuspend de pellet met 90 μL isolatiebuffer per 107 totale cellen.
  5. Voeg 10 μL CD146 magnetische kralen toe per 107 totale cellen. Meng goed en incubeer gedurende 15 min bij 4 °C.
  6. Om de cellen te wassen, voegt u 1-2 ml isolatiebuffer per 107 cellen toe, centrifugeert u gedurende 10 minuten bij 300 x g en zuigt u het supernatant volledig op.
  7. Resuspend tot 109 cellen in 500 μL isolatiebuffer (tabel 1).
    OPMERKING: Voor hogere celnummers kunt u het buffervolume dienovereenkomstig opschalen.
  8. Bereid de scheidingskolom voor, spoel deze af met 3 ml isolatiebuffer.
  9. Breng de celsuspensie aan op de kolom gestapeld met voorscheidingsfilters van 70 μm.
  10. Was de kolom 3 keer met de 3 ml isolatiebuffer.
    OPMERKING: Bij het wassen van de kolom moet de isolatiebuffer worden toegevoegd zodra het kolomreservoir leeg is.
  11. Verwijder de kolom uit de separator en plaats deze op een centrifugebuis van 15 ml. Pipetteer 5 ml isolatiebuffer op de kolom.
  12. Om de magnetische kralen gelabelde cellen te herstellen, duwt u de zuiger stevig in de kolom om de cellen weg te spoelen.
  13. Centrifugeer bij 300 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C. LSEC's zijn klaar voor microscopisch onderzoek en downstream-analyse.

5. LSEC-immunofenotypering en zuiverheidsbeoordeling door flowcytometrie

  1. Bepaal het celaantal van geïsoleerde LSEC's met behulp van een automatische celteller volgens de instructies van de fabrikant.
  2. Centrifugeer de cellen gedurende 5 minuten bij 300 x g , zuig het supernatant volledig op.
  3. Neem 1 x 106 cellen/buis en resuspend met 90 μL kleuringsbuffer (tabel 1).
  4. Voeg 10 μL/buisje muis-FcR-blok en 1 μL levensvatbaarheidskleurstof toe, incubeer bij 4 °C gedurende 10 minuten.
  5. Kleur de cellen met een combinatie van CD45, CD146 en stabiline-2 antilichamen verdund op 1:50 met kleuringsbuffer. Incubeer bij 4 °C gedurende 20 min.
  6. Was de cellen met 5 ml kleurbuffer en centrifugeer gedurende 10 minuten op 300 x g en zuig het supernatant vervolgens volledig op.
  7. Resuspend de cellen met 300 μL kleuringsbuffer en loop door de flowcytometer.

6. LSEC-cultuur en -onderzoek

  1. Zaad 1 x 106 cellen/put in een 6-well plaat en kweek het met endotheelcellen groeimedium bestaande uit 5% foetaal runderserum (FBS), 1% endotheelcellen groeisupplement en 1% primocine-oplossing.
  2. Onderzoek de geïsoleerde LSEC's door middel van lichtmicroscopie. Verkrijg helderveldbeelden met een vergroting van 10x.

7. Morfologie en fenestrae-onderzoek van LSEC's door scanning elektronenmicroscopie

  1. Pre-coat de celkweek inserts (3 μm poriegrootte) met collageenoplossing.
  2. Kweekgeïsoleerde LSEC's (120.000 cellen) op de insert met groeimedium voor endotheelcellen in een 24-putplaat bij 37 °C warme en bevochtigde atmosfeer. Laat cellen bezinken en hecht gedurende 2 uur.
  3. Voeg voor celfixatie een equivalent volume voorgewarmd bij 37 °C Trumps fixatief toe aan de celkweekmedia.
  4. Vervang na incubatie gedurende 10 minuten het fixeermiddel van 50% verdund door het fixatief van onverdunde Trump.
  5. Fixeer de cellen in Trump-fixatief gedurende 2 uur en incubeer vervolgens gedurende 1 uur in 1% osmiumtetroxiden.
  6. Ga verder met het uitdrogen van monsters, drogen in een droogapparaat met kritieke punten, montage, sputtercoating en onderzoek met behulp van een scanning-elektronenmicroscoop.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Experimentele schema's en uitrustingsopstelling:
In dit protocol werd de lever van de muis verteerd met behulp van een gesloten perfusiecircuit, waarna niet-parenchymale cellen en hepatocyten werden gescheiden door centrifugering met lage snelheid bij 50 x g gedurende 2 minuten. Primaire LSEC's werden geïsoleerd met behulp van CD146 magnetische kralenselectie uit de niet-parenchymale fractie. De experimentele schema's zijn weergegeven in figuur 1A. De canule werd...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In het huidige manuscript beschrijven we een protocol voor LSEC-isolatie van muizenlever bestaande uit tweestaps collagenaseperfusie en daaropvolgende magnetisch geactiveerde celsortering (MACS). Dit protocol bestaat uit de volgende drie stappen: (1) Perfusie door de PV met een calciumvrije buffer gevolgd door een collagenase-bevattende buffer om leverceldispersie te bereiken; (2) Uitsluiting van hepatocyten met centrifugeren met lage snelheid; en (3) MACS-gebaseerde positieve selectie van LSEC's uit niet-parenchymale ce...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle auteurs hebben geen conflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door het National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases van de NIH (1RO1DK122948 tot SHI) en het NIH Silvio O. Conte Digestive Diseases Research Core Centers P30-subsidiemechanisme (DK084567). Ondersteuning werd ook aan KF verleend door de Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) Overseas Research Fellowships. We willen ook Dr. Gregory J. Gores en Steven Bronk bedanken voor hun oorspronkelijke ontwerp en optimalisatie van het collagenase-perfusieapparaat.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2.0-inch 20 G Intra Venous (IV) catheterTerumo, SOmerset, NJ, USASR-OX2051CA
2–3-inch perfuion tray with a hole in the centercustomized; made in house
405/520 viability dyeMiltenyi, Bergisch Gladbach, Germany130-110-205
4-inch regular curved dressing forcepsFisher BrandFS16-100-110
5-0 Perma-Hand silk sutureEthicon, Raritan, NJ, USAA182H
Anti-stabilin-2 (Mouse) mAb-Alexa Fluorà 488MBL International, Woburn, MA, USAD317-A48
BSA stockMiltenyi, Bergisch Gladbach, Germany130-091-376
Anti-CD146 (LSEC)-PE, anti-mouseMiltenyi, Bergisch Gladbach, Germany130-118-407
CD146 (LSEC) MicroBeads, mouseMiltenyi, Bergisch Gladbach, Germany130-092-007
Anti-CD45-Viogreen, anti-mouseMiltenyi, Bergisch Gladbach, Germany130-110-803
Collagen type ICorning, Corning, NY, USA354236
Collagenase IIGibco, Waltham, MA, USA17101-015
Endothelial cells growth mediumScienCell Research Laboratories, Carlsbad, CA, USA211-500
FcR blocking reagent, mouseMiltenyi, Bergisch Gladbach, Germany130-092-575
FlowJo software, version 10.6Becton, Dickinson and Company
Hardened Fine scissorsF.S.T, Foster city, CA, USA14091-11
Heated (37 °C) and humidified recirculating perfusion apparatus equipped with Oxygen injection at a rate of 10psi.customized; made in house
Hitachi S 4700 scanning electron microscopeHitachi Inc, Pleasanton, CA, USASEM096
LS columnsMiltenyi, Bergisch Gladbach, Germany130-042-401
MACS pre-separation filters (70 μm)Miltenyi, Bergisch Gladbach, Germany130-095-823
MACS rinsing bufferMiltenyi, Bergisch Gladbach, Germany130-091-222
MACS Smart Strainer (70 μm)Miltenyi, Bergisch Gladbach, Germany130-098-462
MACSQunt flow cytometerMiltenyi, Bergisch Gladbach, Germany
Millicell Cell Culture InsertMillipore Sigma, Burlington, MA, USAPITP01250
Nexcelom cell counterNexcelom bioscience, Lawrence, MA, USACellometer Auto T4 Plus
PercollGE Healthcare, Chicago, IL, USA17-0891-01
Surgical scissorsF.S.T, Foster city, CA, USA14001-12
Very small curved dressing forcepsF.S.T, Foster city, CA, USA11063-07

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Morin, O., Goulet, F., Normand, C. Liver sinusoidal endothelial cells: isolation, purification, characterization and interaction with hepatocytes. Revisiones Sobre Biologia Celular: RBC. 15, 1-85 (1988).
  2. Ibrahim, S. H. Sinusoidal endotheliopathy in nonalcoholic steatohepatitis: therapeutic implications. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 321 (1), 67-74 (2021).
  3. Poisson, J., et al. Liver sinusoidal endothelial cells: Physiology and role in liver diseases. Journal of Hepatology. 66 (1), 212-227 (2017).
  4. Marrone, G., Shah, V. H., Gracia-Sancho, J. Sinusoidal communication in liver fibrosis and regeneration. Journal of Hepatology. 65 (3), 608-617 (2016).
  5. Shetty, S., Lalor, P. F., Adams, D. H. Liver sinusoidal endothelial cells - gatekeepers of hepatic immunity. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 15 (9), 555-567 (2018).
  6. Smedsrød, B., Pertoft, H., Gustafson, S., Laurent, T. C. Scavenger functions of the liver endothelial cell. Biochemical Journal. 266 (2), 313-327 (1990).
  7. DeLeve, L. D. Liver sinusoidal endothelial cells in hepatic fibrosis. Hepatology. 61 (5), 1740-1746 (2015).
  8. Dar, W. A., Sullivan, E., Bynon, J. S., Eltzschig, H., Ju, C. Ischaemia reperfusion injury in liver transplantation: Cellular and molecular mechanisms. Liver International. 39 (5), 788-801 (2019).
  9. Furuta, K., Guo, Q., Hirsova, P., Ibrahim, S. H. Emerging Roles of Liver Sinusoidal Endothelial Cells in Nonalcoholic Steatohepatitis. Biology. 9 (11), Basel. 395(2020).
  10. Wu, L. Q., et al. Phenotypic and functional differences between human liver cancer endothelial cells and liver sinusoidal endothelial cells. Journal of Vascular Research. 45 (1), 78-86 (2008).
  11. Meyer, J., Gonelle-Gispert, C., Morel, P., Bühler, L. Methods for isolation and purification of murine liver sinusoidal endothelial cells: A systematic review. PLoS One. 11 (3), 0151945(2016).
  12. Meyer, J., Lacotte, S., Morel, P., Gonelle-Gispert, C., Buhler, L. An optimized method for mouse liver sinusoidal endothelial cell isolation. Experimental Cell Research. 349 (2), 291-301 (2016).
  13. Furuta, K., et al. Lipid-induced endothelial vascular cell adhesion molecule 1 promotes nonalcoholic steatohepatitis pathogenesis. Journal of Clinical Investigation. 131 (6), (2021).
  14. Guo, Q., et al. Integrin β(1)-enriched extracellular vesicles mediate monocyte adhesion and promote liver inflammation in murine NASH. Journal of Hepatology. 71 (1), 1193-1205 (2019).
  15. Hirsova, P., Ibrahim, S. H., Bronk, S. F., Yagita, H., Gores, G. J. Vismodegib suppresses TRAIL-mediated liver injury in a mouse model of nonalcoholic steatohepatitis. PLoS One. 8 (7), 70599(2013).
  16. Schrage, A., et al. Murine CD146 is widely expressed on endothelial cells and is recognized by the monoclonal antibody ME-9F1. Histochemistry and Cell Biology. 129 (4), 441-451 (2008).
  17. Olsavszky, V., et al. Exploring the transcriptomic network of multi-ligand scavenger receptor Stabilin-1- and Stabilin-2-deficient liver sinusoidal endothelial cells. Gene. 768, 145284(2021).
  18. DeLeve, L. D., Maretti-Mira, A. C. Liver sinusoidal endothelial cell: An update. Seminars in Liver Disease. 37 (4), 377-387 (2017).
  19. DeLeve, L. D., Wang, X., Hu, L., McCuskey, M. K., McCuskey, R. S. Rat liver sinusoidal endothelial cell phenotype is maintained by paracrine and autocrine regulation. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 287 (4), 757-763 (2004).
  20. Cabral, F., et al. Purification of hepatocytes and sinusoidal endothelial cells from mouse liver perfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (132), e56993(2018).
  21. Ishiguro, K., Yan, I. K., Patel, T. Isolation of tissue extracellular vesicles from the liver. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e58649(2019).
  22. Topp, S. A., Upadhya, G. A., Strasberg, S. M. Cold preservation of isolated sinusoidal endothelial cells in MMP 9 knockout mice: effect on morphology and platelet adhesion. Liver Transplantation. 10 (8), 1041-1048 (2004).
  23. Katz, S. C., Pillarisetty, V. G., Bleier, J. I., Shah, A. B., DeMatteo, R. P. Liver sinusoidal endothelial cells are insufficient to activate T cells. Journal of Immunology. 173 (1), 230-235 (2004).
  24. Liu, W., et al. Sample preparation method for isolation of single-cell types from mouse liver for proteomic studies. Proteomics. 11 (17), 3556-3564 (2011).
  25. Do, H., Healey, J. F., Waller, E. K., Lollar, P. Expression of factor VIII by murine liver sinusoidal endothelial cells. Journal of Biological Chemistry. 274 (28), 19587-19592 (1999).
  26. Schrage, A., et al. Enhanced T cell transmigration across the murine liver sinusoidal endothelium is mediated by transcytosis and surface presentation of chemokines. Hepatology. 48 (4), 1262-1272 (2008).
  27. Chou, C. H., et al. Lysophosphatidic acid alters the expression profiles of angiogenic factors, cytokines, and chemokines in mouse liver sinusoidal endothelial cells. PLoS One. 10 (3), 0122060(2015).
  28. Deleve, L. D. Dacarbazine toxicity in murine liver cells: a model of hepatic endothelial injury and glutathione defense. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 268 (3), 1261-1270 (1994).
  29. Smedsrød, B., Pertoft, H., Eggertsen, G., Sundström, C. Functional and morphological characterization of cultures of Kupffer cells and liver endothelial cells prepared by means of density separation in Percoll, and selective substrate adherence. Cell and Tissue Research. 241 (3), 639-649 (1985).
  30. Despoix, N., et al. Mouse CD146/MCAM is a marker of natural killer cell maturation. European Journal of Immunology. 38 (10), 2855-2864 (2008).
  31. Strauss, O., Phillips, A., Ruggiero, K., Bartlett, A., Dunbar, P. R. Immunofluorescence identifies distinct subsets of endothelial cells in the human liver. Scientific Reports. 7, 44356(2017).
  32. Halpern, K. B., et al. Paired-cell sequencing enables spatial gene expression mapping of liver endothelial cells. Nature Biotechnology. 36 (10), 962-970 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

LSEC IsolationCollagenase PerfusionMagnetic Bead SelectionFlow CytometryScanning Electron MicroscopyNonparenchymal Cell PurificationCD146 MarkerStabilin 2 MarkerIntercellular Communication

Gerelateerde artikelen