Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

In vivo Draadloze optogenetische controle van bekwaam motorisch gedrag

3.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63082

⸱

22 november 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Cellular Physiology, National University of Mexico, 2Department of Neurosurgery, Stanford University, 3Facultad de Psicologia, National University of Mexico, 4Brain Mechanisms for Behaviour Unit, Okinawa Institute of Science and Technology Graduate University

In dit artikel

Samenvatting

Het huidige protocol beschrijft hoe draadloze optogenetica in combinatie met high-speed videografie kan worden gebruikt in een enkele pellet reach-to-grab-taak om de neurale circuits te karakteriseren die betrokken zijn bij de uitvoering van bekwaam motorisch gedrag bij vrij bewegende muizen.

Samenvatting

Fijne motoriek is essentieel in het dagelijks leven en kan worden aangetast bij verschillende aandoeningen van het zenuwstelsel. De verwerving en uitvoering van deze taken vereisen sensorisch-motorische integratie en omvatten nauwkeurige controle van bilaterale hersencircuits. Het implementeren van unimanuele gedragsparadigma's in diermodellen zal het begrip verbeteren van de bijdrage van hersenstructuren, zoals het striatum, aan complex motorisch gedrag, omdat het manipulatie en registratie van neurale activiteit van specifieke kernen in controleomstandigheden en ziekte tijdens de uitvoering van de taak mogelijk maakt.

Sinds de oprichting is optogenetica een dominant hulpmiddel geweest voor het ondervragen van de hersenen door selectieve en gerichte activering of remming van neuronale populaties mogelijk te maken. De combinatie van optogenetica met gedragstesten werpt licht op de onderliggende mechanismen van specifieke hersenfuncties. Draadloze op het hoofd gemonteerde systemen met geminiaturiseerde lichtgevende diodes (LED's) maken op afstand optogenetische controle mogelijk in een volledig vrij bewegend dier. Dit voorkomt dat de beperkingen van een bedraad systeem minder beperkend zijn voor het gedrag van dieren zonder afbreuk te doen aan de efficiëntie van de lichtemissie. Het huidige protocol combineert een draadloze optogenetische benadering met snelle videografie in een unimanuele behendigheidstaak om de bijdrage van specifieke neuronale populaties aan fijn motorisch gedrag te ontleden.

Inleiding

Motorisch geschoold gedrag is aanwezig tijdens de meeste bewegingen die door ons worden uitgevoerd, en het is bekend dat het wordt beïnvloed bij verschillende hersenaandoeningen 1,2,3,4,5,6. Het implementeren van taken die het mogelijk maken om de ontwikkeling, het leren en de prestaties van bekwame bewegingen te bestuderen, is cruciaal voor het begrijpen van de neurobiologische onderbouwing van de motorische functie, vooral in modellen van hersenletsel, neurodegeneratieve en neurologische ontwikkelingsstoornissen 2,7,8,9,10,11,12,13 . Het reiken naar en ophalen van objecten wordt routinematig gedaan in het dagelijks leven, en het is een van de eerste motorische vaardigheden die tijdens de vroege ontwikkeling zijn verworven en vervolgens door de jaren heen zijn verfijnd 5,6. Het omvat een complex gedrag dat sensorisch-motorische processen vereist, zoals de perceptie van de kenmerken van het object, bewegingsplanning, actieselectie, bewegingsuitvoering, lichaamscoördinatie en snelheidsmodulatie 7,14,15,16. Unimanuele taken met hoge behendigheid vereisen dus de deelname van vele hersenstructuren van beide hemisferen 16,17,18,19,20,21,22. Bij muizen wordt de single pellet reach-to-grasp-taak gekenmerkt voor verschillende fasen die afzonderlijk kunnen worden gecontroleerd en geanalyseerd 7,13,23. Deze functie maakt het mogelijk om de bijdrage van specifieke neuronale subpopulaties in verschillende stadia van acquisitie en gedragsprestaties te bestuderen en biedt een platform voor gedetailleerde studies van motorische systemen 13,23,24. De beweging vindt plaats in een paar seconden; daarom moet snelle videografie worden gebruikt voor kinematische analyse in verschillende stadia van het geschoolde motorische traject 7,25. Verschillende parameters kunnen uit de video's worden geëxtraheerd, waaronder lichaamshouding, traject, snelheid en type fouten25. Kinematische analyse kan worden gebruikt om subtiele veranderingen tijdens draadloze optogenetische manipulatie te detecteren 7,23.

Het gebruik van geminiaturiseerde light-emitting diodes (LED's) om licht te leveren via een draadloos head-mounted systeem maakt het mogelijk om op afstand optogenetische controle te hebben terwijl het dier de taak uitvoert. De draadloze optogenetische controller accepteert single-pulse of continue triggercommando's van een stimulator en stuurt infraroodsignalen (IR) naar een ontvanger die is aangesloten op de geminiaturiseerde LED23,26. Het huidige protocol combineert deze draadloze optogenetische benadering met snelle videografie van een behendigheidstaak om de rol van specifieke neuronale populaties te ontleden tijdens de uitvoering van fijn motorisch gedrag23. Omdat het een unimanuele taak is, maakt het het mogelijk om de deelname van structuren in beide hemisferen te beoordelen. Traditioneel regelen de hersenen de lichaamsbeweging op een zeer asymmetrische manier; taken met een hoge behendigheid vereisen echter zorgvuldige coördinatie en controle van vele hersenstructuren, waaronder ipsilaterale kernen en differentiële bijdrage van neuronale subpopulaties binnen kernen 10,20,21,22,23. Dit protocol laat zien dat subcorticale structuren van beide hemisferen de baan van de voorpoot23 regelen. Dit paradigma kan geschikt zijn om andere hersengebieden en modellen van hersenziekten te bestuderen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De procedures met betrekking tot diergebruik werden uitgevoerd volgens lokale en nationale richtlijnen en goedgekeurd door het overeenkomstige Institutional Animal Care and Use Committee (Institute of Cellular Physiology IACUC-protocol VLH151-19). Drd1-Cre transgene mannelijke muizen27, 35-40 dagen postnatale met C57BL/6 achtergrond werden gebruikt in het huidige protocol. Muizen werden gehouden onder de volgende omstandigheden: temperatuur 22±1 °C; vochtigheid 55%; lichtschema 12/12 uur met lichten uit om 19.00 uur en gespeend op postnatale dag 21. Gespeende pups werden gehuisvest in groepen van hetzelfde geslacht van 2-5. Dieren werden gehuisvest in statische behuizingen met micro-barrièretoppen. Het beddengoed bestond uit steriel espenkrullen. Knaagdierkorrels en RO-gezuiverd water werden ad libitum verstrekt, behalve wanneer dit werd opgemerkt.

1. Chirurgische ingrepen

  1. Bereid een LED-canule voor op de gewenste lengte volgens de dorsoventrale coördinaten van de structuur van belang (idealiter 0,5 mm langer om rekening te houden met de dikte van de schedel, voor het dorsolaterale striatum 3,5 mm) (figuur 1).
    1. Knip de glasvezel tot een lengte langer dan de uiteindelijke gewenste maat, slijp de vezelpunt tot de doellengte met ruw schuurpapier en polijst ten slotte de vezelpunt met fijn schuurpapier.
      OPMERKING: LED-canule is een glasvezel met een diameter van 250 μm die is bevestigd aan een infraroodontvanger (zie Tabel met materialen).
  2. Trek glazen pipetten (1,14 mm buitendiameter, 0,53 mm binnendiameter en 3,5 inch lengte) voor de nano-injector met een horizontale trekker (zie Tabel met materialen) en bewaar ze voor later. Programmeer de trekker in één lus om een tipdiameter van 15-20 μm te krijgen met een lange geleidelijke helling taps toelopend (4-5 mm).
  3. Bereid het operatiegebied voor door het stereotaxische apparaat, de kap, de micro-injector (zie Materiaaltabel) en de omliggende oppervlakken grondig te desinfecteren met 70% ethanol.
    OPMERKING: Een stereotaxisch muisapparaat is essentieel om Adeno Associated Virus (AAV's) nauwkeurig te injecteren en de LED-canule in het betreffende gebied te plaatsen.
  4. Draag de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen voor de procedure, waaronder een schone laboratoriumjas of chirurgische wegwerpjas, steriele handschoenen, gezichtsmasker en wegwerphoofdkap.
  5. Plaats de benodigde apparatuur dicht bij het operatiegebied, zoals steriele chirurgische hulpmiddelen, wattenstaafjes, oplossingen, micropipette, pipetpunten, haarvaten, microvulling met minerale olie en marker.
  6. Vul een pipet voor micro-injecties met minerale olie en plaats deze in de micro-injector. Zorg ervoor dat de micro-injector correct werkt door wat minerale olie uit te werpen.
    OPMERKING: Alle instrumenten die tijdens de operatie worden gebruikt, moeten worden geautoclaveerd en steriel zijn. Aseptische techniek moet worden gebruikt.
  7. Verdoof dieren met gasvormig isofluraan 4-5% om anesthesie te induceren en 1,2% gedurende de hele operatie met 0,5-1 l / min zuivere zuurstof. De operatie begint pas nadat het dier een punt van diepe anesthesie heeft bereikt, beoordeeld door de afwezigheid van pootontwenning na een lichte knijp.
    1. Controleer continu de ademhalingssnelheid en temperatuur van het dier. Houd de lichaamstemperatuur op peil door een verwarmingskussen op 34 °C te zetten.
  8. Breng een oogheelkundige zalf aan. Verwijder het haar van de hoofdhuid met een trimer en ontharingscrème. Veeg de hoofdhuid af met wattenstaafjes met 8% povidon-jodium (zie Tabel met materialen) en 70% ethanol, elk driemaal afgewisseld.
  9. Plaats de muis in het stereotaxische apparaat en zet het hoofd vast, zodat de schedel in de middelste en voorste achterste assen wordt geëgaliseerd.
  10. Maak een incisie van 1 cm met een scalpel door de hoofdhuid ter hoogte van de ogen langs de sagittale as. Trek de huid terug om de schedel bloot te leggen en reinig het botvlies met wattenstaafjes.
  11. Reinig het schedeloppervlak met zoutoplossing en steriele wattenstaafjes. Los eventuele bloedingen aan het oppervlak op met steriele absorberende oogsperen (zie Materiaaltabel) of vergelijkbaar steriel absorberend materiaal.
  12. Breng een druppel 2,5% waterstofperoxide aan met een wattenstaafje en laat het een paar seconden inwerken om de schedelnaden zichtbaar te maken en een betere referentie te hebben. Reinig na een paar seconden grondig met een schoon wattenstaafje.
  13. Plaats met de glazen pipet (15 μm eindpuntdiameter) bregma en lambda om te controleren of de schedel in de voorste-achterste as is geëgaliseerd.
    OPMERKING: Het wordt aanbevolen om een stereoscopische microscoop of USB-microscoop te hebben om de punt van de glazen pipet te zien. Als het nodig is, past u de hoogte van de mondhouder aan om de schedel waterpas te maken.
  14. Verplaats het capillair naar de geselecteerde anterieur-posterieure (AP) en mediaal-laterale (ML) coördinaten (dorsolateraal striatum AP 1,2 mm, ML 2,28 mm). Schilder een referentiepunt in de hoofdhuid boven de geselecteerde coördinaten met een steriele marker.
  15. Voer in het referentiepunt een craniotomie met een diameter van ~ 1 mm uit die zachte druk uitoefent op de schedel met een steriel roterend gereedschap of tandartsboor met een lage tot gemiddelde snelheid met een kleine ronde tandheelkundige boor (zie Tabel met materialen).
  16. Laad het capillair met 300-400 nL Cre-afhankelijk adeno-geassocieerd virus (AAV) zoals AAV1-dflox-hChR-2-mCherry om Channelrhodopsin of een AAV tot expressie te brengen om alleen het reportereiwit (bijv. mCherry) tot expressie te brengen als een controle in het betreffende gebied (zie Tabel met materialen). Controleer of de punt niet verstopt is en breng vervolgens de glazen pipet in de hersenen in op de gewenste dorso-ventrale (DV) coördinaten (dorsolaterale striatum DV -3,35 mm).
    1. Injecteer 200 nL met behulp van een automatische injector met een snelheid van 23 nL/s. Wacht 10 minuten na het beëindigen van de injectie, trek de glazen pipet langzaam terug om morsen te voorkomen.
      OPMERKING: Het is mogelijk om een naald van 30 G te gebruiken om te injecteren met de juiste micro-injector.
  17. Reinig en droog eventuele resten met wattenstaafjes.
  18. Bevestig de steriele glazen LED-canule aan de stereotaxische arm en kalibreer de coördinaten met bregma als referentie. Breng de canule zeer langzaam (300 μm/min) in om weefselbeschadiging te voorkomen en plaats deze 100 μm boven de injectieplaats.
  19. Zodra de LED-canule op zijn plaats zit, voegt u een druppel (100 μL) weefsellijm toe aan de rand van de craniotomie.
  20. Bereid tandheelkundig cementmengsel voor (zie Tabel met materialen) volgens de instructies van de fabrikant om de vezel aan de schedel te bevestigen.
    OPMERKING: Gebruik kort een gekoelde porseleinen schaal om meer werktijd te hebben voordat cement uitzet. Voeg 2 schepjes hars helder poeder toe aan de porseleinen schaal, voeg 4 druppels snelle basis en 1 druppel katalysator toe en meng goed. De poeder/vloeistofverhouding kan worden aangepast als een dunnere of dikkere viscositeit nodig is.
  21. Breng met een steriele borstel het tandcementmengsel beetje bij beetje rond de canuleconnector aan en bouw lagen op totdat de schedel bedekt is en de connector stevig aan de schedel is bevestigd, waardoor de pinnen volledig vrij blijven. Vermijd het krijgen van tandcement op de huid van de muis.
  22. Laat het volledig drogen.
  23. Sluit de huid rond het implantaat met weefsellijm (zie Tabel met materialen).
  24. Plaats de muis in een herstelkooi boven een verwarmingskussen bij 33 ° C. Controleer op de aanwezigheid van een of meer van de volgende tekenen van pijn / ongemak: 1) Gebogen, gebrek aan of vermindering van motorische activiteit, 2) Niet verzorgen weerspiegeld in een niet-gesneden vuile vacht, 3) Overmatig likken of krabben, roodheid op de incisieplaats, 4) agressief gedrag, 5) anorexia of uitdroging en 6) Gebrek aan nestvorming.
    OPMERKING: Houd de muis individueel gekooid tijdens alle procedures om te voorkomen dat het implantaat losraakt. In geval van loslating van de canule, voer euthanasie uit door 150 mg / kg natriumpentobarbital te injecteren, gevolgd door onthoofding nadat diepe anesthesie is bereikt.
  25. Injecteer subcutaan (SC) meloxicam 1 mg / kg eenmaal daags gedurende drie dagen na de operatie om analgesie te bieden.
  26. Wacht ten minste 7 dagen voor volledig herstel en 14 dagen voor opsinexpressie vóór verdere procedures.
    OPMERKING: Voer gedurende drie dagen elke 12 uur een postoperatieve follow-up uit en controleer vervolgens elke dag dieren tot de dag van euthanasie aan het einde van het experiment.

2. Reach-to-grasp training

  1. Start op dag 7 na de operatie met het voedseldeprivatieprotocol28. Weeg muizen gedurende drie opeenvolgende dagen om hun gemiddelde ad libitum lichaamsgewicht te bepalen. Plan vervolgens voedselbeperkingen in zodat de dieren voldoende voedingsstoffen krijgen om ongeveer 90% en niet minder dan 85% van het lichaamsgewicht te behouden.
    OPMERKING: Dit wordt bereikt door dagelijks 2,5-3 g voedsel te verstrekken. Controleer het gewicht van dieren dagelijks en scoor voor het algehele welzijn door het gedrag en uiterlijk van dieren te observeren, bijvoorbeeld het uiterlijk van de vacht en de ogen. Gebruik het scoresysteem voor lichaamscondities van referentie29.
  2. Tijdens de pre-training, training en testperiodes, voorzie elke muis dagelijks van 20 pellets (20 mg stofloze pellets met chocoladesmaak) (zie Tabel met materialen) (gegeten tijdens de taak of daarna) naast de standaard voedselpellets.
  3. Strooi drie dagen voor de gewenning 0,4 g / dier / dag 20 mg stofloze pellets met chocoladesmaak in hun thuiskooien, zodat muizen kennis maken met de pellets die als beloning dienen tijdens de reach-to-grab-taak.
  4. Laat muizen wennen door ze een dag voor de pre-training 10 minuten in de testkamer te plaatsen met pellets verspreid over de kamervloer (figuur 1A).
  5. Laat dagelijks voedsel toe na training en testen. Houd elke dag een vergelijkbaar schema aan.
  6. Plaats de muizen op de eerste dag van de pre-training in de reach-to-grab-kamer en observeer van voren. Plaats de pellets voor de kamer dicht bij de opening, zodat ze de pellets gaan consumeren. In dit stadium mogen muizen de pellets in elke vorm grijpen.
  7. Plaats de pellets op dag twee van de pre-training steeds verder van de opening totdat ze bij de inkeping (1 cm van de opening) komen, zodat muizen hun reach-to-grab-beweging kunnen vormen (figuur 1C).
  8. Train muizen om naar de achterkant van de kooi te rennen en terug te keren naar de kooiopening om de volgende voedselkorrel te ontvangen als een strategie om proeven te individualiseren.
    OPMERKING: Dit kan worden bereikt door te wachten tot de muis zich achterin de kooi bevindt voordat u voor elke proef een pellet in de inkeping plaatst.
  9. Plaats pellets die door hun rechter- of linkerpoot moeten worden vastgepakt.
    OPMERKING: Muizen beginnen bij voorkeur één poot te gebruiken om te grijpen, die de volgende dagen van training en testen zal worden gebruikt.
  10. Train dieren gedurende 6 dagen in dagelijkse sessies van 20 proeven of tot een maximum van 10 minuten verstreken. Plaats vanaf dag 2 van de training de mock-ontvanger (afmetingen 12 x 18 x 7 mm, 1 g, zie Materialentabel), zodat muizen tijdens het uitvoeren van de taak gewend raken aan het gewicht (figuur 1B). Scoor elke dag het aantal hit and missed trials.
  11. Neem gedrag op met een gewone camera en leg 30-60 frames / s vast vanaf de voorkant van de kamer. Daarnaast kan men een spiegel onder de trainingskamer plaatsen in een hoek van 45° om de houding van de dieren te monitoren (figuur 1D,E).
  12. Monteer voor post-hoc kinematische analyse (figuur 2) een hogesnelheidscamera (zie materiaaltabel) onder een hoek van 45° om vanaf de zijkant van de kooi op te nemen. Als een 3D-analyse vereist is, plaatst u een tweede hogesnelheidscamera om op te nemen in een hoek van 35 ° vanaf de voorkant van de kamer; beide camera's moeten in de rechter- of linkerkant van de kooi worden geplaatst, afhankelijk van de zijdelingse houding van de dieren en moeten met dezelfde framesnelheid vastleggen engesynchroniseerd zijn 7 (figuur 3D,E).
  13. Stel de hogesnelheidscamera's in op 100 frames/s met indien mogelijk een resolutie van 376 x 252 pixels of meer. Plaats witte piepschuimwanden achter de zijkanten en achterkant van de kamer om de achtergrond te verminderen en het contrast te verhogen (figuur 1E).
  14. Vervang op de testdag de mock unit door een infraroodontvanger voor draadloze optogenetische stimulatie (figuur 1B,C).
  15. Wanneer muizen beginnen te reiken, draait u de LED-canule handmatig met de afstandsbediening om een continue stimulatie te hebben voor de tijd dat het gedrag wordt uitgevoerd en niet langer dan 2 s. Het programmeren van een automatisch stimulatieparadigma heeft de voorkeur. Het stimulatieapparaat activeert een LED van 470 nm (blauw licht) met een intensiteit aan de punt van 1,0 mW/mm2.
  16. Verzamel de video's voor verder onderzoek, inclusief scoring en kinematische analyse.

3. Post-hoc histologische bevestiging

  1. Bevestig na voltooiing van een experiment de virale expressie en led-canuleplaatsing. Verdoof het dier met een cocktail van ketamine 100 mg/kg en xylazine 10 mg/kg. Zodra de muis tekenen van diepe anesthesie vertoont (stap 1.7), perfuseer met ijskoude fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS) gevolgd door 4% PFA.
  2. Verwijder de geïmplanteerde canule voorzichtig door de connector stevig vast te pakken met een tang en voorzichtig omhoog te trekken.
  3. Extract en post-fix de hersenen gedurende 24 uur in 4% PFA23.
  4. Voer wasbeurten van 3-10 minuten uit met PBS.
  5. Snijd de hersenen in secties van 50 μm met behulp van een microtoom (zie Tabel met materialen).
  6. Monteer de secties in dia's met hard ingestelde montagemedia met DAPI om kernen te beitsen en dia's af te dekken.
  7. Observeer na het drogen de secties onder de confocale microscoop en controleer de locatie en expressie van de geïmplanteerde canule en expressie van Ch2R gefuseerd met fluorescerend eiwit.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De reach-to-grasp-taak is een paradigma dat veel wordt gebruikt om vormgeving, leren, prestaties en kinematica van fijne vaardigheidsbewegingen onder verschillende experimentele manipulaties te bestuderen. Muizen leren de taak in een paar dagen uit te voeren en bereiken meer dan 55% nauwkeurigheid bij het bereiken van een plateau na 5 dagen training (figuur 2A, B). Net als wat eerder is gemeld, voert een percentage dieren de taak niet naar behoren uit (29,62%), en die moeten...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het gebruik van optogenetische manipulatie van neuronale populaties in goed gedefinieerde gedragsparadigma's bevordert onze kennis over de mechanismen die ten grondslag liggen aan motorische controle 7,23. Draadloze methoden zijn vooral geschikt voor taken die tests op meerdere dieren of vrije beweging vereisen34,35. Niettemin, naarmate technieken en apparaten worden verfijnd, zou het de go-to-optie moete...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen onthullingen te hebben gedaan.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het UNAM-PAPIIT-project IA203520. We bedanken de IFC-dierenfaciliteit voor hun hulp bij het onderhoud van muizenkolonies en de rekeneenheid voor IT-ondersteuning, in het bijzonder aan Francisco Perez-Eugenio.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Anaesthesia machineRWDR583SIsoflurane vaporizer
AnesketPiSAKetamine
BreadboardThorlabsMB3090/MSolid aluminum optical breadboard
Camera lenseCanon50mmf/ 1.4 manual focus lenses (c-mount)
Camera systemBrainVisionMiCAM02Camera controller and synchronizer
Cotton swabs
CS solutionPiSASodium chloride solution 9%
Customized training chamberIn house
Drill bit #105Dremel2 615 010 5AEEngraving cutter
Dustless precission chocolate pelletsBio-ServF05301
Ethyl AlcoholJ.T.  Baker9000-02Ethanol
EyespearsUltracell40400-8Eyespears of absorbent PVA material
FlurisoVetOneV1 502017-250Isoflurane
Glass capillariesDrumond Scientific3-000-203-G/XPipettes for NanoJect II
Hidrogen peroxideFarmacomAntiseptic
High-speed cameraBrainVisionMiCAM02-CMOSMonochrome high-speed cameras
Infrared emmiterTeleopto
Insulin syringe
LED cannulaTeleoptoTelC-c-l-dLED cannula 250um 487nm light
Micropipette 10 uLEppendorfZ740436
Micro-pipette pullerSutterP-87Horizontal puller
Microscope LSM780ZeissConfocal microscope
Microtome
Mock receiverTeleopto
NanoJect IIDrumond Scientific3-000-204Micro injector
Oxygen tankInfrana
pAAV-EF1a-double.floxed-hChR2(H134R)-mCherry-WPRE- HGHpAAddgene20297Viral vector for ChR-2 expression
Parafilm
ParaformaldehydeSigmaP-6148
Phosphate saline bufferSigmaP-4417Phosphate saline buffer tablets
Pipette tips 10 uLThermoFisherAM126350.5-10 uL  volume
PisabentalPiSASodium pentobarbital
PlexiglasscommercialAcrylic sheet
Povidone iodineFarmacomAntiseptic
ProcinPiSAXylacine
PuralubePerrigo pharma1228112Eye lubricant 15% mineral oil/85% petrolatum
Rotary toolKmoonMini grinderStandard
Scalpel
Scalpel blade
Stereotaxic apparatusStoelting51730DDigital apparatus
Super-Bond C&BSun MedicalDental cement
Surgical dispossable cap
Teleopto remote controllerTeleopto
Tg Drd1-Cre mouse lineGensat036916-UCDTransgene insertion FK150Gsat
Tissue adhesive3M Vetbond1469SB
TPI Vibratome 1000 plusPeicoMicrotome
Vectashield mounting media with DAPIVector laboratoriesH-1200Mounting media
Wireless receiverTeleoptoTELER-1-P

Referenties

  1. Balbinot, G., et al. Post-stroke kinematic analysis in rats reveals similar reaching abnormalities as humans. Scientific Report. 8 (1), 8738(2018).
  2. Klein, A., Sacrey, L. A., Whishaw, I. Q., Dunnett, S. B. The use of rodent skilled reaching as a translational model for investigating brain damage and disease. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 36 (3), 1030-1042 (2012).
  3. MacLellan, C. L., Gyawali, S., Colbourne, F. Skilled reaching impairments follow intrastriatal hemorrhagic stroke in rats. Behavioural Brain Research. 175 (1), 82-89 (2006).
  4. Evenden, J. L., Robbins, T. W. Effects of unilateral 6-hydroxydopamine lesions of the caudate-putamen on skilled forepaw use in the rat. Behavioural Brain Research. 14 (1), 61-68 (1984).
  5. Rodgers, R. A., Travers, B. G., Mason, A. H. Bimanual reach to grasp movements in youth with and without autism spectrum disorder. Frontiers in Psychology. 9, 2720(2019).
  6. Sacrey, L. A. -O., Zwaigenbaum, L., Bryson, S., Brian, J., Smith, I. M. The reach-to-grasp movement in infants later diagnosed with autism spectrum disorder: a high-risk sibling cohort study. Journal of Neurodevelopmental Disorders. 10 (1), 41(2018).
  7. Azim, E., Jiang, J., Alstermark, B., Jessell, T. M. Skilled reaching relies on a V2a propriospinal internal copy circuit. Nature. 508 (7496), 357-363 (2014).
  8. Marques, J. M., Olsson, I. A. Performance of juvenile mice in a reach-to-grasp task. Journal of Neuroscience Methods. 193 (1), 82-85 (2010).
  9. Miklyaeva, E. I., Castaneda, E., Whishaw, I. Q. Skilled reaching deficits in unilateral dopamine-depleted rats: Impairments in movement and posture and compensatory adjustments. The Journal of Neuroscience. 14 (11), Pt 2 7148-7158 (1994).
  10. Vaidya, M., Kording, K., Saleh, M., Takahashi, K., Hatsopoulos, N. G. Neural coordination during reach-to-grasp. Journal of Neurophysiology. 114 (3), 1827-1836 (2015).
  11. Wang, X., et al. Deconstruction of corticospinal circuits for goal-directed motor skills. Cell. 171 (2), 440-455 (2017).
  12. Xu, T., et al. Rapid formation and selective stabilization of synapses for enduring motor memories. Nature. 462 (7275), 915-919 (2009).
  13. Ian, Q. W., Sergio, M. P. The structure of skilled forelimb reaching in the rat: A proximally driven movement with a single distal rotatory component. Behavioural Brain Research. 41 (1), 49-59 (1990).
  14. Proske, U., Gandevia, S. C. The proprioceptive senses: their roles in signaling body shape, body position and movement, and muscle force. Physiological Reviews. 92 (4), 1651-1697 (2012).
  15. Yttri, E. A., Dudman, J. T. Opponent and bidirectional control of movement velocity in the basal ganglia. Nature. 533 (7603), 402-406 (2016).
  16. Donchin, O., Gribova, A., Steinberg, O., Bergman, H., Vaadia, E. Primary motor cortex is involved in bimanual coordination. Nature. 395 (6699), 274-278 (1998).
  17. Brus-Ramer, M., Carmel, J. B., Martin, J. H. Motor cortex bilateral motor representation depends on subcortical and interhemispheric interactions. The Journal of Neuroscience. 29 (19), 6196-6206 (2009).
  18. d'Avella, A., Saltiel, P., Bizzi, E. Combinations of muscle synergies in the construction of a natural motor behavior. Nature Neuroscience. 6 (3), 300-308 (2003).
  19. Fattori, P., et al. Hand orientation during reach-to-grasp movements modulates neuronal activity in the medial posterior parietal area V6A. The Journal of Neuroscience. 29 (6), 1928-1936 (2009).
  20. vanden Berg, F. E., Swinnen, S. P., Wenderoth, N. Excitability of the motor cortex ipsilateral to the moving body side depends on spatio-temporal task complexity and hemispheric specialization. PLoS One. 6 (3), 17742(2011).
  21. vanden Berg, F. E., Swinnen, S. P., Wenderoth, N. Involvement of the primary motor cortex in controlling movements executed with the ipsilateral hand differs between left- and right-handers. Journal of Cognitive Neuroscience. 23 (11), 3456-3469 (2011).
  22. Verstynen, T., Diedrichsen, J., Albert, N., Aparicio, P., Ivry, R. B. Ipsilateral motor cortex activity during unimanual hand movements relates to task complexity. Journal of Neurophysiology. 93 (3), 1209-1222 (2005).
  23. Lopez-Huerta, V. G., et al. Striatal bilateral control of skilled forelimb movement. Cell Reports. 34 (3), 108651(2021).
  24. Lopez-Huerta, V. G., et al. The neostriatum: two entities, one structure. Brain Structure and Function. 221 (3), 1737-1749 (2016).
  25. Becker, M. I., Calame, D. J., Wrobel, J., Person, A. L. Online control of reach accuracy in mice. Journal of Neurophysiology. 124 (6), 1637-1655 (2020).
  26. Jaidar, O., et al. Synchronized activation of striatal direct and indirect pathways underlies the behavior in unilateral dopamine-depleted mice. European Journal of Neuroscience. 49 (11), 1512-1528 (2019).
  27. Gong, S., et al. Targeting Cre recombinase to specific neuron populations with bacterial artificial chromosome constructs. The Journal of Neuroscience. 27 (37), 9817-9823 (2007).
  28. Rowland, N. E. Food or fluid restriction in common laboratory animals: balancing welfare considerations with scientific inquiry. Comparative Medicine. 57 (2), 149-160 (2007).
  29. Ullman-Culleré, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: a rapid and accurate method for assessing health status in mice. Laboratory Animal Science. 49 (3), 319-323 (1999).
  30. Chen, C. C., Gilmore, A., Zuo, Y. Study motor skill learning by single-pellet reaching tasks in mice. Journal of Visualized Experiments. (85), e51238(2014).
  31. Fink, A. J., et al. Presynaptic inhibition of spinal sensory feedback ensures smooth movement. Nature. 509 (7498), 43-48 (2014).
  32. Li, Q., et al. Refinement of learned skilled movement representation in motor cortex deep output layer. Nature Communication. 8, 15834(2017).
  33. Overduin, S. A., d'Avella, A., Carmena, J. M., Bizzi, E. Microstimulation activates a handful of muscle synergies. Neuron. 76 (6), 1071-1077 (2012).
  34. Miyazaki, T., et al. Large Timescale interrogation of neuronal function by fiberless optogenetics using lanthanide micro-particles. Cell Reports. 26 (4), 1033-1043 (2019).
  35. Yang, Y., et al. Wireless multilateral devices for optogenetic studies of individual and social behaviors. Nature Neuroscience. 24 (7), 1035-1045 (2021).
  36. Kampasi, K., et al. Fiberless multicolor neural optoelectrode for in vivo circuit analysis. Scientific Reports. 6, 30961(2016).
  37. Allen, B. D., Singer, A. C., Boyden, E. S. Principles of designing interpretable optogenetic behavior experiments. Learning & Memory. 22 (4), 232-238 (2015).
  38. Packer, A. M., et al. Nature Methods. 9, 1202-1205 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Draadloze optogeneticafijne motoriekhogesnelheidsvideografieunimanuale behendigheidstaakD1 spiny projection neuronsstereotaxische chirurgiechannelrhodopsine-expressiereach-to-grasp-taakstriatale circuitry
In vivo Draadloze optogenetische controle van bekwaam motorisch gedrag
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.