Chemotaxis is belangrijk voor de kolonisatie van plantengroeibevorderende rhizobacteriële (PGPR) op wortels en voor het begrijpen van plant-microbe interacties1. Een klasse van verbindingen met een laag molecuulgewicht (chemoattractanten) in plantenwortelexsudaten induceert de chemotactische beweging van PGPR naar de rhizosfeer2. Appelzuur, citroenzuur en andere componenten in de wortelexsudaten stimuleren chemotaxis van Bacillus-stammen3. Glucose, citroenzuur en fumaarzuur in maïswortelexsudaten rekruteren bijvoorbeeld bacteriën naar het worteloppervlak4. D-galactose, dat is afgeleid van wortelexsudaten, induceert de chemotaxis van Bacillus velezensis SQR95. Organische zuren, waaronder fumaraat, appelzuur en succinaat, beïnvloeden chemotaxis en kolonisatie van verschillende PGPR in het Cajanus cajan - Zea mays intercropping-systeem6. Oleanolic acid in rijstwortel exsudaten, werkt als een chemoattractant voor de stam FP357. Andere plantenexsudaten (waaronder histidine, arginine en aspartaat) kunnen een cruciale rol spelen in de chemotactische respons van bacteriën8. Plantenexsudaten functioneren als een signaal om de beweging van bacteriën te sturen, wat de eerste stap is tijdens de kolonisatie van de rhizosfeer. Plantenkolonisatie door PGPR is een proces van enorme relevantie, omdat PGPR gunstig is voor de plantgastheer.
Veel methoden zijn gebruikt voor het analyseren van bacteriële chemotaxis. De zwemplaatmethode is een van de eerder beschreven methoden9. Bij deze methode werden platen gemaakt met een halfvast medium. Een chemotactische buffer met agar (1,0%, w/v) werd aan de plaat toegevoegd. De buffer wordt verwarmd en vervolgens gemengd met het chemoattractant. Vervolgens werd 8 μL bacteriesuspensie druppelsgewijs aan het midden van de plaat toegevoegd en werd de plaat bij 28 °C in een incubator geplaatst. De plaat werd regelmatig geobserveerd en gefotografeerd. De experimentele cyclus van de zwemplaatmethode was echter erg lang. Bij de capillairachtige methode10 dient een pipetpunt als kamer voor het vasthouden van 100 μL bacteriële suspensie. 1 ml spuitnaald werd gebruikt als capillair. Een spuitnaald met chemoattractanten met verschillende concentratiegradiënten werd in de pipetpunt van 100 μL ingebracht. Na incubatie bij kamertemperatuur gedurende 3 uur werd de naald van de spuit verwijderd, de inhoud werd verdund en op het medium verguld. De bacteriële accumulatie in de spuit werd weergegeven door kolonievormende eenheden (CFU's) in de platen. De experimentele fout binnen replicaties voor de capillair-achtige methode was echter groot. Een andere methode gebruikte een microfluïdisch SlipChip-apparaat11. Kortom, runderserumalbumine (BSA) oplossing werd in alle kanalen geïnjecteerd en verwijderd met behulp van een vacuüm. De oplossingen die verschillende chemoattractanten bevatten (1 mM concentratie alleen voor kwalitatieve detectie), bacteriële cellen gesuspendeerd in fosfaat-gebufferde zoutoplossing en fosfaat gebufferde zoutoplossingbuffer (negatieve controle) werden toegevoegd aan respectievelijk de bovenste, middelste en onderste microwells. Incubatie werd vervolgens uitgevoerd in een donkere omgeving bij kamertemperatuur gedurende 30 minuten. De bacteriële cellen werden vervolgens gedetecteerd in de microwells. Het microfluïdische SlipChip-apparaat was echter duur. Daarom had elk van de hierboven beschreven methoden voor- en nadelen.
We hebben een verbeterde chemotaxis-test vastgesteld voor de snelle identificatie van rhizobacteriële chemoattractanten in wortelexsudaten met behulp van steriele glasglaasjes zonder ingewikkelde stappen. In deze studie, door middel van meerdere vergelijkingen van experimentele resultaten, overwon de methode meerdere tekortkomingen van traditionele bacteriële chemotaxismethoden. De methode verminderde de fout van het tellen van platen en verkortte de experimentele cyclus. Daarom kan deze nieuwe methode, indien gebruikt om een chemoattractante stof te identificeren, 2-3 dagen besparen en de kosten van experimentele materialen verlagen.