Methodenartikel

De spiermanchet regeneratieve perifere zenuwinterface voor de versterking van intacte perifere zenuwsignalen

DOI:

10.3791/63222

⸱

13 januari 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Section of Plastic Surgery, The University of Michigan Health System, 2Department of Biomedical Engineering, The University of Michigan, Ann Arbor

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit manuscript biedt een innovatieve methode voor het ontwikkelen van een biologische perifere zenuwinterface genaamd de Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI). Deze chirurgische constructie kan de bijbehorende perifere zenuw efferente signalen versterken om nauwkeurige detectie van motorische intentie en de potentiële controle van exoskeletapparaten te vergemakkelijken.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Robotische exoskeletten hebben onlangs bekendheid gekregen op het gebied van revalidatiegeneeskunde als een veelbelovende modaliteit voor functioneel herstel voor die personen met extremiteitszwakte. Het gebruik ervan blijft echter grotendeels beperkt tot onderzoeksinstellingen, die vaak fungeren als een middel ter ondersteuning van statische extremiteiten, omdat motorische detectiemethoden onbetrouwbaar blijven. Perifere zenuwinterfaces zijn ontstaan als een mogelijke oplossing voor deze tekortkoming; vanwege hun inherent kleine amplitudes kunnen deze signalen echter moeilijk te onderscheiden zijn van achtergrondgeluid, waardoor hun algehele motordetectienauwkeurigheid wordt verlaagd. Omdat de huidige interfaces afhankelijk zijn van abiotische materialen, kan inherente materiaalafbraak optreden naast de reactie van vreemd lichaamsweefsel in de loop van de tijd, wat hun nauwkeurigheid verder beïnvloedt. De Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) is ontworpen om deze geconstateerde complicaties te overwinnen. Bestaande uit een segment van vrij spiertransplantaat dat omtrekig is bevestigd aan een intacte perifere zenuw, regenereert het construct en wordt het na verloop van tijd opnieuw geïnnerveerd door de ingesloten zenuw. Bij ratten heeft dit construct het vermogen aangetoond om de motorische efferente actiepotentialen van een perifere zenuw tot 100 keer de normale waarde te versterken door het genereren van samengestelde spieractiepotentialen (CMAP's). Deze signaalversterking vergemakkelijkt een zeer nauwkeurige detectie van motorintentie, waardoor mogelijk betrouwbaar gebruik van exoskeletapparaten mogelijk wordt.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alleen al in de Verenigde Staten worden ongeveer 130 miljoen mensen getroffen door neuromusculaire en musculoskeletale aandoeningen, wat resulteert in meer dan $ 800 miljard aan jaarlijkse economische impact 1,2. Deze groep aandoeningen is meestal secundair aan pathologie in het zenuwstelsel, op de neuromusculaire overgang of in de spier zelf3. Ondanks de verscheidenheid aan pathologische oorsprongen, deelt de meerderheid een zekere mate van extremiteitszwakte 1,3. Helaas is deze zwakte vaak permanent gezien de beperkingen in neurale en spierweefselregeneratie, vooral in de setting van ernstig trauma 4,5,6.

Algoritmen voor de behandeling van extremiteitszwakte hebben zich klassiek gericht op revalidatieve en ondersteunende maatregelen, vaak afhankelijk van het benutten van de mogelijkheden van de resterende intacte ledematen (stokken, rolstoelen, enz.) 7. Deze strategie schiet echter tekort voor degenen wiens zwakte niet beperkt is tot een enkele extremiteit. Met recente innovaties in robottechnologieën zijn geavanceerde exoskeletapparaten ontwikkeld die de extremiteitsfunctionaliteit herstellen voor mensen die leven met extremiteitszwakte 8,9,10,11,12,13. Deze robotische exoskeletten zijn vaak aangedreven, draagbare apparaten die kunnen helpen bij het initiëren en beëindigen van beweging of onderhoud van de ledemaatpositie, waardoor een variërende hoeveelheid kracht wordt geboden die individueel kan worden aangepast voor de gebruiker 8,9,10,11,12,13 . Deze apparaten worden geclassificeerd als passief of actief, afhankelijk van hoe ze motorische ondersteuning bieden aan de gebruiker: actieve apparaten bevatten elektrische actuatoren die het vermogen van de gebruiker vergroten, terwijl passieve apparaten energie opslaan van de bewegingen van de gebruiker om deze terug te geven aan de gebruiker wanneer dat nodig is14. Omdat actieve apparaten de mogelijkheid hebben om de vermogensmogelijkheden van een gebruiker te vergroten, worden deze apparaten veel vaker gebruikt in de setting van extremiteitszwakte[14].

Om de motorische intentie in deze populatie te bepalen, vertrouwen moderne exoskeletten vaak op patroonherkenningsalgoritmen die worden gegenereerd uit elektromyografie (EMG) van distale ledemaatspieren 8,15,16,17 of oppervlakte-elektro-encefalografie (sEEG) van de hersenen 18,19,20 . Ondanks de belofte van deze detectiemodaliteiten, hebben beide opties aanzienlijke beperkingen die wijdverbreid gebruik van deze apparaten uitsluiten. Aangezien sEEG signalen op microvoltniveau transcraniaal 18,19,20 detecteert, richt de kritiek zich vaak op het onvermogen om deze signalen te onderscheiden van achtergrondruis21. Wanneer achtergrondruis vergelijkbaar is met het gewenste opnamesignaal, produceert dit lage signaal-ruisverhoudingen (SNR's), wat resulteert in onnauwkeurige motordetectie en classificatie22,23. Nauwkeurige signaaldetectie is bovendien afhankelijk van stabiel hoofdhuidcontact met lage impedantie21, dat aanzienlijk kan worden beïnvloed door de aanwezigheid van grof / dik haar, gebruikersactiviteit en zelfs zweten22,24. EMG-signalen daarentegen zijn enkele magnituden groter in amplitude, waardoor een grotere nauwkeurigheid van de motorsignaaldetectie mogelijk is 15,18,25. Dit brengt echter kosten met zich mee, omdat nabijgelegen spieren het signaal kunnen besmetten, waardoor de vrijheidsgraden die door het apparaat kunnen worden bestuurd 16,17,25 en een onvermogen om diepe spierbewegingen te detecteren 25,26,27,28 afnemen. Het belangrijkste is dat EMG niet kan worden gebruikt als een controlemethode wanneer er sprake is van aanzienlijk spiercompromis en volledige afwezigheid van weefsel29.

Om de ontwikkeling van robotachtige exoskeletten te bevorderen, is consistente en nauwkeurige detectie van de motorische intentie van de beoogde gebruiker vereist. Interfaces die het perifere zenuwstelsel gebruiken, zijn ontstaan als een veelbelovende interfacetechniek, gezien hun relatief eenvoudige toegang en functionele selectiviteit. Huidige interfacingmethoden voor perifere zenuwen kunnen invasief of niet-invasief zijn en vallen meestal binnen een van de drie categorieën: extraneurale elektroden 30,31,32,33, intrafasciculare elektroden 34,35,36 en penetrerende elektroden 37,38,39,40 . Aangezien perifere zenuwsignalen zich over het algemeen op het niveau van microvolts bevinden, kan het moeilijk zijn om deze signalen te onderscheiden van vergelijkbare amplitude-achtergrondruis 41,42, wat de algehele motordetectienauwkeurigheid van de interface vermindert. Deze lage signaal-ruisverhoudingen (SNR) verslechteren vaak in de loop van de tijd als gevolg van verslechterende elektrode-impedantie43 die wordt geproduceerd door afbraak van het apparaat39,43, of lokale reactie van vreemd lichaam die littekenweefsel rond het apparaat produceert en / of lokale axonale degeneratie37,44. Hoewel deze tekortkomingen over het algemeen kunnen worden opgelost met reoperatie en implantatie van een nieuwe perifere zenuwinterface, is dit geen levensvatbare langetermijnoplossing omdat met vreemd lichaam geassocieerde reacties zouden blijven optreden.

Om deze lokale weefselreacties te voorkomen die worden gegenereerd door de interactie van perifere zenuwen met abiotische interfaces, is een interface met een biologische component noodzakelijk. Om deze tekortkoming aan te pakken, werd de Regenerative Peripheral Nerve Interface (RPNI) ontwikkeld om getranseceerde perifere zenuwen te integreren in de resterende ledematen van mensen met amputaties met prothetische apparaten 45,46,47,48. Fabricage van de RPNI omvat chirurgische implantatie van een getranseceerde perifere zenuw in een segment van autoloog vrij spiertransplantaat, waarbij revascularisatie, regeneratie en renervatie in de loop van de tijd plaatsvinden. Door het genereren van milli-volt niveau samengestelde spieractiepotentialen (CMAP's), is de RPNI in staat om het microvoltniveausignaal van zijn ingesloten zenuw met verschillende magnituden te versterken, waardoor nauwkeurige detectie van motorintentie 45,48,49 mogelijk wordt. Er is het afgelopen decennium een aanzienlijke ontwikkeling van de RPNI geweest, met opmerkelijk succes in het versterken en verzenden van efferente motorische zenuwsignalen in zowel dier50,51- alshumane 47-proeven, waardoor een zeer nauwkeurige prothetische apparaatbesturing met meerdere vrijheidsgraden mogelijk is.

Personen met extremiteitszwakte maar intacte perifere zenuwen zouden op dezelfde manier baat hebben bij een zeer nauwkeurige detectie van motorische intentie via perifere zenuwinterfaces om exoskeletapparaten te besturen. Omdat de RPNI werd ontwikkeld voor integratie met getranseceerde perifere zenuwen, zoals bij personen met amputaties, waren chirurgische aanpassingen noodzakelijk. Voortbouwend op de ervaring met de RPNI werd de Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) ontwikkeld. Bestaande uit een vergelijkbaar segment van vrije spiertransplantaat als in de RPNI, is het in plaats daarvan omtrek gebonden aan een intacte perifere zenuw (figuur 1). Na verloop van tijd regenereert het en wordt het opnieuw geïnnerveerd door collateral axonale kieming, versterkt en vertaalt deze efferente motorische zenuwsignalen naar EMG-signalen die enkele ordes van grootte groter zijn52. Omdat de MC-RPNI biologisch van oorsprong is, vermijdt het de onvermijdelijke reactie van het vreemde lichaam die optreedt bij perifere zenuwinterfaces die momenteel in gebruik zijn52. Bovendien verleent de MC-RPNI de mogelijkheid om meerdere vrijheidsgraden tegelijkertijd te controleren, omdat ze op distally ontlede zenuwen naar individuele spieren kunnen worden geplaatst zonder significante kruisbesprekingen, zoals eerder is aangetoond in RPNIs49. Ten slotte kan de MC-RPNI onafhankelijk van de distale spierfunctie werken omdat deze op de proximale zenuw wordt geplaatst. Gezien de voordelen ten opzichte van de huidige perifere zenuwinterfaces, houdt de MC-RPNI een aanzienlijke belofte in voor het leveren van een veilige, nauwkeurige en betrouwbare methode voor exoskeletcontrole.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierprocedures en experimenten werden uitgevoerd met de goedkeuring van het Institutional Care and Use of Animals Committee (IACUC) van de Universiteit van Michigan. Mannelijke en vrouwelijke Fischer F344- en Lewis-ratten (~ 200-300 g) op de leeftijd van 3-6 maanden worden het vaakst gebruikt in experimenten, maar elke stam kan theoretisch worden gebruikt. Als donorratten worden gebruikt in plaats van autologe spiertransplantaten, moeten donorratten isogeen zijn voor de experimentele stam. Ratten krijgen zowel pre- als postoperatief vrije toegang tot voedsel en water. Na terminale eindpuntevaluaties wordt euthanasie uitgevoerd onder diepe anesthesie met intra-cardiale kaliumchloride-injectie gevolgd door een secundaire methode van bilaterale pneumothorax.

1. Experimentele voorbereiding van de rat

  1. Verdoof de experimentele rat met behulp van een oplossing van 5% isofluraan in zuurstof bij 0,8-1,0 l / min in een inductiekamer. Zodra adequate anesthesie is bereikt en bevestigd met de afwezigheid van corneareflex, plaatst u de rat op een rebreatherneuskegel met isofluraan verlaagd tot 1,75% -2,25% voor onderhoud van anesthesie.
  2. Injecteer een oplossing van 0,02-0,03 ml Carprofen (50 mg / ml) in 0,2 ml steriele zoutoplossing met een naald van 27 g in het onderhuidse vlak tussen de schouderbladen voor peri- en postoperatieve analgesie.
  3. Breng steriele oogzalf aan op beide ogen om hoornvlieszweren te voorkomen terwijl u verdoofd bent.
  4. Scheer met behulp van een elektrisch scheermes het laterale deel van de bilaterale onderste ledematen, dat zich uitstrekt van het heupgewricht, over de dij en naar het dorsale oppervlak van de poot.
  5. Steriliseer de chirurgische site door eerst af te vegen met een alcoholvoorbereidingspad, gevolgd door het aanbrengen van povidon-jodiumoplossing, eindigend met een laatste reiniging met een nieuw alcoholvoorbereidingspad om de resterende povidon-jodiumoplossing te verwijderen. Herhaal dit afwisselende reinigingsproces drie keer om de steriliteit te behouden.
    OPMERKING: Dit kan een dermatologische irriterende stof zijn; zorg ervoor dat het grootste deel van de oplossing wordt verwijderd.

2. Voorbereiding van het spiertransplantaat

  1. Plaats de rat op een verwarmingskussen onder een chirurgische microscoop met een intraorale lichaamstemperatuursonde naar keuze voor het bewaken van de lichaamstemperatuur. Behoud isofluraan op 1,75% -2,25% en zuurstof op 0,8-1,0 l /min.
  2. Maak een longitudinale incisie langs het voorste aspect van de gewenste donorachterhoek die zich uitstrekt van net boven de enkel tot net onder de knie met een # 15 scalpel.
  3. Ontleed door het onderliggende onderhuidse weefsel met behulp van een scherpe irisschaar om de onderliggende spieren en distale pezen bloot te leggen, net proximaal aan het enkelgewricht. Tibialis anterior (TA) is de grootste en meest anterieure van de spieren; de extensor digitorum longus (EDL) spier is net diep en achter deze spier te vinden. Isoleer de EDL-spier en de distale pees van de omliggende spieren.
  4. Zorg voor isolatie van de juiste pees door beide tanden van een tang of irisschaar onder de distale pees net proximaal aan het enkelgewricht in te brengen. Oefen opwaartse druk uit op de pees door de tang of irisschaar te openen. Deze beweging moet een gelijktijdige verlenging van alle tenen tegelijkertijd produceren. Als geïsoleerde enkel dorsiflexie, enkeleversie of dorsiflexie met één teen optreedt, is de verkeerde pees geïsoleerd.
  5. Voer een distale tenotomie van de EDL-spier uit ter hoogte van de enkel met een scherpe irisschaar en ontleed de spier vrij van omliggende weefsels die proximaal naar zijn tendineuze oorsprong werken.
  6. Zodra de proximale pees is gevisualiseerd, voert u een proximale tenotomie uit met behulp van een scherpe irisschaar om het transplantaat te bevrijden.
  7. Knip beide tendineuze uiteinden van het spiertransplantaat en knip op de gewenste lengte met een scherpe irisschaar.
    OPMERKING: Grafts van 8-13 mm zijn met succes gebruikt; de meest gebruikte lengte is echter 10 mm.
  8. Maak aan de ene kant van het spiertransplantaat een longitudinale incisie over de gehele getrimde lengte om de plaatsing van de zenuw in het spiertransplantaat te vergemakkelijken en contact van de zenuw met endomysium te bieden.
  9. Plaats het voorbereide spiertransplantaat in een zoutoplossing bevochtigd gaasje om uitdroging van het weefsel te voorkomen.
  10. Sluit de huid boven de donorplaats met 4-0 chromische hechting op een lopende manier.

3. Gemeenschappelijke peroneuszenisolatie en -voorbereiding

  1. Markeer de chirurgische incisie, die zich uitstrekt van een lijn ~ 5 mm van de ischiasinkeping, die zich uitstrekt tot net inferieur aan het kniegewricht. Zorg ervoor dat deze markering inferieur is aan en schuin verwijderd is van het dijbeen dat eronder kan worden gepalpeerd.
  2. Insnijden door de huid en onderhuidse weefsels langs de gemarkeerde incisielijn met een # 15 mes. Snijd voorzichtig door de onderliggende biceps femoris fascia en zorg ervoor dat u zich niet door de hele diepte van de spier uitstrekt, omdat de heupzenuw er net onder ligt.
  3. Gebruik een stompe kleine schaar of een hemostat, ontleed zorgvuldig door de biceps femoris spier.
    OPMERKING: De heupzenuw reist in deze ruimte onder de biceps, ongeveer in dezelfde richting gericht als de incisie op de huid. Er zijn drie opmerkelijke heupzenuwtakken: sural (meest achterste en kleinste van de zenuwen), tibial (meestal de meest anterieure, maar deze zenuw duikt altijd diep naar het kniegewricht) en common peroneal (meestal gelegen tussen tibiale en surale, reist altijd boven het kniegewricht).
  4. Identificeer de gemeenschappelijke peroneale (CP) zenuw en isoleer deze zorgvuldig van de omliggende zenuwen met behulp van een paar microtangen en microscharen. Verwijder alle omliggende bindweefsels uit de middelste 2 cm van de zenuw. Zorg ervoor dat u de CP-zenuw niet verplettert met een tang in dit proces, omdat crush-letsel de eindpuntresultaten kan veranderen.
  5. Voer over het meest centrale deel van de bevrijde CP-zenuw een epineuriaal venster uit door 25% van het epineurium langs de lengte van de zenuw te verwijderen die overeenkomt met de gewenste lengte van het spiertransplantaat.
  6. Om dit uit te voeren, houdt u het proximale epineurium met microtang vast, snijdt u in het epineurium dat onmiddellijk ten grondslag ligt aan een microdissectieschaar en verwijdert u ~ 25% van het epineurium dat distaal langs de zenuw reist. Zorg ervoor dat u dit segment in één stuk verwijdert, omdat meerdere pogingen onregelmatige epineuriale verwijdering kunnen veroorzaken, waardoor het risico op zenuwletsel toeneemt.
    OPMERKING: Het zenuwweefsel dat ten grondslag ligt aan het epineurium heeft een goo-achtige textuur; het opmerken van deze kwaliteit van de zenuw zorgt ervoor dat het juiste weefselvlak is verwijderd.

4. MC-RPNI construct fabricage

  1. Verwijder het spiertransplantaat uit het zoutoplossing bevochtigde gaas en plaats het onder het centrale deel van de CP-zenuw waar het epineuriale venster is ontstaan. Draai de zenuw 180° zodat het epineuriale venstergedeelte contact maakt met intacte spieren en niet ten grondslag ligt aan de uiteindelijke hechtlijn.
  2. Een 8-0 gebruiken nylon hechting, hecht het epineurium van de CP-zenuw zowel proximaal als distaal aan het spiertransplantaat in de groef die in stap 2.8 is gecreëerd met behulp van eenvoudige onderbroken hechtingen om epineurium aan endomysium te binden.
    OPMERKING: Plaats deze hechtingen en zorg ervoor dat de spier op normale rustlengte is. Het te veel uitrekken of comprimeren van de spier kan later van invloed zijn op de regeneratie en signaleringsmogelijkheden.
  3. Omtrek de randen van het spiertransplantaat rond de nu beveiligde zenuw en hechting op hun plaats met behulp van eenvoudige onderbroken 8-0 nylon steken (~ 4-6 afhankelijk van de lengte).
  4. Zodra hemostase is bereikt, sluit u de biceps femoris fascia over de constructie met 5-0 chromische hechting op lopende wijze.
  5. Sluit de bovenliggende huid op lopende wijze af met een 4-0 chromische hechting.
  6. Reinig het operatiegebied met een alcoholvoorbereidingspad en breng antibiotische zalf aan.
  7. Beëindig de inhalatie-verdoving en plaats de rat in een schone kooi geïsoleerd van kooigenoten en laat herstellen met voedsel en water ad lib.
  8. Zodra de rat voldoende is hersteld, plaatst u hem terug bij kooigenoten in een schone kooi.
    OPMERKING: Deze constructies vereisen een rijping van minimaal drie maanden om adequate zenuwsignaalversterking te produceren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MC-RPNI chirurgische fabricage wordt beschouwd als een peri-operatief falen als ratten de opkomst van chirurgische anesthesie niet overleven of een infectie ontwikkelen binnen een week na de operatie. Eerder onderzoek heeft aangetoond dat een rijpingsperiode van 3 maanden zal resulteren in betrouwbare signaalversterking van deze constructen 42,45,48,49. Op dat moment of daarna kan chirurgische ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De MC-RPNI is een nieuw construct dat het mogelijk maakt om de efferente actiepotentialen van een intacte, perifere motorzenuw te versterken om een exoskeletapparaat nauwkeurig te besturen. In het bijzonder verleent de MC-RPNI een bijzonder voordeel aan personen met extremiteitszwakte veroorzaakt door significante spierziekte en / of afwezigheid van spieren waar EMG-signalen niet kunnen worden geregistreerd. Het verminderen van de reeds gecompromitteerde spierfunctie zou verwoestend zijn in deze populatie; de MC-RPNI hee...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen onthullingen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs bedanken Jana Moon voor haar deskundige laboratoriumbeheer en technische assistentie en Charles Hwang voor zijn beeldvormingsexpertise. Experimenten in dit artikel werden gedeeltelijk gefinancierd door subsidies van de Plastic Surgery Foundation aan SS (3135146.4) en het National Institute of Child Health and Human Development onder awardnummer 1F32HD100286-01 aan SS, en het National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases van de National Institutes of Health onder awardnummer P30 AR069620.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
#15 ScalpelAspen Surgical, IncRef 371115Rib-Back Carbon Steel Surgical Blades (#15)
2-N-thin film load cell (S100)Strain Measurement Devices, IncSMD100-0002Meet kracht gemeten door de aangehechte spier
4-0 Chromic SutureEthiconSKU# 1654GP-3 Reverse Cutting Needle
5-0 Chromic SutureEthiconSKU# 687GP-3 Reverse Cutting Needle
8-0 Monofilament SutureAROSurgicalT06A08N14-13Zwarte polyamide monofilament naald op een draad met conische punt
Experimental RatsEnvigoF344-NH-sdRatten zijn Fischer F344 Strain
Fine Forceps - mirror finishFine Science Tools11413-11Fijne punt forceps met spiegelfinish, ideaal voor het hanteren van delicate structuren zoals zenuwen
Fluriso (Isofluorane)VetOne13985-528-40Inhalatieanesthesie
Force Measurement JigRed Rockn/aOp maat ontworpen krachtmeetapparaat dat het vastzetten van de achterpoot mogelijk maakt voor nauwkeurige spierkrachtregistratie
MATLAB softwareMathworks, IncPR-MATLAB-MU-MW-707-NNUBerekent de actieve kracht voor elke geregistreerde krachtcurve uit passieve en totale krachtmetingen
Nicolet Viasys EMG EP SystemNicoletMFI-NCL-VIKING-SELECT-2CH-EMGDraagbaar EMG en zenuwsignaal opnamesysteem dat in staat is tot gelijktijdige 2-kanaals opnames van zenuw en/of spier
OxygenCryogenic GasesUN1072Standaard medische zuurstofcilinders
Potassium ChlorideAPP Pharmaceuticals63323-965-20Injecteerbare vorm, 2 mEq/mL
Povidone Iodine USPMediChoice65517-0009-110% Topische oplossing, één fles kan voor meerdere chirurgische voorbereidingen worden gebruikt
Puralube Vet Opthalmic OintmentDechra17033-211-38Cornea beschermende zalf voor gebruik tijdens de procedure
Rimadyl (Caprofen)Zoetis, Inc.NADA# 141-199Injecteerbare vorm, 50 mg/mL
Stereo MicroscopeLeicaModel M60Gebruiker kan vergroting naar eigen voorkeur instellen
Surgical InstrumentsFine Science ToolsVariousGebruiker kan instrumenten kiezen volgens persoonlijke voorkeur of uit wat er momenteel beschikbaar is in hun lab
Triple Antibiotic OintmentMediChoice39892-0830-2De zalf wordt geleverd in steriele, wegwerpverpakkingen
Vannas Spring Scissors - 2mm cutting edgeFine Science Tools15000-04Gebogen microdissectiescharen gebruikt om het epineurale venster uit te voeren
VaporStick 3SurgivetV7015Anesthesie toren met ruimte voor isofluoraan en zuurstofcilinder
Webcol Alcohol PrepCovidenRef 6818Alcohol voorbereidingsdoekjes; gebruik een nieuw doekje voor elke voorbereiding
```

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Andersson, G. S. The burden of musculoskeletal diseases in the United States : prevalence, societal, and economic cost. American Academy of Orthopaedic Surgeons. , Rosemont, IL. (1942).
  2. Yelin, E. H., Weinstein, S., King, T. The burden of musculoskeletal diseases in the United States. Seminars in Arthritis and Rheumatism. 46 (3), 259-260 (2016).
  3. McDonald, C. M. Clinical Approach to the Diagnostic Evaluation of Hereditary and Acquired Neuromuscular Diseases. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 23 (3), 495-563 (2021).
  4. Sass, F. A., et al. Immunology Guides Skeletal Muscle Regeneration. International Journal of Molecular Sciences. 19 (3), 835(2018).
  5. Bruggeman, K. F., et al. Harnessing stem cells and biomaterials to promote neural repair. British Journal of Pharmacology. 176 (3), 355-368 (2019).
  6. Vijayavenkataraman, S. Nerve guide conduits for peripheral nerve injury repair: A review on design, materials and fabrication methods. Acta Biomaterialia. 106, 54-69 (2020).
  7. O'Dell, M. W., Lin, C. C., Harrison, V. Stroke rehabilitation: strategies to enhance motor recovery. Annual Review of Medicine. 60, 55-68 (2009).
  8. Ambrosini, E., et al. The combined action of a passive exoskeleton and an EMG-controlled neuroprosthesis for upper limb stroke rehabilitation: First results of the RETRAINER project. International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 56-61 (2017).
  9. Veerbeek, J. M., et al. Effects of robot-assisted therapy for the upper limb after stroke. Neurorehabilitation & Neural Repair. 31 (2), 107-121 (2017).
  10. Heo, P., et al. Current hand exoskeleton technologies for rehabilitation and assistive engineering. Journal of Precision Engineering and Manufacturing. 13 (5), 807-824 (2012).
  11. Kwakkel, G., Kollen, B. J., Krebs, H. I. Effects of robot-assisted therapy on upper limb recovery after stroke: A systematic review. Neurorehabilitation & Neural Repair. 22 (2), 111-121 (2007).
  12. Brewer, B. R., McDowell, S. K., Worthen-Chaudhari, L. C. Poststroke Upper Extremity Rehabilitation: A Review of Robotic Systems and Clinical Results. Topics in Stroke Rehabilitation. 14 (6), 22-44 (2007).
  13. Kalita, B., Narayan, J., Dwivedy, S. K. Development of active lower limb robotic-based orthosis and exoskeleton devices: A systematic review. International Journal of Social Robotics. 13, 775-793 (2021).
  14. Bosch, T., et al. The effects of a passive exoskeleton on muscle activity, discomfort and endurance time in forward bending work. Applied Ergonomics. 54, 212-217 (2016).
  15. Secciani, N., et al. A novel application of a surface ElectroMyoGraphy-based control strategy for a hand exoskeleton system: A single-case study. International Journal of Advanced Robotic Systems. 16 (1), 1729881419828197(2019).
  16. Bützer, T., et al. PEXO - A pediatric whole hand exoskeleton for grasping assistance in task-oriented training. IEEE 16th International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 108-114 (2019).
  17. Meeker, C., et al. EMG pattern classification to control a hand orthosis for functional grasp assistance after stroke. IEEE International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 1203-1210 (2017).
  18. Witkowski, M., et al. Enhancing brain-machine interface (BMI) control of a hand exoskeleton using electrooculography (EOG). Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 11 (1), 165(2014).
  19. Cantillo-Negrete, J., et al. Motor imagery-based brain-computer interface coupled to a robotic hand orthosis aimed for neurorehabilitation of stroke patients. Journal of Healthcare Engineering. 2018, 1624637(2018).
  20. Bhagat, N. A., et al. Design and optimization of an EEG-based brain machine interface (BMI) to an upper-limb exoskeleton for stroke survivors. Frontiers in Neuroscience. 10, 122(2016).
  21. Habibzadeh Tonekabony Shad, E., Molinas, M., Ytterdal, T. Impedance and noise of passive and active dry EEG electrodes: A review. IEEE Sensors Journal. 20 (24), 14565-14577 (2020).
  22. Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. EEG-based BCI control schemes for lower-limb assistive-robots. Frontiers in Human Neuroscience. 12, 312-312 (2018).
  23. Gwin, J. T., Ferris, D. High-density EEG and independent component analysis mixture models distinguish knee contractions from ankle contractions. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2011, 4195-4198 (2011).
  24. Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. Classification of left and right foot kinaesthetic motor imagery using common spatial pattern. Biomedical Physics & Engineering Express. 6 (1), 015008(2019).
  25. Ryser, F., et al. Fully embedded myoelectric control for a wearable robotic hand orthosis. iInternational Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 615-621 (2017).
  26. Reeves, J., Starbuck, C., Nester, C. EMG gait data from indwelling electrodes is attenuated over time and changes independent of any experimental effect. Journal of Electromyography and Kinesiology. 54, 102461(2020).
  27. Huang, J., et al. Control of upper-limb power-assist exoskeleton using a human-robot interface based on motion intention recognition. IEEE Transactions on Automation Science and Engineering. 12 (4), 1257-1270 (2015).
  28. Rodrigues, C., et al. Comparison of intramuscular and surface electromyography recordings towards the control of wearable robots for incomplete spinal cord injury rehabilitation. 2020 8th IEEE RAS/EMBS International Conference for Biomedical Robotics and Biomechatronics (BioRob). , 564-569 (2020).
  29. Rasool, G., et al. Spatial analysis of multichannel surface EMG in hemiplegic stroke. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering : A Publication of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 25 (10), 1802-1811 (2017).
  30. Stieglitz, T., et al. Non-invasive measurement of torque development in the rat foot: measurement setup and results from stimulation of the sciatic nerve with polyimide-based cuff electrodes. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (4), 427-437 (2003).
  31. Polasek, K. H., et al. Human nerve stimulation thresholds and selectivity using a multi-contact nerve cuff electrode. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 15 (1), 76-82 (2007).
  32. Kenney, L., et al. An implantable two channel drop foot stimulator: initial clinical results. Artificial Organs. 26 (3), 267-270 (2002).
  33. Ortiz-Catalan, M., et al. Patterned stimulation of peripheral nerves produces natural sensations with regards to location but not quality. IEEE Transactions on Medical Robotics and Bionics. 1 (3), 199-203 (2019).
  34. Boretius, T., et al. A transverse intrafascicular multichannel electrode (TIME) to interface with the peripheral nerve. Biosensors and Bioelectronics. 26 (1), 62-69 (2010).
  35. Petrini, F. M., et al. Six-month assessment of a hand prosthesis with intraneural tactile feedback. Annals of Neurology. 8 (1), 137-154 (2019).
  36. Jung, R., et al. Bionic intrafascicular interfaces for recording and stimulating peripheral nerve fibers. Bioelectronics in Medicine. 1 (1), 55-69 (2017).
  37. Christensen, M. B., et al. The foreign body response to the Utah Slant Electrode Array in the cat sciatic nerve. Acta Biomaterialia. 10 (11), 4650-4660 (2014).
  38. Zollo, L., et al. Restoring tactile sensations via neural interfaces for real-time force-and-slippage closed-loop control of bionic hands. Science Robotics. 4 (27), (2019).
  39. George, J. A., et al. Long-term performance of Utah slanted electrode arrays and intramuscular electromyographic leads implanted chronically in human arm nerves and muscles. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056042(2020).
  40. Wendelken, S., et al. Restoration of motor control and proprioceptive and cutaneous sensation in humans with prior upper-limb amputation via multiple Utah Slanted Electrode Arrays (USEAs) implanted in residual peripheral arm nerves. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 121(2017).
  41. Yang, Z., et al. Noise characterization, modeling, and reduction for in vivo neural recording. Proceedings of the 23rd Annual Conference on Neural Information Processing Systems (NIPS 09). , 2160-2168 (2009).
  42. Ursu, D. C., et al. In vivo characterization of regenerative peripheral nerve interface function. Journal of Neural Engineering. 13 (2), 026012(2016).
  43. Lotti, F., et al. Invasive intraneural interfaces: Foreign body reaction issues. Frontiers in Neuroscience. 11, 497-497 (2017).
  44. Stiller, A. M., et al. A meta-analysis of intracortical device stiffness and its correlation with histological outcomes. Micromachines. 9 (9), 443(2018).
  45. Kung, T. A., et al. Regenerative peripheral nerve interface viability and signal transduction with an implanted electrode. Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (6), 1380-1394 (2014).
  46. Kubiak, C. A., Kemp, S. W. P., Cederna, P. S. Regenerative peripheral nerve interface for management of postamputation neuroma. JAMA Surgery. 153 (7), 681-682 (2018).
  47. Vu, P. P., et al. A regenerative peripheral nerve interface allows real-time control of an artificial hand in upper limb amputees. Science Translational Medicine. 12 (533), (2020).
  48. Svientek, S. R., et al. Fabrication of the composite regenerative peripheral nerve interface (C-RPNI) in the adult rat. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (156), e60841(2020).
  49. Ursu, D., et al. Adjacent regenerative peripheral nerve interfaces produce phase-antagonist signals during voluntary walking in rats. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 33(2017).
  50. Vu, P. P., et al. Closed-loop continuous hand control via chronic recording of regenerative peripheral nerve interfaces. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 26 (2), 515-526 (2018).
  51. Urbanchek, M. G., et al. Development of a Regenerative Peripheral Nerve Interface for Control of a Neuroprosthetic Limb. BioMed Research International. 2016, 5726730(2016).
  52. Kubiak, C. A., et al. Physiologic signaling and viability of the Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) for intact peripheral nerves. Journal of Neural Engineering. 18 (4), (2021).
  53. Rocha, J. A., et al. Diagnostic investigation and multidisciplinary management in motor neuron disease. Journal of Neurology. 252 (12), 1435-1447 (2005).
  54. Haastert, K., et al. Nerve repair by end-to-side nerve coaptation: histologic and morphometric evaluation of axonal origin in a rat sciatic nerve model. Neurosurgery. 66 (3), 567-576 (2010).
  55. Hayashi, A., et al. Collateral sprouting occurs following end-to-side neurorrhaphy. Plastic and Reconstructive Surgery. 114 (1), 129-137 (2004).
  56. Hu, Y., et al. Regenerative peripheral nerve interface free muscle graft mass and function. Muscle & Nerve. 63 (3), 421-429 (2021).
  57. Carr, M. M., et al. Strain differences in autotomy in rats undergoing sciatic nerve transection or repair. Annals of Plastic Surgery. 28 (6), 538-544 (1992).
  58. Sporel-Özakat, R. E., et al. A simple method for reducing autotomy in rats after peripheral nerve lesions. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2), 263-265 (1991).
  59. Lemon, R. N., Mantel, G. W. H., Rea, P. A. Recording and identification of single motor units in the free-to-move primate hand. Experimental Brain Research. 81 (1), (1990).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Muscle Cuff RPNINerve Signal AmplificationCompound Muscle Action PotentialsMotor Intent DetectionExoskeleton ControlMuscle GraftEpineurial WindowElectrophysiologic TestingNeuromuscular Junctions

Gerelateerde artikelen